Man muss ja auch nicht jedem Fund zwanghaft einen Namen geben wollen. Vor allem nicht, wenn man sich nicht darauf verlassen kann, ob die Funddaten wirklich sauber und zutreffend erhoben wurden. Letzteres ist schwierig genug.
FG
Oehrling
großer Wiesenpilz
- Grafei
- Unerledigt
Es gibt 41 Antworten in diesem Thema, welches 2.105 mal aufgerufen wurde. Der letzte Beitrag () ist von Tricholomopsis.
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Also das Sporenpulver ist hier sicherlich nicht weiß, das sieh man ja am Stiel ein wenig
Der Stiel ist bräunlich durch Trockenschaden meiner Meinung nach.
Eine gute Methode ist die, auf Objektträger absporen zu lassen, und nicht auf weißem Papier.
Genau das habe ich gemacht, Sporenpulver ist weiß.
Mit Melzers:
Die Huthaut ist fein schuppig/radialfaserig. Fleisch ohne Verfärbung.
Ich werde mich heute Abend nochmal ans Mikroskop setzen, wie man sieht bin ich da noch nicht so geübt
Edit: Ich denke doch, dass ich alles ordentlich dokumentiert habe (Mikroskopie außen vor). Weiß nicht warum das hier so in Frage gestellt wird?!
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Hallo Grafei,
du hast vollkommen recht, das ist hier alles vorbildlich dokumentiert! Dann bin ich mal gespannt, was bei der weiteren Mikroskopie noch rauskommt
Björn
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Hallo Grafei
Ja, das kam oben halt nicht so klar raus bzw. konnte anders interpretiert werden. Bisher hast du alles vollkommen richtig gemacht.
Die Sporen sind offenbar inamyloid, womit Melanoleuca und Leucopaxillus definitiv raus sind.
Bitte beim nächsten Versuch nicht in Melzer mikroskopieren, das ist bei inamyloiden Sporen kontraproduktiv.
Idealerweise Kongorot verwenden, oder wenn nicht vorhanden in Wasser.
LG Raphael
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Hallo Raphael,
wenn ich das richtig verstehe, ist das Mikrofoto aus dem allerersten Beitrag in Wasser gemacht. Erst nachdem die Frage bgl. der Amyloidität aufkam, hatte Grafei auch noch in Melzer mikroskopiert.
Björn
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also, was weiterhelfen würde:
- ein paar Sporen messen
- an der Schneide nach Cheilozystiden suchen
Ich ziehe doch wieder Tricholoma s.l. in Betracht.
Es gibt da schon Arten, die subglobose Sporen haben können.
Ein Kandidat wäre Tricholoma eosinobasis, hier: https://myk.univie.ac.at/wp-co…nobasis_OeZP_30_final.pdf
Der müsste aber (untypisch für die Gattung) auffällige, keulige Zystiden haben.
LG Raphael
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Auf dem Foto mit dem Objektträger sehe ich aber kein weißes Sporenpulver, das ist leicht rosa;-)) OK kann jetzt am Foto und der künstlichen Beleuchtung liegen;-)
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Idealerweise Kongorot verwenden, oder wenn nicht vorhanden in Wasser.
Servus Raphael,
wie kommst du auf Kongorot als Idealmedium? Wasser ist das Mittel der Wahl, wenn man nicht irgendeine Farbreaktgion explizit testen möchte. Ich weiß, dass Viele (auch hier) fast automatisch alles in Kongorot färben. Ich frage mich immer warum. Wasser ist ein Medium, das nichts abtötet, nichts (über)färbt und zudem die natürlichen Farben im Mikroskop erkennen lassen. Kongorot nutzte ich meist nur, wenn ich Zellwände anfärben muss, um z. B. Schnallen leichter zu finden.
Was den Pilz angeht, bin ich leider überfragt.
Liebe Grüße,
Christoph
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Keine Ahnung warum die Kamera das Bild so grün macht. Wie ich's auch einstelle, Warzen sehe ich da nun doch nicht...
Nächstes Jahr wird's wohl mal Zeit für nen Mikroskopierkurs
Es bleibt wohl ein Rätselpilz.
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Bis auf den Geschmack passt jetzt Lyophyllum fumosum Agg wieder recht gut.
An liabn Gruaß
Werner
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Dann passt doch Lyophyllum decastes wunderbar!
Sporen +- globos 5-6,5µm
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Für diese Option passt der Geschmack auch überhaupt nicht, L. decastes ist ja ein wohlschmeckender Speisepilz..
Zum Mikroskopieren in Kongorot: das sollte man wirklich nur machen, wenn es gar nicht anders geht. Kongorot ist meines Wissens krebserregend, also nicht wirklich ein "Spielzeug".
FG
Oehrling
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Hallo zusammen
Zum Pilz: Ohne Zystiden ist Tricholoma eosinobasis vom Tisch. Einen konkreten Vorschlag habe ich gerade auch nicht.
Was noch helfen könnte, ist die Frage nach den Schnallen.
Das liesse sich mit einem einfachen Präparat der HDS- oder Stielhyphen beantworten.
Lyophyllum hat reichlich Schnallen, Tricholoma keine (zumindest nicht die Arten, die hier in Frage kommen).
Gegen L. decastes spricht neben dem Geschmack auch noch, dass der grösstenteils völlig runde Sporen haben sollte.
Viele der gezeigten Sporen sind deutlich subglobos mit Q bis 1.2, das ist zu viel für decastes.
Allerdings sind die Bilder noch etwas unscharf für eine exakte Messung, drum will ich das auch nicht überbewerten.
Dann noch kurz zum Kongorot, für eine längere Diskussion ist das hier der falsche Ort:
Inamyloide, farblose Sporen (also von Weissporern) mikroskopiere ich oft in Kongorot.
Einfach weil man sie dann etwas besser sieht. Muss man natürlich nicht so machen.
Ansonsten nutze ich das so wie Christoph - für eine nicht pigmentierte HDS, hyaline Zystiden, Schnallensuche etc.
Einfach da, wo ich eine farblose Zellstruktur besser sichtbar machen möchte.
Das Krebsrisiko sehe ich nicht ganz so kritisch, bei diesen winzigen Mengen, es ist obendrein stark verdünnt, und verteilt über einen grossen Zeitraum.
Und es gibt keinen direkten Körperkontakt mit dem Farbstoff, vielleicht ein paar Moleküle die man einatmet.
Aber das muss jede(r) für sich entscheiden, der Hinweis ist berechtigt.
LG Raphael
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Hallo Rafael,
gerade bei Weißsporern würde ich Sporen nicht in Kongorot mikroskopieren. Helle Sporen sind meiner Erfahrung nach ja doch etwas empfindlicher und könnten sich also durch das Medium in ihrer Größe leichter verändern. Wenn man sie schon unbedingt etwas anfärben möchte, würde ich einfach einen Hauch von Phloxin B mit ins Wasser geben, das sollte zum Anfärben schon ausreichen.
Björn
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Hallo Björn
hm, das habe ich schon einige Male gezielt getestet, und konnte nie einen relevanten Unterschied bei den Messungen feststellen.
Wichtig ist natürlich, dass man eine wässrige Kongorot-Lösung nimmt, nicht eine Ammoniak-Lösung.
Ob der Farbstoff alleine auch die Grösse beeinflussen kann, weiss ich nicht, konnte ich aber bisher nicht feststellen.
LG Raphael
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... mikroskopiere ich oft in Kongorot.
Einfach weil man sie dann etwas besser sieht.
Wenn man Probleme hat, hyaline, dünnwandige Sporen im Präparat zu sehen, kann man meiner Meinung nach zum Suchen der Sporen die Kondensatorblende etwas zuziehen, und wenn man dann eine Spore gefunden hat, sie wieder so weit aufziehen, dass man sie noch sieht. Aber jeder so, wie er mag.
FG
Oehrling
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Servus beinand,
ich bin da zugegebenermaßen etwas dogmatisch. In der Uni wurde mir eingeimpft, dass man wann immer möglich, nur Wasser als Medium verwenden soll. Mein Prof. hatte unter Oberwinkler gelernt und dessen akribische Mikroskopietechnik selbst weitergegeben. Und ich muss ihm wirklich recht geben. Phloxin oder Kongorot kommt mir nicht an die Sporen.
Unabhängig davon. Die Frage, ob es ein Lyophyllum ist, ließe sich anhand der siderophilen Granulation der Basidien prüfen. Ist etwas aufwändig, aber es ist ein schönes Merkmal. Hier am Beispiel von Tricholomella constricta aus meinem Garten:
Man gibt ein Stück Lamelle in Eisenbeize (z.B. Eisen-III-Chlorid), damit die Vakuolen in den Basidien Eisen-III-Ionen aufnehmen. Dann überträgt man das Lamellenstück in Karminessigsäure, welche mit den Eisen-III-Ionen einen schwarzen Farbstoff bilden. Am besten kocht man das kurz auf (Achtung: Sideverzug). Danach überträgt man das Lamellenstück in Chloralhydrat und wäscht es aus. Ich wechsle von Tropfen zu Tropfen, bis keine schwarzen Schlieren mehr zu sehen sind. Dann in Chloralhydrat mikroskopieren. Es müsste auch mit verdünnter Salzsäure oder verdünnter Essigsäure als Auswasch- und Mikroskopiermedium gehen. Ich habe aber gute Ergebnisse mit Chloralhydrat - never change a running system.
Hat alles geklappt, quetscht man das malträtierte Lamellenstück und sieht in den Basidien deutliche, schwarze Granulen (Vakuolen, die die Eisenionen aufgenommen haben). Das klappt bei Lyophyllaceae, aber auch bei manchen Entolomataceae (Rhodocybe s.l.). Benötigt wird die Reaktion aber, um Lyophyllaceae zu erkennen.
Den Geschmack müsste man dann noch erklären. Wenn aber klar wäre, dass es ein Lyophyllum ist, wäre man weiter.
Liebe Grüße,
Christoph
