Ein Stück Lindenholz/Rinde

Es gibt 36 Antworten in diesem Thema, welches 9.055 mal aufgerufen wurde. Der letzte Beitrag () ist von melanieoderimmer.

    • Offizieller Beitrag

    Hallo zusammen, ganz besonders die Freunde des "Kleinzeugs" ;)


    Auf unserem Schulhof musste eine große Linde gefällt werden. Total schade, da eigentlich gesund (keine Fäulnis, kein Pilzbefall, zumindest kein parasitischer), aber leider hatte sie im unteren Teil einen Riss, der sich tief hineinzog und darum keine Standsicherheit mehr gewährleistet war.


    Nungut. Ich hab mir dann ein Stück Holz mit bemooster Rinde aus dem Rissbereich mitgenommen, da es die einzige Stelle war, an der ich überhaupt irgendeinen Pilz mit bloßem Auge sehen konnte. Ist es nun der Wirre (Merismodes confusa), oder der gelbbraune Haarschüsselrasen (Merismodes anomala) Keine Ahnung. Irgendwie waren sie wohl nicht richtig reif, ich hab keine Sporen finden können.


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    Ebenfalls mit bloßem Auge, nur mit etwas Verzögerung, ließ sich dann auch dieser Kleine am anhaftendem Moos finden. Ist es der blasse Adermossling? aber da passen die Sporenmaße nicht. 10-10,5 m µ x 7,5-8,5 m µ
    Edit: Pablo hat mir die Augen geöffnet. Ich dachte nur: Moos, klein, Moosling! Wlecher? mh....der Blasse scheint so klein daher kommen zu können......dabei überhaupt nicht gemerkt, das die Sporenfarbe den schon ausschließt!
    Also: Chromocyphella muscicola, Moosbewohnendes Flaumschälchen

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    mit Melzers passiert das: Inhalt wird sichtbar


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    Beim rumsuchen unter der Stereolupe: (und dann auch mit bloßem Auge wiederentdeckt :D ) eine Nectria würde ich sagen.
    Keine Ahnung, womit ich die am besten schlüsseln sollte (genau so wenig, wie bei den anderen hier).
    Hier hab ich auch nur reingeguckt und gedacht: hübsch :D Und keine Sporen gemessen :haue:


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    Dann saß da genau ein FK von einer Mollisa (oder?) Da konnte ich irgendwie überhaupt nichts gescheites sehen, dann rief ein Kind und Ende. :rolleyes:


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    Nächster Tag, Holz nochmal unter die Lupe, in kleinen Schrittchen abgesucht.
    Da! Was winzig kleines, knopfiges in durchscheinend weiß. Ich hatte ihn unter dem Mikro und auch Fotos gemacht, aber die muss ich beim übertragen übersehen haben und hab anschließend die Karte mal wieder formatiert....weg sind se, die Bilder :cursing: . Aber evtl. lassen sich noch weitere davon finden, hab ja nicht alle abgemacht, Holz liegt draußen unter feuchtem Laub....


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    Und dann tatsächlich noch ein Winzling. Obwohl so schwarz, wie die Nacht, mit bloßem Auge kaum auszumachen, schon garnicht als Becherchen, höchstens als schwarzes Pünktchen. Hier gefielen mir dann die Schläuche, oder besser Säckchen, besonders gut, weil ich sowas noch nicht unter dem Mikroskop hatte :)


    Hier hab ich auch mal wieder gemessen und komme auf 2,2-3 m µ x 1-1,2 m µ


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    Ich denke, um irgendwas davon zu bestimmen, fehlen wichtige Angaben und die Erfahrung, nach was ich wo genau suchen und dann anschließend schlüsseln sollte.
    Vielleicht hat ja trotzdem jemand die ein oder andere Idee? :saint:


    Faszinierend, wieviele Arten auf so einem kleinen Stück Holz zu finden sind! Und das sind sicher noch nicht alle!


    Ich verstehe, warum Ingnolm zum Beispiel nur mal flux eine halbe Stunde ein paar Schritte geht und dann anschließend trotzdem zu viel hat :D


    liebe Grüße,
    Mählanie

    Gnolmige Gnüße, Gnelmanie die Rote

    "In den Wäldern sind Dinge,
    über die nachzudenken,
    man jahrelang im Moos liegen könnte."

    -Franz Kafka-
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    Keine Verzehrfreigabe im Internet! Hier, PSV-Liste, findest du deinen nächsten Pilzsachverständigen

    Einmal editiert, zuletzt von melanieoderimmer ()

    • Offizieller Beitrag

    Hallo, Melanie!


    Was nun jetzt confusa und was anomalus ist, da habe ich keine Ahnung. Da bin ich ungefähr auf >Björns Wissensstand von 2013<, kann aber gut sein, daß da neuere Untersuchungen mehr Klarheit geschaffen haben.
    Den kleinen weißen Braunsporer an Moos hatten wir beim Modditreffen, soviel mal als Tip dazu. ;)
    Arrhenia niemals braunsporig und Sporen erst recht nicht warzig.


    Der Schwarze am Ende gehört irgendwie bei den Patellariaceae rein, aber frag mich nicht, in welche Gattung.



    LG, Pablo.

  • Hallo Melanie,


    leider kann ich auch nicht mehr beitragen, als Pablo. Außer vielleicht dass Nectrias kaum zu bestimmen sind.


    Allerdings kann ich meine Hochachtung ausdrücken, was Du inzwischen mit Mikroskop und Fotoapparat leisten kannst. Das ist schon professionell.


    Und nu warten wir auf Ingo. :)

  • Hallo Melanie!


    Zitat


    Ich verstehe, warum Ingnolm zum Beispiel nur mal flux eine halbe Stunde ein paar Schritte geht und dann anschließend trotzdem zu viel hat


    Die meisten denken ja immer, ich übertreibe.
    Und die kleine Welt unter der Stereolupe, am besten, wenn noch was rumkrabbelt dazu von den Springschwänzen oder Milben oder gar Mehr-als-8-füßern, ist schon faszinierend.
    Das ist dann wie so Unterwasserfilme mit bunten Korallen, wenn man die hübschen Flechten und Moose so groß sieht.


    Aber zum Thema:
    Bei Merismodes kannst du mal versuchen, nur Fruchtschicht aus so einem der größten offenen Becherchen herauszukratzen.
    Eigentlich solltest du schon Sporen haben, denn die Basidien auf dem letzten Mikrobild zur Art haben ja schon schöne lange Sterigmen.
    Vielleicht etwas mit dem Feintrieb hin und herspielen und die Augen auf hyaline Sporen einstellen, also die Sporen sind durchsichtig, nicht so schön braun wie die folgenden Chromoscyphella-Sporen.
    http://asco-sonneberg.de/pages…group_id=31851&position=5


    Die Nectria ist eine Wissenschaft für sich, die folgenden 2 halte ich für Becher die zu einer Flechte gehören.
    Kannst du überprüfen, wenn du Lugol/ Melzer ranschüttest, dann wird im Präparat ziemlich (rosa)braun oder blau.


    Sowas wie den weißen hatte ich letztes Jahr auch mal angeschaut, also so weiße Flechtenbecher und ähnliches.
    http://asco-sonneberg.de/pages…-150101-tr-01xsj38038.php
    http://asco-sonneberg.de/pages…50325-fpr-01xsjj38239.php


    Die Mollisia sieht interessant aus, aber das sage ich eigentlich zu fast jeder.
    So trockentolerant wachsend und eher einzeln könnte es vielleicht Mollisia ligni (Holz-Weichbecherchen) sein:
    http://asco-sonneberg.de/pages…51123-01xsmcoljj38672.php


    Den Fund könnte man zumindest erstmal in der Gattung festnageln, wenn du dir ein kleines Stück der Fruchtschicht des frischen Bechers anschaust wegen der lichtbrechenden Vakuolen in den Paraphysen.


    VG Ingo W

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    "Pilz nur von oben ist wie Käfer nur von unten"

    150-15 (APR 2022) = 135-5 (GnE-Wette verloren "über 11 gelöst") = 130 + 4 (am nächsten an der 222.Schnapps-Punktzahl) = 134 + 7 (7.Platz im APR 2022) = 141 + 4 (KISD-Prozente von GnE) = 145 -15 (APR 2023) = 130 + 3 (10. Platz) = 133 + 3 (Unbewusst-Phal) = 136 + 5 (Lupus-Wette-APR-Sieger=ü300) = 141 + 5 (GnE-Gewinnsteuer-APR23) = 146 + 7 (Phalplatz 1) = 153

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  • Hallo,


    was die "Merismodes" angeht: die sollte m.E. makroskopisch braune Haare haben mit abgesetzten Endzellen.


    Die beiden gezeigten Mikrobilder der Haare kann ich nicht recht deuten - sie sind doch recht verschieden.
    Nur vom Foto der Fruchtkörper und dem 2. Mikrobild mit den zylindrischen Haaren würde ich den Pilz eher in Lachnella suchen (ein Basidomycet, nicht zu verwechseln mit dem Asco Lachnellula).



    Gruß,



    Wolfgang

  • Hallo Wolfgang!

    Zitat


    was die "Merismodes" angeht: die sollte m.E. makroskopisch braune Haare haben mit abgesetzten Endzellen.


    Hast du nicht das 1. Mikrobild gesehen?
    Da sieht man die braunen Haare und die aufgeblasene hyaline Apikalzelle bei mindestens 4 Haaren.
    Freilich kann das alles noch optimaler dargestellt werden, bei zweien sieht die apikale Zelle kollabiert aus, bei zweien ist sie noch schön blasig, aber nicht recht in Szene gesetzt.


    Damit die anderen wissen, wovon geplaudert wird, hier mal die z.T. blasigen hyalinen Enden mancher Haare bei Merismodes:
    http://asco-sonneberg.de/pages…roup_id=38688&position=24


    Die etwas fremde (zu helle) Farbe der "Becher" im Makro sind wohl dem Umstand geschuldet, dass die Beleuchtung der Stereolupe nicht mit dem Weißabgleich vom Fotoapparat abgeglichen ist.
    Sag ich jetzt mal so, weil ich den Effekt von meinen Bildern durch die Stereolupeher auch kenne.


    Viele Grüße
    Ingo W

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    • Offizieller Beitrag

    Lieber Pablo,
    danke für den Schubs in die richtige Richtung! Wie könnt ihr euch das nur immer alles merken??? :shy:


    Ralf! Du übertreibst :shy: Das ist alles noch so dermaßen unstrukturiert und ohne klare Vorstellung von dem, was ich eigentlich suche oder dann tatsächlich sehe!
    Ich würde am liebsten einfach nur finden, unters Mikro, alle Reagenzien durchprobieren, die ich habe, alles fotografieren und dann nur noch die Bilder zeigen. Aber die eigentliche Arbeit beginnt ja dann erst! Und das ist mir noch viel zu undurchsichtig :( Und eigentlich mag ich nichts zeigen, wo ich nicht zumindest eine klitzekleine Idee zu habe, darum zeig ich auch so wenig von meinen Versuchen :whistling:


    Die meisten denken ja immer, ich übertreibe.
    Und die kleine Welt unter der Stereolupe, am besten, wenn noch was rumkrabbelt dazu von den Springschwänzen oder Milben oder gar Mehr-als-8-füßern, ist schon faszinierend.
    Das ist dann wie so Unterwasserfilme mit bunten Korallen, wenn man die hübschen Flechten und Moose so groß sieht.


    Jaaa! Da war z.b. eine knallorange-rote Milbe, die sah irre aus! Und eine kleine Braune, ziemlich stachelig :D Die sind nur so Kamera- (oder wohl eher Licht-) scheu :rolleyes:



    Aber zum Thema:
    Bei Merismodes kannst du mal versuchen, nur Fruchtschicht aus so einem der größten offenen Becherchen herauszukratzen.
    Eigentlich solltest du schon Sporen haben, denn die Basidien auf dem letzten Mikrobild zur Art haben ja schon schöne lange Sterigmen.
    Vielleicht etwas mit dem Feintrieb hin und herspielen und die Augen auf hyaline Sporen einstellen, also die Sporen sind durchsichtig


    Von dem sind ja noch genug da, ich werde es mal versuchen (wobei, die sind so klein! Ob ich da nur die Fruchtschicht erwische, daran hege ich Zweifel :D )
    Und natürlich muss ich dann noch mal ordentlicher arbeiten, damit ich evtl. die Lachnella, die Wolfgang vorgeschlagen hat, belegen, oder ausschließen kann! Danke dir, Wolfgang, für den Tipp!



    Die Nectria ist eine Wissenschaft für sich, die folgenden 2 halte ich für Becher die zu einer Flechte gehören.
    Kannst du überprüfen, wenn du Lugol/ Melzer ranschüttest, dann wird im Präparat ziemlich viel blau oder (rosa)braun.


    Das klingt, als wäre es leicht überprüfbar und wird die Tage noch nachgeholt! Zumindest wenn ich die FK wiederfinde :/




    wie schade, das ich von dem keinen Zweiten FK hab entdecken können. Aber vielleicht kommt ja noch was nach!



    Ich versuche, dran zu bleiben!


    liebe Grüße,
    Melanie

  • Hallo Melanie!


    Zitat


    Ich würde am liebsten einfach nur finden, unters Mikro, alle Reagenzien durchprobieren, die ich habe, alles fotografieren und dann nur noch die Bilder zeigen.


    Mag ich dir eigentlich nicht so recht glauben.


    Zitat


    Aber die eigentliche Arbeit beginnt ja dann erst! Und das ist mir noch viel zu undurchsichtig


    Vielleicht gibt es ja trotzdem jmdn., der klarer durchguckt. Dann geht`s wahrscheinlich etwas schneller beim Bestimmen und du merkst fixer, worauf es ankommt.


    Zitat


    (wobei, die sind so klein! Ob ich da nur die Fruchtschicht erwische, daran hege ich Zweifel


    Alte Diabetiker-Spritzen oder sowas ähnliches ist da gut.
    Ist auch egal, wenn es nicht perfekt klappt, bloß diese riesiglangen Haare sind im Präparat meist lästig dominant.


    Den Mersimodes könntest du heute noch einloggen, wenn du Zeit hast, und bei einer Extremform der Sporen landest.
    Die Chromoscyphella dürfte ja weitestgehend klar sein und gilt ja fast schon als bestimmt.


    Beim schwarzen Becher ruder ich mal etwas zurück, das ist wahrscheinlich nicht direkt eine Flechte.
    War der weich? Oder eher elend zäh?


    VG Ingo W

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    Danke Gningo :D
    [hr]

    Beim schwarzen Becher ruder ich mal etwas zurück, das ist wahrscheinlich nicht direkt eine Flechte.
    War der weich? Oder eher elend zäh?


    VG Ingo W


    Ich meine, der war eher weich, ließ sich recht gut quetschen, obwohl er dabei doch noch recht kompakt blieb :/
    [hr]
    so, der kleine haarige braune, der rasig wächst, will seine Fruchtschicht nicht so recht frei geben. Alle FK sind relativ weit geschlossen, trotz Feuchtigkeit. Und wenn ich mit der Nadel versuche etwas herauszukratzen, bleibt der halbe Becher mit dran kleben.


    Aber ein Sporen habe ich sehen können:


    hier in Kongorot:


    hier zwischen den Haaren:


    Und den kleinen Schwarzen hab ich auch nochmal, den finde ich persönlich ja irgendwie besonders spannend. Die Sporen färben sich um, werden immer dunkler (geht das auch anders herum, das dunkle Sporen bei Reife hylin werden z.b.?)




    Und dann hab ich etwas Melzer genommen..... 8|


    Die Schläuche färben dunkelblau um!



    Also tatsächlich Flechte?


    Und lieber Ingo, an dem kleinen Stückchen, das ich in der Dose "halte" war dann auch noch ein kleiner Grauer dabei!


    Bevor ich den vermatsche, wie genau soll ich vorgehen?


    liebe Grüße und danke für ´s erklären! :)

  • Hallo Melanie!


    Also der schwarze hat dann also doch gewaltig mit Flechten zu tun, also was lichenisiertes, denn diese wunderschöne Amyloidreaktion passiert eben bei denen.
    Der Weiße sollte sich ähnlich benehmen.


    Bei Merismodes ist doch schon mal gut, wenn wir Sporen haben. Aus der Ferne sieht ´s wie anomala-Sporen aus,
    http://asco-sonneberg.de/pages…roup_id=16111&position=19
    Vermessen darfst du dann noch bei Ölimmersion 1000fach.


    Bei der Mollisia bedenken wir zu Anfang, dass der locker für 4 bis 5 Präparate reicht, nicht dass du mit dem Material "rumschweinst" :)


    Wir fangen an, mit einer Rasierklinge am Rand ein kleines Stück abzuschneiden, um ein Quetsch-Präparat zu machen.
    Darin wirst du die Zellen der Außensete finden (+- kugelig), Zellen am Rand wahrscheinlich mit Inhalt und stellenweise auch Fruchtschicht, also Säcke mit 8 Sporen, die Paraphysen sind dazwischen.


    Bilder dazu zeigen.
    Lugol und KOH (3%, 5% oder zur Not 10%) bereithalten.
    Bei eventuellen Abbruch der Aktion (weil die Anna wieder da ist oder so) unbedingt Becher wieder in ein dichtes Plasteschächtelchen tun, wo es nicht austrocknet.

    VG Ingo W

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    Mit dem befasse ich mich dann morgen, oder Freitag....so lange wird er sich doch halten? Heute schaff ich das nicht mehr ordentlich und schweine dann doch nur rum 8| Dafür bin ich zu müde :shy:


    Eine super Anleitung, das gibt mir eine Linie, an der ich mich lang arbeiten kann, danke! :Kuschel:


    liebe Grüße,
    Melanie

  • Hallo Melanie!


    Zitat


    Das ist nicht so einfach. Bei dem Objektiv seh ich irgendwie nicht scharf, bleibt alles leicht verschwommen, was mich irre macht


    Du kennst dich aus mit der Vorgehensweise, also Tropfen Immersionsöl auf das Deckglas und 1000-er einschwenken?


    Zitat


    Mit dem befasse ich mich dann morgen, oder Freitag....so lange wird er sich doch halten?


    Ja, mit Substrat hält der sich ´ne Zeit.
    Wenn er nicht gerade zu warm steht noch länger und Licht durch den Deckel wirkt auch positiv.
    Ich lotse dich mal zu den Strukturen, die du dann so sehen müsstest.
    Das hier z.B. sind die lichtbrechenden Inhalte in den Paraphysen:
    http://asco-sonneberg.de/pages…group_id=38499&position=2
    Ist übrigens auch eine Art, die es sein könnte, wobei die eher an Holz mit reichlich Bodenkontakt wächst.


    VG Ingo W

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  • Mmh, das sollte so natürlich nicht sein.
    Ich geh mal davon aus das du normales Immersionsöl verwendest. Schwenkst du das Objektiv dann von der Seite in den Tropfen ein oder senkst du es über die Triebe ab?
    Wichtig ist auch das kein Wasser aus dem Präparat in das Öl gerät, auch das führt zu optischen Irritationen.
    Und sehr gründlich gequetscht muss das Präparat sein sonst bekommst du aufgrund der extremgeringen Schärfentiefe kein vernünftiges Bild.........
    Verwendest du ein Radiergummi zum quetschen? Manche Gummies hinterlassen einen Abdruck auf dem Deckglas der dann auch das Bild massiv stören kann. Ich hab mein Quetschgummi in dünnes Pergamentpapier eingepackt( das lag zwischen den Objektträgern) und das klappt super.

  • Hallo Melanie


    Da fällt mir nur eins ein: "Warum in die Ferne schweifen?" Ich finde toll, was Du uns da zeigst und mit welcher Begeisterung Du Dich damit befasst. Leider kommen die Kleinen bei mir meistens zu kurz aber durch solche Beträge erwacht doch immer wieder das Interesse, wozu natürlich auch die Tipps von Ingo beitragen.
    Das Depot ist ja jetzt wohl out :giggle: .


    LG Karl

  • Hallo!


    Oder falls noch jmd. Zeit überbrücken will.
    Bis hierher bin ich beim Lichenisierten Schwarzen gekommen, ....
    https://www.google.de/search?q…_AUICCgC&biw=1400&bih=764
    .....aber jetzt bräuchte es noch was vielsporiges.


    VG Ingo W


    Auf der cubby-Version von "veritas" habe ich sowas ähnliches gefunden:
    https://www.cubbyusercontent.c…actylosporaceae/128spored

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    • Offizieller Beitrag

    Hallo.


    Spannend, interessanter Hinweis mit der extremen Jod - reaktion, Ingo!
    Auch für mich mal wieder sehr hilfreich. Und erklärt auch, warum da so viele Sporen pro Ascus eingebaut sind, was ansonsten gar nicht gepasst hätte.



    LG, Pablo.

  • Hallo Pablo!


    Naja, was heißt nicht gepasst. Es gibt schon auch Becherchen, die bezüglich der Sporen im Ascus anderszählig als 8 sind, also 4-, 16-, 32-, 64-, 128- (usw.)-sporig. Bei den helotialen Bechern halt nicht so häufig wie z.B. bei den Dungi-Fungis.


    Wie das jetzt genau zusammenhängt mit solchen Bechern, die sich schon teilweise verhalten wie lichenisierte Ascos, aber gar keinen Partner haben, habe ich bisher selbst nicht recht verstanden.
    Ich denke mal, dass die irgendwo dazwischen stehen.
    Diese Sarea auf Harz (in PdS = Biatorella) gehört z.B. dazu ....
    http://asco-sonneberg.de/pages…sinae-100807-01xs9611.php
    ....oder bei den Höhlenbechern geht das auch schon los:
    http://asco-sonneberg.de/pages…group_id=34721&position=2


    Um bei Melanies schwarzen Becher vielleicht weiterzukommen, müsste man erst mal schauen, ob da nicht vielleicht doch ein Partner mit drauf ist und das ganze als "richtige" Flechte durchgeht, also man müsste vielleicht mal ein Übersichtsbild haben.


    VG Ingo W

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    Puh...


    so viel zu lesen habt ihr mir gegeben, besonders Ingnolm :cool:


    Ich versuchs mal der Reihe nach und zeige dann gleich mal die Bilder von meinen Mikroskopierversuchen heute morgen.


    Die etwas fremde (zu helle) Farbe der "Becher" im Makro sind wohl dem Umstand geschuldet, dass die Beleuchtung der Stereolupe nicht mit dem Weißabgleich vom Fotoapparat abgeglichen ist.
    Sag ich jetzt mal so, weil ich den Effekt von meinen Bildern durch die Stereolupeher auch kenne.


    Viele Grüße
    Ingo W


    Das ist sogar sehr wahrscheinlich. Die Bilder durch die Okulare, egal ob Stereolupe oder Mikroskop, mache ich mit der kleinen Knipse, die kann ich nur schwer abgleichen, vorallem müsste ich das jedes mal neu machen, wenn ich sie einschalte (und sie schaltet sich nach ein paar Sekunden automatisch ab, also so gut wie bei jedem Fot), da sie die Einstellungen nicht speichert. Es ist schon nervig, jedes mal erst den Blitz auszuschalten und den 2Sek verzögerten Auslöser einzustellen :rolleyes:
    Die Lichtquelle zur Lupe ist eine LED-Lampe.



    Du kennst dich aus mit der Vorgehensweise, also Tropfen Immersionsöl auf das Deckglas und 1000-er einschwenken?


    Ja, ich weiß, wie ich mit dem Objektiv arbeiten muss. Allerdings schwenke ich nicht ein, sondern mache es mit dem Feintrieb, um gleich auch Björns Frage zu beantworten. Und um die andere Frage von Björn zu beantworten: Ja, mit Radiergummie, ja, ich schütze das Deckglas (allerdings mit dem Zewa, das ich eh immer griffbereit habe)


    Lieber Karl, danke für dein anspornen! :):Kuschel:
    Depot out??? 8|:DNever ever!!!



    also, Dactylospora spec. sieht doch schon nicht schlecht aus! Danke Ingo, für die weiterführenden Links!


    [quote='Ingo W','https://www.newboard.pilzforum.eu/board/index.php?thread/&postID=314374#post314374']
    Um bei Melanies schwarzen Becher vielleicht weiterzukommen, müsste man erst mal schauen, ob da nicht vielleicht doch ein Partner mit drauf ist und das ganze als "richtige" Flechte durchgeht, also man müsste vielleicht mal ein Übersichtsbild haben.
    [/qoute]
    Das ist erstmal nicht möglich, es sei denn, es kommen auf dem großen Stück noch welche nach, oder ich entdecke noch welche.
    Die waren nämlich so winzig, das ich das Fitzelchen Holz, auf dem sie saßen, rausgeprockelt und in ein kleines Döschen umgepackt hatte, sonst hätte ich sie nur schwer wieder gefunden.


    Danke liebe Hexenschwester! :)



    Also, nun das, was ich noch zu zeigen habe....
    Leider, lieber Ingo, fehlt mir definitiv die Übung mit solchen Winzigkeiten (selbst die Spitze der Kanüle wird riesig dagegen 8| ) und ich habe "rumgeschweint" :shy: So blieben mir genau zwei Stückchen von der armen zerstückelten Mollisia.


    In H2O:




    und mit Lugol:


    mit KOH 3% hab ich irgendwie keine Reaktion erkennen können :/


    Bei suchen nach einer weiteren Mollisia auf dem größeren, im Döschen gelagerten, Holzprobe, fand ich dann noch einige der kleinen Weißen.


    mal ein "Übersichtsbild". Irgendwie scheint es, als sei über der Fruchtschicht ein Deckel:


    In H2O


    dann hab ich Lugol ausprobiert, kaum eine Reaktion:


    Der Inhalt der Paraphysen wird allerdings dunkel. Und rundum kleine Pünktchen, evtl. Bakterien?, die sich lustig wackelnd langsam bewegen :D


    Dann hab ich Melzers probiert. Dafür hatte ich die Probe diesmal ohne Wasser, erstmal in Melzers "eingelegt", anschließend gespült und dann erst Deckgläschen drauf. Sonst lasse ich es seitlich unters Gläschen laufen und ziehe es anschließend mit Zewa ab.
    Ich dachte, jetzt müsste es sehr gleichmäßig überall angekommen sein....aber irgendwie sind die Reaktionen sehr merkwürdig unterschiedlich (und ja, es ist alles die selbe Probe)



    Mehr hab ich erstmal nicht.
    Da dieses Stückechen Holz so viel zu bieten hat, denke ich aber optimistisch, das ich vielleicht, mit Ingos konkreten Hinweisen, worauf ich beim nächsten mal den Fokus legen muss und mit den Hinweisen, welche Reagenzien, wann zum Einsatz kommen sollen, doch noch mehr rausholen kann. :)


    liebe Grüße und danke für eure Geduld! :saint:


    Melanie

    • Offizieller Beitrag

    Hallo, Melanie!


    Die Lugol - Reaktion einzelner Strukturen ist manchmal ein wenig träge. Das dauert, bis sich da alles eingefärbt hat, und wenn die letzten Ascuspori mal blau werden, entfärben sich andere schon wieder.
    Wichtig ist, daß da überhaupt eine Reaktion zu sehen ist.
    Und die ist manchmal halt auch nur sehr fein, bei der kürzlich untersuchten Arachnopeziza bei mir wars nur ein winziger, blauer Punkt. Da war ich in Versuchung, mal mit Einschlaglupe durchs 100er zu gucken.
    Hast du eigentlich mal versucht, dein 100er zu reinigen?
    Da gibt es allerdings ganz konträre Ansichten, was nun gut fürs Objektiv ist und was nicht.



    LG, Pablo.

    • Offizieller Beitrag

    Hast du eigentlich mal versucht, dein 100er zu reinigen?
    Da gibt es allerdings ganz konträre Ansichten, was nun gut fürs Objektiv ist und was nicht.


    LG, Pablo.


    Klar, hab ich mit dem Gedanken gespielt. Aber die Sorge, es zu verschlimmbessern hielt mich noch zurück.
    Wie genau hast du denn gedacht?

    • Offizieller Beitrag

    Hi.


    Ehrlich gesagt: Nachdem ich mal unterschiedliche Meinungen dazu im Mikro - Forum gelesen hatte, habe ich mich zur konservativen Option entschlossen: Gar nicht. Ab und an wische ich mit einem trockenen Taschentuch überschüssiges Öl weg. Nicht mehr. ;)
    Bislang volle Sicht voraus.
    Wenn ich was nehmen würde: Wahrscheinlich Spüli. Das tut meinen Weingläsern auch nicht weh. Reinigungsalkohol kann ich mir nicht vorstellen, daß das gut ist. Ebensowenig irgendwas mit hohem ph - Wert.
    Aber im Notfall: Ein kostengünstiges gebrauchtes 100er für dein Modell sollte ja nicht die Welt kosten.



    LG, Pablo.

    • Offizieller Beitrag

    Nach Benutzung wische ich das Öl ebenfalls einfach mit einem trockenen Papiertuch ab.
    Ich hab auch schon ein wenig des Wundbenzins und mit Augenwatte drüber gewischt. Hat nichts geändert.


    Irgendwann wird wohl ein neues-gebrauchtes her müssen....

    • Offizieller Beitrag

    Hallo Melanie,


    mein Mikroskopiementor nimmt für die Reinigung von Objektiven ausschließlich Wasser mit etwas Spüli und ggf. Wundbenzin. Was "schärferes" löst nur den Kitt der Linsen auf.


    l.g.
    Stefan