Hallo zusammen
Endlich ist ein schon lange erwartetes Paper erschienen:
Nun ist klar, das Nr. 5 anhand der Sequenz Inocybe jacobi ist.
Und wenn ich schon dabei bin, hier die restlichen Ergebnisse. Die Kollektionen sind alle sequenziert.
1 = Inocybe sambucella
2 = Inocybe virgatula
3 = Inocybe amicta
4 = Eine namenlose Art "Inocybe HG796970"
5 = Inocybe jacobi, wie gesagt
6 = Namenlose Art
7 = Inocybe subbrunnea
8 = Inosperma pisciodorum
9 = Inosperma gracilentum
LG Raphael
bis auf E. mougeotii, der sieht für mich sehr untypisch aus.
Hallo Hias
Ah da schaut einer genau hin... ja, bei dem war ich auch unsicher.
An diesen hektischen Tagungen kann oft nicht seriös arbeiten.
Ich werde das bei Gelegenheit nochmal verifizieren.
LG Raphael
Ja, das gilt als Synonym
Hallo zusammen
Ohne auf einen Blick auf die Sporen wird das eine Raterei.
Interessant wäre aber noch, ob und wie sich die Lamellen bei Berühung verfärben.
Für die gängigen Lyophyllum-Arten (deliberatum, semitale, paeolochroum) sind die Lamellen aber zu dicht.
Gerhardtia borealis scheint mir ein plausibler Kandidat zu sein.
LG Raphael
Hallo zusammen
Nach zwei intensiven Wochen bin ich wieder zu Hause. Obwohl es noch immer recht trocken ist, gab es einige spannende Funde.
Ich verzichte jetzt mal auf Mikrofotos - bei Interesse einfach fragen.
Die Bilder sind einigermassen nach Habitat sortiert, damit es übersichtlicher wird.
Viele Bestimmungen sind unsicher - bitte meldet euch, wenn euch etwas zweifelhaft erscheint.
a) Subalpine Magerwiese
1: Cuphophyllus lacmus - naja, keine Traumkollektion.
b) Grünerlen und anliegende Habitate auf 1900m:
2: Alnicola badiofusca
3: Galerina badipes
4: Loreleia marchantiae
5: Entoloma sericellum (vermutlich s.str.)
6: Ein noch namenloser Saftling, nach meinen Unterlagen komme ich nur auf Hygrocybe rubrolamellata.
7: Mycena pterigena auf Farnstengeln
c) Im Moor:
8: Entoloma jubatum
9: Entoloma elodes, noch jung
10: Cortinarius chrysolithus
11: Hypholoma elongatum
12: Cystoderma amianthinum f. album
13: Entoloma lividocyanulum
14: Gomphidius roseus (gefunden von einem Kollegen, habe nur ein Foto "geklaut")
15: Phaeonematoloma myosotis
16: Trichoglossum variabile, Sporen 7-15 fach septiert
17: Gymnopilus fulgens
18: Rickenella cf. fibula - etwas braun geraten und Sporen zu wenig schlank, mal schauen was daraus wird.
19: Lactarius scoticus
d) Montane Weiden und Magerwiesen
20: Entoloma cf. aranense
21: Entoloma asprellum
22: Entoloma mougeotii
23: Entoloma cf. pseudocruentatum
24: Dermoloma cuneifolium s.str.
25: Cystoderma jasonis
26: Entoloma sarcitulum
27: Galerina graminea
28: Panaeolus acuminatus
29: Dermoloma cf. huartii (Sporen etwas grösser als bei cuneifolium)
30: Lepiota tomentella
31: Pseudoporpoloma pes-caprae
32: Arrhenia cf. subglobisemen
e) Waldränder bei Salix, Picea etc. waren recht ergiebig
33: Alnicola luteolofibrillosa
34: Alnicola subconspersa
35: Cortinarius hinnuleus
36: Hebeloma velatum
37: Paxillus cf. olivellus
38: Stropharia caerulea
f) Auf Holzschnitzeln und auf einer Feuerstelle:
39: Deconica crobula
40: Pholiota highlandensis
41: Pholiota lenta
42: Tephrocybe anthracophila
LG Raphael
... das wäre jetzt auch mein Vorschlag gewesen.
Gut möglich, dass G. oregonensis mit der Douglasie importiert wurde, und bisher einfach nicht erkannt wurde.
Hallo Jörg
Es gibt tatsächlich einen Gelbfuss, der auf Suillus caerulescens parasitiert und recht ähnlich aussieht:
Das wäre allerdings der erste Nachweis für Europa, abgesehen von einer Umwelt-DNA aus dem Meer vor der Küste von England...
LG Raphael
Alles anzeigenAlles anzeigenHallo Mario
Ich finde das auch recht praktisch, vielen Dank!
Zwei Vorschläge:
a)
Das Komma wird nicht überall auf der Welt als Dezimaltrennzeichen verwendet.
Wenn ich so einen Export in meine Daten übernehmen will, muss ich immer erst alle Kommas durch Punkte ersetzen.
Ist es möglich, das Dezimaltrennzeichen aus dem Betriebssystem zu übernehmen?
Dito für das Tausendertrennzeichen, auch wenn das wohl nur selten benutzt wird...
b)
Selbst zwei Nachkommastellen sind mir bei Länge und Breite zuviel.
Das ist eine Scheingenauigkeit, und macht die Messungen unübersichtlicher.
Allerdings scheiden sich da wohl die Geister - wieso das nicht konfigurierbar machen?
Der Q sollte separat konfigurierbar sein, weil dort m.E. zwei Nachkommastellen wichtig sind.
LG Raphael
Habe ich rein gepacht als Option.
Hallo zusammen,
in der neuen Version 1.4.1026 von Trinos Sporenmesser gibt es jetzt die Schaltfläche „Optionen“.
Dort könnt ihr Komma oder Punkt als Dezimaltrennzeichen auswählen. Außerdem lassen sich keine, eine oder zwei Nachkommastellen einstellen – getrennt für Länge/Breite, Q und Volumen.
Die Auswahl gilt für die Anzeige sowie für TXT- und CSV-Exporte und bleibt nach einem Neustart gespeichert.
Intern wird weiterhin mit den ungerundeten Messwerten gerechnet.
Auch die Schreibweise ist jetzt korrigiert: Trinos Sporenmesser, ohne Apostroph. 🙂
Vielen Dank für eure Vorschläge! Weiter so
Viele Grüße
Mario
Wunderbar, vielen Dank!
Hallo Mario
Ich finde das auch recht praktisch, vielen Dank!
Zwei Vorschläge:
a)
Das Komma wird nicht überall auf der Welt als Dezimaltrennzeichen verwendet.
Wenn ich so einen Export in meine Daten übernehmen will, muss ich immer erst alle Kommas durch Punkte ersetzen.
Ist es möglich, das Dezimaltrennzeichen aus dem Betriebssystem zu übernehmen?
Dito für das Tausendertrennzeichen, auch wenn das wohl nur selten benutzt wird...
b)
Selbst zwei Nachkommastellen sind mir bei Länge und Breite zuviel.
Das ist eine Scheingenauigkeit, und macht die Messungen unübersichtlicher.
Allerdings scheiden sich da wohl die Geister - wieso das nicht konfigurierbar machen?
Der Q sollte separat konfigurierbar sein, weil dort m.E. zwei Nachkommastellen wichtig sind.
LG Raphael
Das ist aber nach der neueren Fachliteratur kein Synonym von Pl. plautus.
Allerdings wurde der Typus von depauperatus bisher nicht sequenziert, ist also noch alles in der Schwebe.
LG Raphael
Hallo Thorben
Also ein Dachpilz ist es sicher...
Vielleicht Pluteus depauperatus? Vergleiche mal damit:
Gruss Raphael
Hallo Hias
Ah ja, ein guter Hinweis. Das ist laut den Papers von Moreau ein Artenaggregat.
Deshalb muss man da wohl eine gewisse Variabilität in Kauf nehmen.
Keine Ahnung, ob irgendwann jemand die Geduld hat, das genauer zu untersuchen.
Einige andere meiner Kollektion kommen näher an das, was du gefunden hast:
Die wuchsen ganz nahe neben denen, die ich oben gezeigt habe. Mikroskopisch praktisch identisch.
Vom anderen Standort (Ferpècle)
Die hier auch, eigenartigerweise. Da ist das Velum viel spärlicher, aber sonst passt alles.
Kollektion aus dem Jahr 2021
Und hier 2024.
Ich habe neulich mal ein Phylogramm für die Gattung gemacht. Leider gibt es nur wenige öffentliche luteolofibrillosa-Sequenzen.
Von meinen werde ich sicher einige sequenzieren lassen.
LG Raphael
Hallo Andy
Hygrocybe acutopunicea ist ein nomen superfluum, der "richtige" Name ist Hygrocybe acuta.
Haller begründet den neuen Namen H. acutopunicea damit, dass acuta in den Hygrophoraceae bereits verwendet wurde. Die Art von Smith & Hesler wurde aber als Hygrophorus beschrieben, nicht als Hygrocybe, und heisst inzwischen Hygrocybe americana.
Moeller beschreibt die Art so (nur der linke, grosse Fruchtkörper):
Also ein konischer Saftling, nicht schwärzend, vom Habitus wie H. punicea, aber kleiner.
Über die HDS schreibt er nichts. Aber weil die Ähnlichkeit mit H. punicea betont und kein filziger Hut erwähnt wird, muss es eigentlich eine (Ixo)Kutis sein.
Dieser orangefarbene Rand, wie z.B. auf dem Bild in PdS, wird nicht erwähnt (im Gegenteil, der Hut soll von der Mitte her ausblassend).
Was in PdS als H. acutopunicea gezeigt wird, ist vermutlich was anderes, das schreibt auch Boertmann ("unknown to me").
Wie auch immer, meine Pilze hatten eine trichodermale HDS und teils eingeschnürte Sporen, sollte also schon miniata sein.
LG Raphael
Hallo Emil
Ja da war ich am Standort auch unsicher, aber die Sporen passen sehr gut zu Calocybe:
Leider wollten sie keinen Abwurf machen, aber man sieht die typische, subfusoide Form von Calocybe carnea.
Rugosomyces hat sich als Gattung phylogenetisch nicht bestätigt. Siehe zum Beispiel hier:
LG Raphael
So,noch ein paar hübsche Sachen.
Zunächst einige Sachen von einer Vereinsexkursion auf ca. 1300m.
1:
Ein winziges Dermoloma am Wegrand auf ca. 1300m. Es könnte Dermoloma carpathicum sein, ohne Garantie.
Sporen: 5.4-5.9-6.5 x 3.7-4.1-4.5 µm, Q = 1.31-1.44-1.59
HDS hymeniform
2:
Conocybe semiglobata
3:
Calocybe carnea
4:
Entoloma sericeum
5:
Hymenoscyphus fructigenus
6:
Phaeotremella foliacea
Dann eine Saftlingswiese auf 2200m:
7:
Hygrocybe miniata
8:
Hygrocybe cf. ortoniana
9:
Hygrocybe reidii mit Honiggeruch
10:
Gliophorus laetus var. flavus
11:
Hodophilus aff. fuscofoetens, noch namenlos und entsetzlich stinkend
12:
Entoloma caesiocinctum
13:
Entoloma serrulatum
14:
Entoloma formosum
15:
Ein kleines Hypholoma, das ich nicht bestimmen kann.
Sporen in Wasser
Cheilozystiden zylindrisch-keulig, dazwischen einige auffällige Chrysozystiden
Pleurozystiden ebenfalls als Chrysozystiden
HDS
16:
Lichenomphalia ericetorum
17:
Mycena spec., für mich unbestimmbar, weniger als 10mm im Durchmesser.
Sporen fast fusiform
Cheilozystiden schwer zu finden, aber vorhanden, koralloid
Kaulozystiden ebenso
18:
Mycena epipterygia
19:
Clavulinopsis cf. corniculata
20:
Cortinarius cinnamomeoluteus (da standen ein paar Salix-Büsche)
20:
Cuphophyllus hygrocyboides
21:
Entoloma cf. cognatum
Sporen subisodiametrisch
Cheilozystiden
Pleurozystide
22:
Entoloma cf. velenovskyi
Sporen heterodiametrisch
Cheilozystiden
Pleurozystiden unauffällig und spärlich
23:
Eine komische Zunge, Geoglossum cf. barlae
24:
Alnicola tantilla
Sporen praktisch glatt
Cheilozystiden
HDS
Kaulozystiden
25:
Galerina uncialis
Sporen
Cheilozystiden
Kaulozystiden
So, es reicht für heute.
Gruss Raphael
Hallo zusammen
Nun ein paar subalpine Pilze aus den Grünerlen im Val de Nendaz (Lac de Cleuson) und dem Val d'Hérens (Ferpécle).
1:
Alnicola badiofusca (glaube ich)
Sporen typisch für die Gattung
Cheilozystiden sehr schlank
HDS, stark inkrustiert
Kaulozystiden
2:
Alnicola luteolofibrillosa gab es in Unmengen, leicht zu erkennen am reichlichen Velum und dem bitteren Geschmack.
Sporen kaum warzig und fast glatt.
Cheilozystiden
HDS
3:
Alnicola submelinoides
Sporen klein
Cheilozystiden keulig, untypisch für die Gattung, es gibt nur drei solche Arten.
HDS deutlich hymeniform
Kaulozystiden ebenfalls keulig.
4:
Diesen Rötling konnte ich nicht bestimmen. Ich warte mal auf FE 5c, vielleicht geht es damit.
Sporen 7.6-11.3 x 7.9-9.2 µm, (sub)isodiametrisch.
Basidien meist 2-sporig, Schnallen vorhanden, keine Zystiden.
HDS irgendwie zwischen trichodermal und hymeniform, mit komischen Verlängerungen.
5:
Ein komischer Trichterling, vielleicht Clitocybe lohjaensis.
Sporen sehr klein, 5-5.5 x 3-3.5 µm.
HDS eine gewöhnliche Kutis.
6:
Collybia cirrata wuchs dort wohl eher zufällig.
7:
Dacrymyces stillatus
8:
Hymenoscyphus epiphyllus
Sporen in Lugol, einige septiert
Asci apikal amyloid
Paraphysen mit lichtbrechendem Inhalt
Excipulum irgendwie zwischen textura angularis und textura globulosa
9:
Tarzetta cf. alnicola
Die Sporen sind etwas schmaler als für die Art beschrieben.
Paraphysen
Asci furchtbar lang, bis 300 µm
Ectales Excipulum eine textura globulosa
Medulla eine textura intricata
10:
Lactarius alpinus
Sporen
HDS
11:
Eine komische Galerina, ich komme auf Galerina caulocystidiata.
Sporen praktisch glatt und sehr stark dextrinoid.
Cheilozystiden spärlich, Pleurozystiden nicht vorhanden.
HDS
Kaulozystiden überall am Stiel vorhanden.
12:
Ombrophila violacea
Sporen
Paraphysen
LG Raphael
Hallo zusammen
Im Moment hat sich die Pilzlage hier etwas beruhigt, nachdem ich drei Wochen lang jede freie Minute am Mikroskop sah.
Jetzt gibt es in den Wäldern nur langweilige Sachen, sowas wie Steinpilze, die brauche ich nicht.
Also zeige ich euch ein paar hübsche Sachen aus den Bergen.
Bitte korrigiert mich gnadenlos, es sind alles nur Bestimmungsvorschläge.
Mikrofotos zeige ich nur wenige. Wenn jemand Interesse hat: Einfach nach mehr fragen.
Am Furkapass (bei Salix herbacea, reticulata) gab es Mitte August folgendes:
1:
Alpine Anomali sind quasi unbestimmbar. Vielleicht Cortinarius albocyaneus?
Sporen: 7.5-8.4-9.5 x 6.1-7.0-7.9 µm, schwach dextrinoid.
2:
Cortinarius chamaesalicis, der ein Synonym von C. badiolatus sein soll.
Sporen deutlich warzig, 10.4-12.3 x 6.2-6.9 µm
3:
Cortinarius cf. xanthocephalus
Sporen 8.4-9.4-10.5 x 6.9-7.4-8.9 µm
4:
Helvella philonotis
5:
Mallocybe squarrosoannulata
Sporen: 7.4-8.9-10.1 x 5.3-5.7-6.1 µm, Q = 1.37-1.56-1.75
Cheilozystiden: 16-25 x 9-10 µm
6:
Omphalina pyxidata
Dann aus dem abgelegenen Tal "Les Outannes" bei Salix herbacea:
7:
Omphalina rivulicola
8:
Inocybe canescens - mikroskopisch klar und sehr häufig, deshalb keine weiteren Details
9:
Eine beringte Mallocybe, vielleicht wieder M. squarrosoannulata.
Sporen: 8.5-9.4-10.9 x 5.3-6.1-6.7 µm, Q = 1.31-1.54-1.85
Eine weitere kurze Exkursion auf dem Nufenenpass ergab folgendes:
10:
Clavulina cinerea auf über 2500m
Cheilozystiden ähnlich wie oben.
11:
Das ist vielleicht Cortinarius alpicola.
Sporen: 8.0-9.0-10.0 x 6.2-7.4-8.0 µm
12:
Das hier sah schwer nach Cuphophyllus virgineus aus, aber er ist es nicht.
Ich finde nur einen möglichen Namen: Cuphophyllus angustifolius.
Die Sporen sind winzig, etwa 4-5 x 3-3.5 µm.
13:
Ein kleiner Risspilz, den ich mit einigen Fragezeichen als Inocybe gymnopilus bestimmt habe.
Sporen recht gedrungen: 7.9-9.1-10.6 x 5.8-6.4-7.2 µm, Q = 1.26-1.42-1.63
Cheilozystiden 38-63 x 15-21 µm
Pleurozystiden 45-78 x 14-18 µm
Kaulozystiden, überall am Stiel vorhanden.
14:
Inocybe cf. lindrothii
Sporen: 9.3-10.2-11.7 x 5.7-6.1-6.6 µm, Q = 1.50-1.68-1.89
Cheilozystiden auffallend schlank und sehr dickwandig, apikal meistens sandig, 45-89 x 13-21 µm.
Pleurozystiden ebenso, 61-71 x 13-17 µm
Kaulozystiden überall reichlich vorhanden.
Mehr folgt im nächsten Beitrag.
LG Raphael
Hallo Thorben
Ja, Clitopilus chrischonensis wäre ein guter Kandidat.
Der kreideweisse, etwas samtige Hut passt gut dazu.
Um das abzusichern, müsstest du noch Pleurozystiden suchen, Cl. chrischonensis muss nämlich welche haben.
Hier zum Vergleich: WK-Tagung 2023
LG Raphael
Hallo zusammen,
also wenn dann würde ich raten, sich an Pilze Deutschland zu halten (oder wo auch immer man gerade kartiert). Wenn es z.B. um Phytoparasiten geht, wird bei Mycobank und Index Fungorum teilweise sehr viel synonymisiert, was nicht synonymisiert werden sollte.
Björn
Ihr seid in Deutschland verwöhnt, mit dieser akkurat gepflegten Datenbank. Unsere Kartierungsdatenbank bekommt nur alle paar Jahr ein Update. Es ist auch niemand da, um für jeden Namen zu entscheiden, ob das nun ein Synonym sein soll oder nicht.
Also muss man meistens mit dem Stand von vor x Jahren kartieren, und in Kauf nehmen, dass manche Synonyme definitiv falsch sind. Die Möglichkeit, Artenaggregate zu kartieren, fehlt bei uns auch. Habe ich schon mehrmals angeregt.
Für meine private Ablage ist das keine geeignete Referenz...
Hallo zusammen
Naja für private Zwecke halte ich es für eine pragmatische Lösung, wenn man einfach immer den Namen aus Mycobank oder Index Fungorum verwendet.
Oder eine andere Datenbank, Pilze Deutschland ist auch gut. Es kann auch ein neueres, umfangreiches Buch sein.
Dies aber wohlwissend, dass man halt hier und da einen Irrtum aus der Datenbank übernimmt, und dass das eigentlich nicht der Sinn dieser Datenbanken ist.
Und später alles nachführen, wenn sich die Namen ändern... das würde ich nur machen, wenn man an dem Thema Interesse hat.
Die früheren Namen werden ja nicht falsch, und dürfen weiterhin benutzt werden.
Nicht jeder will sich für jeden gefundenen Pilz in die (teils nicht frei zugängliche) Fachliteratur stürzen, nur um dann nach einer Stunde Recherche zu erkennen, dass auch in der Fachwelt Uneinigkeit herrscht.
Anders ist es, wenn man seriös publizieren will - dann kommt man an der Fachliteratur nicht vorbei.
Wenn es dort Widersprüche gibt, muss man sich halt einer Meinung anschliessen, was dann aber zu begründen ist.
Zurück zum Thema:
Der Status von Aspropaxillus giganteus und candidus ist noch nicht geklärt. Für keine der Arten gibt es meines Wissens einen physischen Holotypus oder Neotypus.
Niemand weiss so genau, was Sowery im Jahr 1815 in der Hand hatte, als er seinem Pilz den Namen Agaricus giganteus gab.
Ebenso weiss auch niemand, was auf dem Tisch von Bresadola lag, als er im Jahr 1882 Clitocybe candida beschrieb.
Somit ist alles, was danach kommt, nur eine Meinung oder Interpretation, aber nicht sakrosankt.
Es könnten zwei ähnliche Arten sein, oder nur eine, wir wissen es nicht.
Bis das geklärt ist (durch Neotypisierung), kann man es handhaben wie man will:
Man darf mit gutem Gewissen alles in einen Topf werfen, oder aber einen der beiden Namen benutzen, wenn man eine Kollektion morphologisch zuordnen kann.
LG Raphael
Hallo Günter
Pl. roseipes hat auch eine andere HDS-Struktur, mit Haaren bis 250 µm lang:
Makroskopisch ist der Hut nicht so locker körnig, sondern wirkt eher glimmerig, und ist weder gerieft noch aderig-runzelig.
LG Raphael
Hallo Bernd
Hiermit müsste der theoretisch bestimmbar sein, aber die Gruppe ist schrecklich schwierig:
Deine Sporen sind reichlich gross für die Gruppe, dadurch fallen viele Arten raus.
Da wäre jetzt ein Mittelwert wichtig, damit lässt es sich noch etwas eingrenzen.
Pl. ephebeus agg. hat eine andere HDS-Struktur. Zu der Gruppe gibt es eine ganz neue Arbeit (leider nicht open access):
https://www.tandfonline.com/doi/full/10.1080/14772000.2026.2632242
Hier die HDS-Struktur gemäss dem Paper:
edit: ok, das erste Paper hast du schon, und die zu grossen Sporen auch bemerkt 
Gruss Raphael
Hallo Bernd
Ja der hat eindeutig Schnallen.
Dann lässt es sich recht gut eingrenzen in subgen. Leptonia, es passt gut zu Entoloma sublaevisporum.
HIer: https://www.researchgate.net/p…ure_reserve_Holmvassdalen
Gruss Raphael
Hallo zusammen
Die Schnallen-Frage müsste erstmal geklärt werden.
Anhand der Mikrobilder habe ich zumindest den Verdacht, dass da welche sind.
Zum Beispiel hier:
In einem guten Präparat findet man an den kleinen Basidiolen vermutlich welche.
Wenn der Rötling Schnallen hat, ist Cyanula raus.
Mit diesen welligen (nicht eckigen) Sporen gibt es aber auch nicht unendlich viele Arten, aber wohl auch noch einige namenlose Arten.
LG Raphael
Hallo Bernd
Naja bzgl. Messen hast du schon ein Stück weit recht.
Allerdings hilft eine grössere Anzahl schon, in der Annahme, dass der optische Messfehler nicht immer in die gleiche Richtung passiert. Wenn du 10 Sporen etwas zu gross misst, und 10 etwas zu klein (was bei einer Normalverteilung anzunehmen ist), dann gleichst du zumindest den optischen Messfehler mit einer zunehmenden Sporenanzahl teilweise aus. Wenn du natürlich einen systematischen/technischen Messfehler hast, also alles grundsätzlich zu gross oder zu klein gemessen wird, dann ist eh alles für die Katz und du kannst es beim Richtwert belassen.
Hinzu kommt, dass nicht nur der Mittelwert wichtig ist, sondern auch Minimum und Maximum (ohne Ausreisser).
Ich habe mich auch lange dagegen gewehrt, mehr als 3 Sporen zu messen, und meinte es ginge auch ohne. Seitdem ich in kritischen Fällen (und nur dann) prinzipiell 20 Sporen messe, ist die Bestimmung deutlich erfolgreicher geworden.
Wie auch immer, das überlasse ich dir. Es scheint mir einfach wenig erfolgsversprechend, sich bei der Messmethodik gegen die allgemein etablierte Meinung aufzulehnen. Ich habe mich nach einigen Jahren auch gefügt
Insbesondere bekommst du bei Bestimmungsanfragen eher eine hilfreiche Antwort, wenn du so misst wie alle anderen auch, statt ausführlich zu begründen, warum die Messmethodik der anderen Unsinn ist. Die werden ihre Methode deswegen nicht ändern, sondern können oder wollen dir dann einfach nicht helfen...
Zu deinem Pilz, was eigentlich wichtiger ist: nur wegen dem Befall muss der nicht gleich weg.
Ich würde nochmal die Lamellenschneide in Durchlicht und Koh anschauen, ob das wirklich Zystiden sind. Wenn ja, muss es sehr viel mehr davon geben. Dann schauen wir weiter, wenn du noch Interesse hast.
Lg Raphael
