Hallo Martin,
vom Bild her ist mir sofort lividoalbum in den Sinn gekommen, aber dafür wären die Sporen etwas zu klein.
Vielleicht sind sie aber auch einfach noch nicht reif, die Fruchtkörper sehen recht jung aus.
Was Du an der Schneide zeigst, sind m.E. Basidiolen, die noch keine Sterigmen ausgebildet haben.
Gruß,
Wolfgang
Hallo Tobi,
danke für die Bilder und **neid**
H. citrinovirens hatte ich noch nie in der Hand.
Gruß aus der Steppe,
Wolfgang
Hallo Beorn,
tolle Bilder!
der "rubellus" ist aber fast sicher auch eine Dermocybe, ich tippe mal auf tubarius oder huronensis, also einer mit jung olivgrünen Lamellen.
Diese beiden "Zwillinge" sind nur schwer auseinanderzuhalten. C. rubellus hätte einen spitzeren Buckel und mehr rötliche als olivene Farben, und der (hellgelbe) Ethanol-Extrakt im UV ein farbenfrohes Spektrum, während die eher bräunlichgelben Extrakte von tubarius und huronensis im UV nicht so auffällig sind.
Gruß,
Wolfgang
Hallo an alle,
ich bin gerade erst auf diesen Thread aufmerksam geworden, daher ein etwas verspäteter Kommentar:
Ja, die ITS zu sequenzieren ist eine preisgünstige Routinemethode. Der Vergleich der Sequenz mit einer Datenbank ist ebenfalls einfach. Zwischendrin ist aber kommerzielle Software im Gebrauch und auch etwas Erfahrung nötig, wenn im Chromatogramm zwei Signale überlappen. Der Laie sollte sich daher auf jeden Fall bis zur FASTA-Datei helfen lassen, und vielleicht auch bis zum Blast (Baum-Vergleich mit ähnlichen Proben aus der Datenbank).
Im Moment ist die Welt aber noch etwas hintendran mit dem Füllen der Datenbank mit Typus-Belegen bzw. sorgfältig bestimmten Vergleichsproben, und ohne diese ist die Methode praktisch wertlos. Weiterhin gibt es unterschiedliche Ansichten, wieviele Basenpaare Differenz zwischen ähnlichen Arten sein sollten.
Daher müsste von Pilzen, von denen eine Sequenz gemacht werden soll, auf jeden Fall auch Fotos und ein klassisches Exsikkat gemacht werden. Falls die Sequenz auf eine unbekannte bzw. außergewöhnliche Art hindeutet, kann man wenigstens im Nachhinein die Merkmale von einem Fachmann nachprüfen lassen. Schon deswegen würde ich bei Pilzen von Proben in Ethanol abraten - das lässt sich danach nicht mehr mikroskopieren. Und wenn man eh ein Exsikkat macht, kann man das auch zur DNA-Analyse nehmen.
Im durchaus häufigen Fall bei Pilzen hat man am Ende eine Sequenz, aber keinen passenden Treffer in einer Datenbank (oder nur einen mit einer kryptischen Bezeichnung), und ist damit so schlau wie vorher.
Das sterile Arbeiten bei der Probennahme ist glaube ich eher eine Routine-Vorsichtsmaßnahme gegen Fremd-DNA und eine Erziehungsmaßnahme für Bio-Student*innen - es dauert ja nur 10 sek, das Skalpell in's Feuerzeug zu halten, und danach hat man ganz sicher keine Spuren vom vorher geschnittenen Pilz dran. Warum sollte man das NICHT machen, wo es doch so leicht ist? Nötig ist's aber nicht.
Grüße,
Wolfgang
9: Hätte ich vermutlich mit PilzinHand einen Haselmilchling (Lactarius pyrogalus) draus gemacht.
Hi Björn,
bei Hainbuche sollte es aber eher circellatus sein?
Gruß,
Wolfgang
Hallo an alle,
sieht für mich nach einem (aufgrund der Dunkelheit des Standortes?) etwas schmächtigen Exemplar von Gymnopus luxurians aus.
Die ursprünglich amerikanische Art ist in Ausbreitung. Ich hatte ein paar Jahre lang das Vergnügen, Hunderte auf Rindenmulch beobachten zu können.
Gruß,
Wolfgang
Hallo an alle Hygrocybophilen,
26. oder 27.10 finde ich auch optimal.
Und das Gebiet ist - so wie ich es botanisch beurteilen konnte - ein Knaller. Bin fast sicher, dass die Pilze da mitgehen.
Grüße,
Wolfgang
Hallo Karl,
Danke für Deine Einschätzung und die Vergleichsbilder.
Von den 4 Bildern im Originalbeitrag würde ich beim ersten und letzten Deinem Urteil "eindeutig serrulatum" nicht widersprechen wollen, auch wenn ich es nicht ganz eindeutig finde. Das dritte Bild zeigt aber Fruchtkörper, bei dem auch die unten gestaffelten Fruchtkörper jedes schwarzblau verloren haben und rein braun ausgefärbt sind. So kenne ich "meine" serrulatums nicht, und beim obersten meine ich sogar einen blauen Rand zu erahnen. Ist auch das dritte Bild für Dich in der normalen Variationsbreite von serrulatum - dann müsste ich mein Bild der Art noch erweitern? Oder (@anthoff) zeigen die 4 Bilder gar beide Arten?
Grüße,
Wolfgang
Hallo Simone,
an den Supporting Informations hätte ich auch Interesse.
Was das "bioverfügbare" Arsen im Boden angeht, wäre ich mit Aussagen sehr vorsichtig, denn zumindest von Schimmelpilzen ist bekannt, dass sie anorganische, unlösliche Arsenverbindungen durch Methylierung aufschließen können. Der "Klassiker" aus meinem Chemiestudium ist Schweinfurter Grün (Kupferarsenitacetat), das früher als Wandfarbe in Innenräumen benutzt wurde und von Penicillium zu Trimethylarsin verstoffwechselt wird. Möglicherweise (reine Spekulation!) ist für den Pilz daher sehr viel mehr Arsen bioverfügbar? Insofern erscheinen mir die Messungen im Boden gut gewählt.
Viele Grüße,
Wolfgang Prüfert
DGfM
Hallo Antoff,
serrulate Schneide heißt: lange herausstehende (ggf. septierte) sterile Zellen, die die Schneide unter der Lupe gesägt aussehen lassen.
Diese sterilen Zellen sind keine Zystiden, denn sie entspringen einer Schicht an liegenden Hyphen entlang der Schneide. Ich persönlich interpretiere es so, dass sich die Huthaut an der Lamellenschneide fortsetzt (wie man das z.B. von Russula olivacea kennt, oder von der schleimigen Schneide bei Roridomyces), und daher die Endzellen auch so pigmentiert sind. Das ist aber in der Entoloma-Forschung keine anerkannte Sichtweise.
Eine sterile Schneide aus liegenden Hyphen gibt es bei vielen Entoloma-Arten, mal mit und mal ohne Pigmentierung der Endzellen in braun oder blau. E. chalybaeum gehört auch dazu, die herausstehenden Zellen sind aber nicht so lang im Vergleich zu serrulatum oder caesiocinctum (also nicht serrulat), und auch seltener pigmentiert.
Die dritte Art könnte papillatum sein, aber ohne Mikros und ohne Geruch ist das natürlich geraten...
Bleib' am Ball, das könnte erst der Anfang sein 
Gruß,
Wolfgang
Hallo an alle,
die unteren Bilder sehen für mich nach chalybaeum aus. Untypisch wäre aber der erste mit dem braunen Hut - chalybaeum behält gewöhnlich die schwarzblaue Farbe sehr lange.
Typisch sind die blauen Lamellen mit steriler, aber nicht serrulater Schneide und der polierte blaue Stiel.
Gruß,
Wolfgang
Hallo an alle,
von der dunklen Farbe würde ich caesiocinctum nicht sofort ausschließen, das soll schon mal vorkommen (zumindest jung). Zu der Art passt, dass die blaue Farbe schnell verschwindet und in braun übergeht. Auch die extrastark serrulate Schneide würde passen. Allerdings müsste caesiocinctum durchscheinend gerieft sein - jetzt müsste man den Pilz mal in nass beurteilen.
Andernfalls eben doch serrulatum, die trichterigen Formen werden auch mal als var. atrides abgetrennt.
Die Blauen bleiben schwierig - mal sehen wie sich das entwickelt, wenn die Sequenzierungsergebnisse veröffentlicht wurden.
Gruß,
Wolfgang
Hi Heidi,
Peziza labessiana wäre schon ein sehr selten dokumentierter Fund.
Ob er wirklich selten ist, oder suchen nur zu wenig Leute im Frühjahr solche Pilze auf nacktem Boden? Und wieviele Leute in DE trauen sich zu einen Becherling sicher zu bestimmen (ich nicht)? Werden die Namen "labessiana" und "celtica" heute noch im Sinne von Boudiers Originalbeschreibung verwendet? Welche taxonomische Relevanz hat die Art der Pigmentierung (Boudier zeichnet bei labessiana gleichmäßig intrazellulär braune Paraphysen)?
Viele Fragen... wenn Du ihn wieder findest, sollte man ihn m.E. sequenzieren.
Gruß,
Wolfgang
Hallo Christian,
Danke für den Hinweis, labessiana hatte ich gar nicht in Betracht gezogen, weil die nach meiner Lit. keine Öltropfen hat.
Bei Spooner (Field Mycology 2001) steht dagegen "biguttulate".
cup_fungi_-_larger_-__of_britain_part_3.pdf
Der Spooner-Schlüssel würde mich allerdings eher zu badiofusca leiten, weil die Sporen teilweise über 9 my breit sind, und die Paraphysen braun inkrustierte Placken haben (ich versucht da noch ein Foto zu machen). In dem Schlüssel ist celtica nicht enthalten.
Gruß,
Wolfgang
Hallo an alle,
um mich noch etwas weiter aus dem Fenster zu lehnen:
Mit den mir verfügbaren Schlüsseln (Hohmeyer 1886, Nordic Ascomycetes) komme ich am ehesten zu Peziza celtica oder badiofusca.
Wobei badiofusca nur einen Öltropfen haben soll, allerdings hatten die Paraphysen zum Teil bräunliche Auflagerungen, was wieder für badiofusca spricht.
Mit dem Hohmeyer-Schlüssel lande ich bei celtica.Das Bild von celtica in den Pilzen der Schweiz zeigt einen helleren Pilz, ich hänge hier auch mal das Bild von Boudier (1905) an, den vielleicht nicht alle im Bücherschrank haben. Ich finde die "alten Meister" immer noch bewundernswert!
Den Hohmeyer-Schlüssel in Z. Mykol. 52(1) gibt's kostenlos bei der DGfM zum Download:
Artikelarchiv - Deutsche Gesellschaft für Mykologie e.V.
damit bin ich so gelaufen:
Sporen ornamentiert --> Schlüssel II
auf Boden --> 15
ohne Apiculus --> 16
Ornament aus isolierten Warzen --> 38
keine Flüssigkeit ausscheidend --> 39
Sporen nicht spindelig --> 40
Sporen mit 2 Öltropfen --> 47
Hymenium dunkel --> 50
Sporen unter 20 my --> 53
Hymenium purpurbraun --> 54
Ohne Körnelung --> 55
Fruchtkörper> 1 cm --> 56
Hymenium purpurbraun --> Peziza celtica
Grüße,
Wolfgang
Hallo an alle,
ich hab' ein paar vertrocknete Krümel von Heidis Pilz heute unter's Glas gelegt.
Smardaea planchonis kann ich sicher ausschließen.
Die Sporen sind elliptisch ca.14-16 x 8-10 (leider tot, viele kollabiert, keine frei außerhalb der Asci), und mäßig feinwarzig mit 2 Tropfen.
Die Paraphysen sind zur Spitze kaum verdickt. Hier mal ein Bild schnell durch's Okular geknipst - 50xÖl, 1 Strich=2my.
Am Excipulum sind mir ein paar herausstehende Haare aufgefallen, die Einschnürungen hatten.
Sieht für mich nach einer Peziza aus...
Wolfgang
Hi Stefan,
gerade fimbriatum ist nitrophil, das ist schon länger bekannt. Im Oberrheingebiet gehen die bis auf die Spargelfelder, meine Tante hatte sie mal zwischen den Himbeeren in ihrem Garten bei Rüsselsheim.
Mit dem fimbriaten Peristom gibt es ja nach aktueller Art-Auffassung in Deutschland nicht so viel, neben pulchellum vor allem fimbriatum und winterhoffii, wobei ich fimbriatum var. campestre auch noch für eine gute Art halte (meines Wissens denken das auch Harzi und Peter Specht). T. armillatum und giovanellae sind verschollen (RL 0).
Gruß,
Wolfgang
Hallo Maria,
eine Waldlichtung auf einer Kuppe, also viel Sonne und wenig Wasser, ist doch schon was ganz anderes als Deine erste Standortbeschreibung "im Mischwald".
Wenn Du den Hang 'runtergehst, wird die Wasserversorgung besser, und andere Pilzarten verdrängen die Trockenheits-Spezialisten.
Glückwunsch zu dem seltenen Fund - vielleicht ist das ein Gewinner der Klimaerwärmung, und er wird uns künftig häufiger begegnen?
Ich kenne die Art aus der Kiefern-Waldsteppe, die an den Mainzer Sand angrenzt.
Hast Du noch einen Längsschnitt, damit man den wirklich fehlenden Stiel sehen kann?
Viele Grüße,
Wolfgang
Hallo an alle,
den Sarnari bietet gerade Peter Reil an:
Von den Russularum Icones soll dieses Jahr eine digitale Version erscheinen, habe ich gehört.
Gruß,
Wolfgang
Offen ist immer noch wie gefährlich das erhitzen von Kongorot oder anderen kanzerogenen Chemikalien ist? (einatmen der Dämpfe)
Hi Chris,
die Farbstoffe sind nicht flüchtig bei Erhitzen. Du sollst die Pilze ja nicht 10 min gar kochen und dann den Brei mikroskopieren, sondern nur kurz auf 70-80° erwärmen. Habe ich aber bei Kongo noch nie gemacht, das färbt auch so (deswegen ist es ja so beliebt).
Gruß,
Wolfgang
Hallo an alle,
der Pilz ist ja eigentlich nicht mehr in einem bestimmbaren Zustand gewesen, aber die gegenüber dem Hut deutlich orangefarberen Lamellen zusammen mit den leicht eingeschnürten Sporen passen gut zu H. quieta. Ich denke auch, dass die Lamellen teilweise breit angewachsen waren, und nur durch Trockenschäden vom Stiel abgerissen sind ( so deute ich jedenfalls das letzte Bild vor dem Sporenbild).
aurantiosplendens hat weißliche Lamellen, die fast frei sind.
Grüße,
Wolfgang
Hallo an alle,
mit praktisch allen normalen Farbstoffen wie Phloxin, Methylenblau, Sudan, Toluidinblau, etc. , die ich in den 1980ern noch bei Walter Pätzold als fertige Lösung gekauft habe, kann ich immer noch arbeiten wie am ersten Tag, nur die Etiketten müsste ich mal erneuern
Aufbewahrung natürlich in braunen Glasfläschchen in einer lichtundurchlässigen Kiste, aber bei mir nicht im Kühlschrank.
Kongo wird dagegen schnell schlecht, wird bei mir aber auch schnell alle. Achtung - das Kongorot dürfte das krebserregendste im Myko-Sortiment sein.
Mit NH3 auffrischen kann man nur Kongo/NH3 und nicht Kongo/SDS, bei dem ist mir nicht das Kongo, sondern das SDS schlecht geworden und die ganze Lösung schleimig.
Sulfovanillin sollte man gar nicht kaufen, sondern in situ herstellen, wenn man es braucht. Das ist schon nach einer Stunde nicht mehr so gut. Man kauft Vanillin als Kristalle (unbegrenzt haltbar) und 65%ige Schwefelsäure (hält ein paar Jahre) und löst auf dem Objektträger in einem Tropfen Säure so viel Vanillin auf, dass die Lösung quittengelb wird. Dann (und nur dann) sieht man auch immer die Reaktion, die in den Büchern beschrieben ist.
Über die Haltbarkeit von Melzers ist schon oft Falsches geschrieben worden. Ich habe noch - aus der alten Pätzold-Schule - Iod und Chloralhydrat getrennt aufbewahrt, weil die Mischung schlecht werden würde. Inzwischen habe ich seit ein paar Jahren die fertige Mischung vom Myko-Shop, und stelle bisher noch keinen Qualitätsverlust fest.
Zur Entsorgung: einfache Säuren und Laugen, die schlecht geworden sind, kann man in den Mykologen-Mengen (also 10 ml, mehr sollte man ja gar nicht bunkern) wirklich völlig unbedenklich im Klo 'runterspülen. Normaler Kloreiniger enthält da sehr viel härteres Zeug. Farbstoffe und anderes würde ich (wenn sie denn mal schlecht werden) auf einem Zewa ausgießen, trocknen lassen, und über den Restmüll entsorgen.
Gruß,
Wolfgang
Hallo an alle,
conicoides kenne ich - wie Pablo - aus dem Oberrheingebiet auch anders (aber auch nur von dort).
Mit aurantiosplendens (die ich auch nur von zwei Standorten an der Nahe kenne) kann ich mich aber auch nicht so recht anfreunden. So dicke, weiße, faserige Stiele würden m.E. eher in die persistens-Ecke deuten. Müsste man wohl mikroskopieren.
Frohe Weihnachten an alle,
Wolfgang
Hallo Chris,
hast Du ein Exsikkat und Fotos, auch von den Details?
Ich hab' ja immer noch die "cf. subsquarrosa" hier liegen, der ja auch in diese Richtung geht und irgendwann sequenziert wird. Man müsste für mehrere Funde die relativ sorgfältig dokumentierten Merkmale mit relativ sorgfältig bearbeiteten Sequenzen vergleichen, um herauszufinden, welche Merkmale konstant und welche variabel sind, um Licht in das Chaos zu bringen.
Die verwendeten "Trenn"-Merkmale sind ja überwiegend makroskopisch: Buckel, Aufbau des Rings, Aufbau der Hutschuppung, Färbung und Natterung des Stiels.
Neben der Sporengröße sollte man aber wohl die Huthaut auch intensiver vergleichen. Vielleicht finden sich doch Trennmerkmale..
Gruß,
Wolfgang
Hallo Chris,
ich musste erstmal selbst recherchieren, was "nordica" denn für eine Art sein soll.
Es war ein Versuch von Bellu, das Namensgewirr im mastoidea-Komplex durch Hinzufügen eines weiteren Namens zu klären (siehe AMO II, 1986 und AMO III 1987). Die Art wurde aber m.E. nie gültig publiziert, der Autor kennt sie auch selbst nicht, da sie angeblich im Norden wächst und er selbst ja Italiener ist. Es stellt nur fest, dass Moser, Bon und andere den Namen "prominens" für einen anderen Pilz verwenden als er selbst und schlägt für den "anderen" dann nordica vor.
M. nordica ist definitiv NIRGENDS rötend. Bellu erwähnt es nicht , aber das betont sowohl Moser für "seine" prominens, als auch Bon, der in einem späteren Schlüssel (IHW-Verlag 1996) sowohl "nordica ad int." als auch "prominens sensu Bellu" trennt.
Die Gattung bleibt ein Chaos, das sich ja auch mit ITS-Sequenzen allein nicht auflösen lässt.
Gruß,
Wolfgang