Das ist aber nach der neueren Fachliteratur kein Synonym von Pl. plautus.
Allerdings wurde der Typus von depauperatus bisher nicht sequenziert, ist also noch alles in der Schwebe.
LG Raphael
Beiträge von Clavaria
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Hallo Thorben
Also ein Dachpilz ist es sicher...
Vielleicht Pluteus depauperatus? Vergleiche mal damit:
Gruss Raphael
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Hallo Hias
Ah ja, ein guter Hinweis. Das ist laut den Papers von Moreau ein Artenaggregat.
Deshalb muss man da wohl eine gewisse Variabilität in Kauf nehmen.
Keine Ahnung, ob irgendwann jemand die Geduld hat, das genauer zu untersuchen.
Einige andere meiner Kollektion kommen näher an das, was du gefunden hast:
Die wuchsen ganz nahe neben denen, die ich oben gezeigt habe. Mikroskopisch praktisch identisch.
Vom anderen Standort (Ferpècle)
Die hier auch, eigenartigerweise. Da ist das Velum viel spärlicher, aber sonst passt alles.
Kollektion aus dem Jahr 2021
Und hier 2024.
Ich habe neulich mal ein Phylogramm für die Gattung gemacht. Leider gibt es nur wenige öffentliche luteolofibrillosa-Sequenzen.
Von meinen werde ich sicher einige sequenzieren lassen.
LG Raphael
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Hallo Andy
Hygrocybe acutopunicea ist ein nomen superfluum, der "richtige" Name ist Hygrocybe acuta.
Haller begründet den neuen Namen H. acutopunicea damit, dass acuta in den Hygrophoraceae bereits verwendet wurde. Die Art von Smith & Hesler wurde aber als Hygrophorus beschrieben, nicht als Hygrocybe, und heisst inzwischen Hygrocybe americana.
Moeller beschreibt die Art so (nur der linke, grosse Fruchtkörper):
Also ein konischer Saftling, nicht schwärzend, vom Habitus wie H. punicea, aber kleiner.
Über die HDS schreibt er nichts. Aber weil die Ähnlichkeit mit H. punicea betont und kein filziger Hut erwähnt wird, muss es eigentlich eine (Ixo)Kutis sein.
Dieser orangefarbene Rand, wie z.B. auf dem Bild in PdS, wird nicht erwähnt (im Gegenteil, der Hut soll von der Mitte her ausblassend).
Was in PdS als H. acutopunicea gezeigt wird, ist vermutlich was anderes, das schreibt auch Boertmann ("unknown to me").
Wie auch immer, meine Pilze hatten eine trichodermale HDS und teils eingeschnürte Sporen, sollte also schon miniata sein.
LG Raphael
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Hallo Emil
Ja da war ich am Standort auch unsicher, aber die Sporen passen sehr gut zu Calocybe:
Leider wollten sie keinen Abwurf machen, aber man sieht die typische, subfusoide Form von Calocybe carnea.
Rugosomyces hat sich als Gattung phylogenetisch nicht bestätigt. Siehe zum Beispiel hier:
LG Raphael
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So,noch ein paar hübsche Sachen.
Zunächst einige Sachen von einer Vereinsexkursion auf ca. 1300m.
1:
Ein winziges Dermoloma am Wegrand auf ca. 1300m. Es könnte Dermoloma carpathicum sein, ohne Garantie.
Sporen: 5.4-5.9-6.5 x 3.7-4.1-4.5 µm, Q = 1.31-1.44-1.59
HDS hymeniform
2:
Conocybe semiglobata
3:
Calocybe carnea
4:
Entoloma sericeum
5:
Hymenoscyphus fructigenus
6:
Phaeotremella foliacea
Dann eine Saftlingswiese auf 2200m:
7:
Hygrocybe miniata
8:
Hygrocybe cf. ortoniana
9:
Hygrocybe reidii mit Honiggeruch
10:
Gliophorus laetus var. flavus
11:
Hodophilus aff. fuscofoetens, noch namenlos und entsetzlich stinkend
12:
Entoloma caesiocinctum
13:
Entoloma serrulatum
14:
Entoloma formosum
15:
Ein kleines Hypholoma, das ich nicht bestimmen kann.
Sporen in Wasser
Cheilozystiden zylindrisch-keulig, dazwischen einige auffällige Chrysozystiden
Pleurozystiden ebenfalls als Chrysozystiden
HDS
16:
Lichenomphalia ericetorum
17:
Mycena spec., für mich unbestimmbar, weniger als 10mm im Durchmesser.
Sporen fast fusiform
Cheilozystiden schwer zu finden, aber vorhanden, koralloid
Kaulozystiden ebenso
18:
Mycena epipterygia
19:
Clavulinopsis cf. corniculata
20:
Cortinarius cinnamomeoluteus (da standen ein paar Salix-Büsche)
20:
Cuphophyllus hygrocyboides
21:
Entoloma cf. cognatum
Sporen subisodiametrisch
Cheilozystiden
Pleurozystide
22:
Entoloma cf. velenovskyi
Sporen heterodiametrisch
Cheilozystiden
Pleurozystiden unauffällig und spärlich
23:
Eine komische Zunge, Geoglossum cf. barlae
24:
Alnicola tantilla
Sporen praktisch glatt
Cheilozystiden
HDS
Kaulozystiden
25:
Galerina uncialis
Sporen
Cheilozystiden
Kaulozystiden
So, es reicht für heute.
Gruss Raphael
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Hallo zusammen
Nun ein paar subalpine Pilze aus den Grünerlen im Val de Nendaz (Lac de Cleuson) und dem Val d'Hérens (Ferpécle).
1:
Alnicola badiofusca (glaube ich)
Sporen typisch für die Gattung
Cheilozystiden sehr schlank
HDS, stark inkrustiert
Kaulozystiden
2:
Alnicola luteolofibrillosa gab es in Unmengen, leicht zu erkennen am reichlichen Velum und dem bitteren Geschmack.
Sporen kaum warzig und fast glatt.
Cheilozystiden
HDS
3:
Alnicola submelinoides
Sporen klein
Cheilozystiden keulig, untypisch für die Gattung, es gibt nur drei solche Arten.
HDS deutlich hymeniform
Kaulozystiden ebenfalls keulig.
4:
Diesen Rötling konnte ich nicht bestimmen. Ich warte mal auf FE 5c, vielleicht geht es damit.
Sporen 7.6-11.3 x 7.9-9.2 µm, (sub)isodiametrisch.
Basidien meist 2-sporig, Schnallen vorhanden, keine Zystiden.
HDS irgendwie zwischen trichodermal und hymeniform, mit komischen Verlängerungen.
5:
Ein komischer Trichterling, vielleicht Clitocybe lohjaensis.
Sporen sehr klein, 5-5.5 x 3-3.5 µm.
HDS eine gewöhnliche Kutis.
6:
Collybia cirrata wuchs dort wohl eher zufällig.
7:
Dacrymyces stillatus
8:
Hymenoscyphus epiphyllus
Sporen in Lugol, einige septiert
Asci apikal amyloid
Paraphysen mit lichtbrechendem Inhalt
Excipulum irgendwie zwischen textura angularis und textura globulosa
9:
Tarzetta cf. alnicola
Die Sporen sind etwas schmaler als für die Art beschrieben.
Paraphysen
Asci furchtbar lang, bis 300 µm
Ectales Excipulum eine textura globulosa
Medulla eine textura intricata
10:
Lactarius alpinus
Sporen
HDS
11:
Eine komische Galerina, ich komme auf Galerina caulocystidiata.
Sporen praktisch glatt und sehr stark dextrinoid.
Cheilozystiden spärlich, Pleurozystiden nicht vorhanden.
HDS
Kaulozystiden überall am Stiel vorhanden.
12:
Ombrophila violacea
Sporen
Paraphysen
LG Raphael
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Hallo zusammen
Im Moment hat sich die Pilzlage hier etwas beruhigt, nachdem ich drei Wochen lang jede freie Minute am Mikroskop sah.
Jetzt gibt es in den Wäldern nur langweilige Sachen, sowas wie Steinpilze, die brauche ich nicht.
Also zeige ich euch ein paar hübsche Sachen aus den Bergen.
Bitte korrigiert mich gnadenlos, es sind alles nur Bestimmungsvorschläge.
Mikrofotos zeige ich nur wenige. Wenn jemand Interesse hat: Einfach nach mehr fragen.
Am Furkapass (bei Salix herbacea, reticulata) gab es Mitte August folgendes:
1:
Alpine Anomali sind quasi unbestimmbar. Vielleicht Cortinarius albocyaneus?
Sporen: 7.5-8.4-9.5 x 6.1-7.0-7.9 µm, schwach dextrinoid.
2:
Cortinarius chamaesalicis, der ein Synonym von C. badiolatus sein soll.
Sporen deutlich warzig, 10.4-12.3 x 6.2-6.9 µm
3:
Cortinarius cf. xanthocephalus
Sporen 8.4-9.4-10.5 x 6.9-7.4-8.9 µm
4:
Helvella philonotis
5:
Mallocybe squarrosoannulata
Sporen: 7.4-8.9-10.1 x 5.3-5.7-6.1 µm, Q = 1.37-1.56-1.75
Cheilozystiden: 16-25 x 9-10 µm
6:
Omphalina pyxidata
Dann aus dem abgelegenen Tal "Les Outannes" bei Salix herbacea:
7:
Omphalina rivulicola
8:
Inocybe canescens - mikroskopisch klar und sehr häufig, deshalb keine weiteren Details
9:
Eine beringte Mallocybe, vielleicht wieder M. squarrosoannulata.
Sporen: 8.5-9.4-10.9 x 5.3-6.1-6.7 µm, Q = 1.31-1.54-1.85
Eine weitere kurze Exkursion auf dem Nufenenpass ergab folgendes:
10:
Clavulina cinerea auf über 2500m
Cheilozystiden ähnlich wie oben.
11:
Das ist vielleicht Cortinarius alpicola.
Sporen: 8.0-9.0-10.0 x 6.2-7.4-8.0 µm
12:
Das hier sah schwer nach Cuphophyllus virgineus aus, aber er ist es nicht.
Ich finde nur einen möglichen Namen: Cuphophyllus angustifolius.
Die Sporen sind winzig, etwa 4-5 x 3-3.5 µm.
13:
Ein kleiner Risspilz, den ich mit einigen Fragezeichen als Inocybe gymnopilus bestimmt habe.
Sporen recht gedrungen: 7.9-9.1-10.6 x 5.8-6.4-7.2 µm, Q = 1.26-1.42-1.63
Cheilozystiden 38-63 x 15-21 µm
Pleurozystiden 45-78 x 14-18 µm
Kaulozystiden, überall am Stiel vorhanden.
14:
Inocybe cf. lindrothii
Sporen: 9.3-10.2-11.7 x 5.7-6.1-6.6 µm, Q = 1.50-1.68-1.89
Cheilozystiden auffallend schlank und sehr dickwandig, apikal meistens sandig, 45-89 x 13-21 µm.
Pleurozystiden ebenso, 61-71 x 13-17 µm
Kaulozystiden überall reichlich vorhanden.
Mehr folgt im nächsten Beitrag.
LG Raphael
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Hallo Thorben
Ja, Clitopilus chrischonensis wäre ein guter Kandidat.
Der kreideweisse, etwas samtige Hut passt gut dazu.
Um das abzusichern, müsstest du noch Pleurozystiden suchen, Cl. chrischonensis muss nämlich welche haben.
Hier zum Vergleich: WK-Tagung 2023
LG Raphael
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Hallo zusammen,
also wenn dann würde ich raten, sich an Pilze Deutschland zu halten (oder wo auch immer man gerade kartiert). Wenn es z.B. um Phytoparasiten geht, wird bei Mycobank und Index Fungorum teilweise sehr viel synonymisiert, was nicht synonymisiert werden sollte.
Björn
Ihr seid in Deutschland verwöhnt, mit dieser akkurat gepflegten Datenbank. Unsere Kartierungsdatenbank bekommt nur alle paar Jahr ein Update. Es ist auch niemand da, um für jeden Namen zu entscheiden, ob das nun ein Synonym sein soll oder nicht.
Also muss man meistens mit dem Stand von vor x Jahren kartieren, und in Kauf nehmen, dass manche Synonyme definitiv falsch sind. Die Möglichkeit, Artenaggregate zu kartieren, fehlt bei uns auch. Habe ich schon mehrmals angeregt.
Für meine private Ablage ist das keine geeignete Referenz...
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Hallo zusammen
Naja für private Zwecke halte ich es für eine pragmatische Lösung, wenn man einfach immer den Namen aus Mycobank oder Index Fungorum verwendet.
Oder eine andere Datenbank, Pilze Deutschland ist auch gut. Es kann auch ein neueres, umfangreiches Buch sein.
Dies aber wohlwissend, dass man halt hier und da einen Irrtum aus der Datenbank übernimmt, und dass das eigentlich nicht der Sinn dieser Datenbanken ist.
Und später alles nachführen, wenn sich die Namen ändern... das würde ich nur machen, wenn man an dem Thema Interesse hat.
Die früheren Namen werden ja nicht falsch, und dürfen weiterhin benutzt werden.
Nicht jeder will sich für jeden gefundenen Pilz in die (teils nicht frei zugängliche) Fachliteratur stürzen, nur um dann nach einer Stunde Recherche zu erkennen, dass auch in der Fachwelt Uneinigkeit herrscht.
Anders ist es, wenn man seriös publizieren will - dann kommt man an der Fachliteratur nicht vorbei.
Wenn es dort Widersprüche gibt, muss man sich halt einer Meinung anschliessen, was dann aber zu begründen ist.
Zurück zum Thema:
Der Status von Aspropaxillus giganteus und candidus ist noch nicht geklärt. Für keine der Arten gibt es meines Wissens einen physischen Holotypus oder Neotypus.
Niemand weiss so genau, was Sowery im Jahr 1815 in der Hand hatte, als er seinem Pilz den Namen Agaricus giganteus gab.
Ebenso weiss auch niemand, was auf dem Tisch von Bresadola lag, als er im Jahr 1882 Clitocybe candida beschrieb.
Somit ist alles, was danach kommt, nur eine Meinung oder Interpretation, aber nicht sakrosankt.
Es könnten zwei ähnliche Arten sein, oder nur eine, wir wissen es nicht.
Bis das geklärt ist (durch Neotypisierung), kann man es handhaben wie man will:
Man darf mit gutem Gewissen alles in einen Topf werfen, oder aber einen der beiden Namen benutzen, wenn man eine Kollektion morphologisch zuordnen kann.
LG Raphael
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Hallo Günter
Pl. roseipes hat auch eine andere HDS-Struktur, mit Haaren bis 250 µm lang:
Makroskopisch ist der Hut nicht so locker körnig, sondern wirkt eher glimmerig, und ist weder gerieft noch aderig-runzelig.
LG Raphael
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Hallo Bernd
Hiermit müsste der theoretisch bestimmbar sein, aber die Gruppe ist schrecklich schwierig:
Deine Sporen sind reichlich gross für die Gruppe, dadurch fallen viele Arten raus.
Da wäre jetzt ein Mittelwert wichtig, damit lässt es sich noch etwas eingrenzen.
Pl. ephebeus agg. hat eine andere HDS-Struktur. Zu der Gruppe gibt es eine ganz neue Arbeit (leider nicht open access):
https://www.tandfonline.com/doi/full/10.1080/14772000.2026.2632242
Hier die HDS-Struktur gemäss dem Paper:
edit: ok, das erste Paper hast du schon, und die zu grossen Sporen auch bemerkt
Gruss Raphael
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Hallo Bernd
Ja der hat eindeutig Schnallen.
Dann lässt es sich recht gut eingrenzen in subgen. Leptonia, es passt gut zu Entoloma sublaevisporum.
HIer: https://www.researchgate.net/p…ure_reserve_Holmvassdalen
Gruss Raphael
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Hallo zusammen
Die Schnallen-Frage müsste erstmal geklärt werden.
Anhand der Mikrobilder habe ich zumindest den Verdacht, dass da welche sind.
Zum Beispiel hier:
In einem guten Präparat findet man an den kleinen Basidiolen vermutlich welche.
Wenn der Rötling Schnallen hat, ist Cyanula raus.
Mit diesen welligen (nicht eckigen) Sporen gibt es aber auch nicht unendlich viele Arten, aber wohl auch noch einige namenlose Arten.
LG Raphael
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Hallo Bernd
Naja bzgl. Messen hast du schon ein Stück weit recht.
Allerdings hilft eine grössere Anzahl schon, in der Annahme, dass der optische Messfehler nicht immer in die gleiche Richtung passiert. Wenn du 10 Sporen etwas zu gross misst, und 10 etwas zu klein (was bei einer Normalverteilung anzunehmen ist), dann gleichst du zumindest den optischen Messfehler mit einer zunehmenden Sporenanzahl teilweise aus. Wenn du natürlich einen systematischen/technischen Messfehler hast, also alles grundsätzlich zu gross oder zu klein gemessen wird, dann ist eh alles für die Katz und du kannst es beim Richtwert belassen.
Hinzu kommt, dass nicht nur der Mittelwert wichtig ist, sondern auch Minimum und Maximum (ohne Ausreisser).
Ich habe mich auch lange dagegen gewehrt, mehr als 3 Sporen zu messen, und meinte es ginge auch ohne. Seitdem ich in kritischen Fällen (und nur dann) prinzipiell 20 Sporen messe, ist die Bestimmung deutlich erfolgreicher geworden.
Wie auch immer, das überlasse ich dir. Es scheint mir einfach wenig erfolgsversprechend, sich bei der Messmethodik gegen die allgemein etablierte Meinung aufzulehnen. Ich habe mich nach einigen Jahren auch gefügt
Insbesondere bekommst du bei Bestimmungsanfragen eher eine hilfreiche Antwort, wenn du so misst wie alle anderen auch, statt ausführlich zu begründen, warum die Messmethodik der anderen Unsinn ist. Die werden ihre Methode deswegen nicht ändern, sondern können oder wollen dir dann einfach nicht helfen...
Zu deinem Pilz, was eigentlich wichtiger ist: nur wegen dem Befall muss der nicht gleich weg.
Ich würde nochmal die Lamellenschneide in Durchlicht und Koh anschauen, ob das wirklich Zystiden sind. Wenn ja, muss es sehr viel mehr davon geben. Dann schauen wir weiter, wenn du noch Interesse hast.
Lg Raphael
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Sporen so 8*6 µm (ohne Höcker), mit Höckern maximal 10 µm
Hallo Bernd
Sporen von Inocybe musst du immer mit den Höckern messen ("Kasten drum", auch wenn das etwas unpräzise ist).
Über den Sinn dieser Methode kann man diskutieren, aber es ist nun halt so etabliert.
Wenn du ohne Höcker misst, kannst du mit den gängigen Schlüssel nicht vernünftig arbeiten.
Eine ungefähre Angabe ("so") reicht auch nicht, wenigstens 10 Sporen solltest du schon messen, lieber 20.
Dann braucht es für Länge, Breite und Mittelwert Angaben für von/bis und Mittelwert.
Dann müsstest du den Stiel noch auf Kaulozystiden untersuchen. Im oberen Drittel und im unteren Drittel.
HDS, Stielhyphen und Schnallen sind bei Inocybe nicht hilfreich.
Es würde auch helfen, einige Cheilo- und Pleurozystiden zu messen.
Diese Bruchstücke sind Fremdkörper, ein Befall oder irgendwas aus der Umwelt. Sicher nicht relevant für die Bestimmung.
LG Raphael
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also, nun die Risspilze ( Ditte ) . Bei den Mallocyben wie immer ohne Hoffnung auf eine Bestimmung.
Habitat: Mehrheitlich wohl Kalkboden. Begleiter: Salix herbacea, serpyllifolia, reticulata. Höhe zwischen 2550 und 2700 Meter.
10:
Das hier könnte Mallocybe granulosa sein.
Stielbasis chromgelb, was es leider bei mindestens vier Arten geben kann oder auch nicht.
Geruch nach Pelargonium.
Sporen: 8.6-9.8-10.9 x 5.2-5.8-6.2 µm, Q = 1.56-1.71-1.98
Cheilozystiden reichlich vorhanden, keulig, 18-27 x 9-12 µm.
11:
Die hier konnte ich nicht bestimmen. Das plüschige Aussehen erinner ans M. arthrocystis, aber sie ist zu hell, und die Sporen sind zu klein.
Geruchlos.
Sporen: 8.6-9.8-10.9 x 5.2-5.8-6.2 µm, Q = 1.56-1.71-1.98
Cheilozystiden schlank, zylindrisch oder etwas keulig, 23-59 x 7-12 µm.
12:
Noch eine dunkle, aber viel schlankere Mallocybe.
Stielbasis wieder gelb.
Sporen: 7.9-9.1-10.7 x 4.9-5.4-5.8 µm, Q = 1.46-1.68-1.90
Cheilozystiden leicht keulig, 19-27 x 10-13 µm.
13:
Schwierig, mein Arbeitsname ist Inocybe humilis.
Stielbasis mit gerandeter Knolle. Geruch schwach, aber nicht spermatisch.
Sporen: 9.6-10.7-11.8 x 6.6-7.3-8.3 µm, Q = 1.31-1.47-1.67
Pleurozystiden dickwandig, gelb in KOH, 52-72 x 11-16 µm.
Cheilozystiden ähnlich, etwas kürzer, 48-61 x 13-18 µm.
Kaulozystiden überall am Stiel reichlich vorhanden.
14:
Der hier ist sehr ähnlich, hat aber diese eher zwiebelförmige, weniger gerandete Knolle, und der Hut ist dauerhaft stark gewölbt.
Ich meine, den hatte ich dieses Jahr schon: Inocybe obtusiuscula.
Geruch schwach, nicht spermatisch.
Sporen ähnlich geformt, aber grösser: 10.0-11.4-12.3 x 6.9-7.3-7.9 µm, Q = 1.36-1.56-1.67
Pleurozystiden etwas weniger dickwandig und auch weniger reagierend auf KOH, 54-70 x 18-21 µm.
Cheilozystiden bauchiger mit wenig ausgeprägtem Hals, 51-75 x 16-23 µm.
Kaulozystiden überall am Stiel vorhanden.
15:
Eine ganz hübsche Gruppe, die ich leider nicht bestimmen konnte. Es gehört wohl in die Nähe von Inocybe rupestris.
Geruch spermatisch.
Sporen klein, 7.1-8.3-9.5 x 4.4-4.9-5.7 µm, Q = 1.45-1.68-1.86
Pleurozystiden: 49-70 x 11-18 µm
Cheilozystiden: 43-64 x 11-15 µm
Kaulozystiden nur im oberen Drittel vorhanden, fast keine metuloid, nur keulig.
16:
Das hier könnte Inocybe substellata sein.
Geruch spermatisch.
Die Sporen sind sehr stark höckerig, 10.3-11.4-13.1 x 7.9-8.6-9.9 µm, Q = 1.11-1.33-1.52
Pleurozystiden mit etwas welligen Wänden, 67-74 x 16-22 µm.
Cheilozystiden 65-92 x 14-20 µm.
Kaulozystiden überall vorhanden.
17:
Diese hier wuchsen in einem riesigen Feld von Salix reticulata.
Ich finde, es passt gut zu der ungültig beschriebenen Inocybe tenerella.
Geruch spermatisch.
Die Basis ist manchmal gerandet knollig, aber nicht immer.
Sporen 7.2-8.6-10.0 x 4.7-5.3-5.9 µm, Q = 1.46-1.64-1.82
Pleurozystiden 49-67 x 13-16 µm.
Cheilozystiden 43-62 x 14-16 µm.
Stiel auf ganzer Länge bereift und sehr variablen Kaulozystiden.
18:
Der hier ist problematisch. Vielleicht Inocybe undatolacera? Aber die Sporen sind deutlich zu breit dafür.
Geruch spermatisch.
Die Sporen sind laceroid und riesig: 12.7-14.0-15.6 x 5.8-6.6-7.4 µm, Q = 1.84-2.13-2.39
Pleurozystiden 54-65 x 17-24 µm
Cheilozystiden 50-73 x 15-27 µm.
Kaulozystiden nur am obersten Apex vorhanden.
So, das war's.
LG Raphael
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Hallo zusammen
Letztes Wochenende habe ich eine Wanderung im Val de Nendaz gemacht. Ab etwa 2500m Höhe zeigten sich reichlich Pilze.
Weiter unten nur wenige an feuchten, schattigen Stellen.
Lac du Grand Desert auf 2650m
Zunächst zwei Sachen, die weiter unten in den Grünerlen wuchsen:
1:
Ein winziger, weisser Rötling. Bisher war das einfach Entoloma sericellum, jetzt ist es nicht mehr so einfach.
Mit FE5c wird die Bestimmung vielliecht einfacher, im Moment ist die Gruppe enorm schwierig.
Mein Arbeitsname ist Entoloma nix.
Die Sporen sind für E. sericellum s.str. etwas zu klein.
Die Zystiden sind bei der sericellum-Gruppe unauffällig und oft schwierig zu finden.
2:
Lactarius obscuratus
Sporen schön netzig
HDS zellig
3:
EIne winzige Arrhenia mit seitlich eingeschnittenem Hut. Im acerosa-Aggregat wurden einige neue Arten beschrieben.
Trotzdem ist da noch vieles offen, und die Bestimmung ist eher ein Ratespiel.
Diese hier hat fast kugelige Sporen, 5.0-6.0 x 4.8-5.7 µm, Q = 1.0-1.15
Schnallen sind vorhanden, keine Zystiden.
Die Basidien sind bunt gemischt 1, 2 oder 4-sporig.
Die einzige halbwegs passende Art scheint Arrhenia similis zu sein, keine Ahnung ob das stimmt.
4:
Dieser Pilz mit seinem flaumigen Stiel ist viel einfacher: Arrhenia velutipes.
Sporen typisch für die Gattung.
HDS mit braunen, inkrustierten Haaren
Stiel ähnlich, aber Haare weniger inkrustiert.
5:
Die einzige Telamonia auf der Wandung passt sehr gut zu dem, was Armada et al. Cortinarius ferrugineifolius nennen.
Sporen klein und stark warzig, stark dextrinoid.
HDS simplex, Subkutis nicht differenziert.
6:
Ein kniffliger Rötling bei Salix herbacea und Salix serpyllifolia.
Auch hier brauche ich erstmal das neue Buch, bis dahin nenne ich ihn Entoloma cf. majaloides.
Sporen isodiametrisch, Ecken teils abgerundet, teils betont.
Basidien viersporig, Zystiden nicht vorhanden. Schnallen überall vorhanden.
7:
Ein auffallend dunkler Häubling im feuchten Moos. Hier kam ich auf keine wirklich gute Bestimmung.
Vielleicht Galerina atkinsoniana f. quadrispora.
Sporen sehr hell und grob warzig, schwach dextrinoid.
Cheilozystiden lageniform, und dummerweise viele deutlich kopfig, was irgendwie zu keiner Art passen will.
Pleurozystiden hat er auch.
Pileozystiden auch...
... und Kaulozystiden auch, im unteren Drittel auch, aber nur wenige.
8:
Hygrocybe coccineocrenata am Rand eines Sumpfes.
Sporen unauffällig.
9:
Protostropharia semiglobata. Es gibt ja einige ähnliche Arten, die man nur mikroskopisch unterscheiden kann.
.Sporen mit zentralem Keimporus.
Cheilozystiden
Pleurochrysozystiden
Kaulozystiden ebenfalls als Chrysozystiden.
Im Anschluss folgen noch ein paar Risspilze.
LG Raphael
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so, weil mich die Sache nicht loslässt, habe ich mal ein Phylogramm mit einigen europäischen Sequenzen erstellt:
Man sieht daraus folgendes:
- subhirsutum könnte man vielleicht in zwei Arten aufteilen, das haben Esteve-Raventos et al. ja auch schon geschrieben.
- Auch bei calamistratum s.str. gibt es zwei Clades
- Meine Sequenzen (in blau) gesellen sich sehr schön zu subhirstutum II, gracilentum und praetermissum
- Es scheint in Europa noich mindestens fünf namenlose Arten in der Gruppe zu geben. Meine Kollektionen gehören aber nicht dazu.
Fazit: Sequenzieren lohnt sich in der Gruppe!
LG Raphael
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Hallo Helmut
Ich halte das auch für I. gracilentum.
Die Sporenmasse sind bei all diesen Arten nicht wirklich verlässlich.
Meine sechs Kollektionen haben folgende Werte:
21.099: 11.8-12.8-14.6 x 6.0-6.7-7.6 µm, Q = 1.66-1.91-2.19 (sequenziert)
24.137: 11.5-12.7-14.6 x 5.4-6.1-7.0 µm, Q = 1.88-2.10-2.38 (sequenziert)
24.180: 8.7-10.1-11.1 x 4.9-5.6-6.1 µm, Q = 1.58-1.81-2.04 (nicht sequenziert)
24.218: 9.3-10.6-12.1 x 5.1-5.8-6.2 µm, Q = 1.52-1.84-2.11 (nicht sequenziert)
24.240: 10.8-12.3-14.6 x 5.3-5.8-6.4 µm, Q = 1.69-2.13-2.56 (nicht sequenziert)
26.065: 8.6-10.6-12.3 x 5.2-5.6-6.3 µm, Q = 1.56-1.90-2.27 (von letztem Wochenende, nicht sequenziert)
Da korelliert kaum etwas miteinander. Die Kollektionen mit langen Sporen können sowohl bei der Breite als auch beim Koeffizient unterschiedlich sein.
Man kann allenfalls sagen: Die Kollektionen mit hohem Koeffizient (> 2) haben auch immer Sporen, die im Schnitt deutlich > 5.5 µm breit sind.
Damit lässt sich zumindest eine vage Abgrenzung zu I. praetermissum machen.
Man muss sich auf die Gesamtheit der Merkmale verlassen, das eine oder andere kann immer abweichen.
Das makroskopische Erscheinungsbild ist ganz wichtig. I. gracilentum hat diese struppige Hutmitte, die sehe ich mindestens auf drei deiner Bilder.
Das hat z.B. I. praetermissum nicht so ausgeprägt, da ist der Hut gleichmässig überfasert.
Die Zystiden waren bei meinen Kollektionen oft so wie du es oben zeigst:
24.137
24.180
24.240
Die hier ist vom Wochenende, ich halte es auch für I. gracilentum.
Meine sequenzierten Kollektionen zeigen immer etwa 1% Abweichung im Blast, vielleicht gibt es da wirklich noch eine weitere kryptische Art.
Ich werde mal einen Baum erstellen...
LG Raphael
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Hallo,
Wenn der Pilz Pleurozystiden hat, ist es aber nicht P. cinctulus.
Die Pleurozystiden/Sulphidien sind bei Panaeolus sehr schwer zu finden.
Sie sind klein, spärlich, und alles ist bedeckt von Sporen.
Ich wasche das Lamellenschnitt mehrmals in Wasser aus, damit es weniger Sporen gibt.
Dann mikroskopiere ich in Ammoniak.
Es gibt eine recht neue Arbeit zu Panaeolus:
Consiglio, G.; Marchetti, M. 2023. Contributo alla conoscenza del Genere Panaeolus sensu lato. Rivista di Micologia 66(3). 209-286
https://www.researchgate.net/publication/388882287_Panaeolus
LG Raphael
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den letzten Cortinarius (so ein hübscher!) könntest du mal mit C. comatus vergleichen.
Hallo Matthias
C. comatus hatte ich auf dem Radar, der hat aber deutlich breitere Sporen (6-7 µm).
Meine Kollektion hatte Sporen von 7.8-8.6-9.3 x 4.8-5.2-5.8 µm.
Ich habe mit Armada et al., FN, FAN und Moser geschlüsselt, und auch das neue alpine Buch von Bizio et al. durchstöbert.
Leider überall Sackgassen. Vielleicht sind die Fruchtkörper noch zu jung.
an G. umbratile (sensu stricto nach auct. plur.) glaube ich nicht ganz.
Hallo Alex
Naja es passt recht gut zu dem, was z.B. bei Jamoni oder Bizio als alpines Geoglossum umbratile gezeigt wird.
Aber du hast schon recht, mich überzeugt die Bestimmung auch nicht.
Wie wir ja wissen, gibt es da noch einige namenslose Arten.
Die Kollektion ist eh für eine Sequenzierung vorgemerkt. Wenn ich dann irgendwann im Winter Ergebnisse habe, melde ich mich.
Die S. globosa konnte ich bis dato nicht finden
Die Kollektion letztes Jahr war völlig anders. Sie wuchs im Sumpf bei Moos und war etwa zehnmal grösser:
Schwer vorstellbar, dass das das gleiche sein soll, wie diese mickrigen Dinger im Sand, also in einem völlig anderem Habitat.
Aber mikroskopisch passt es. Mal schauen, auch das geht in die Sequenzierung.
LG Raphael
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Hallo zusammen
Eines meiner Lieblings-Gebiete trotzt der elendiglichen Dürre, und bringt jede Menge spannende Pilze hervor.
Habitat: Kalkboden auf ca. 2350 m.ü.NN, meistens bei Salix herbacea oder reticulata.
1:
Ein kleiner Nabeling auf Sand mit Moos und Pionier-Vegetation. Mein Arbeitsname ist Arrhenia griseopallida.
Allerdings ist in der Gattung eine morphologische Bestimmung im Moment unrealistisch.
Sporen typisch für Arrhenia, tropfenförmig mit kräftigem Apikulum.
HDS grob inkrustiert, Endelemente zylindrisch oder angedeutet keulig.
2:
Ein schwieriger Rötling im Sand zwischen Steinen. Meine Hoffnung ruht auf dem neuen Entoloma-Band, der bald herauskommt.
Vielleicht Entoloma nitriolens?
Sporen isodiametrisch mit mehr oder wenig ausgeprägten Ecken.
Basidien viersporig, Schnallen überall vorhanden.
HDS-Pigment rein intrazellulär.
3:
Ein Häubling in Moos, den ich nach langem Hin und Her zu Galerina alpina ernenne.
Die Art ist irgendwie in Vergessenheit geraten, passt aber sehr gut.
Die Sporen sind recht klein, deutlich warzig und dextrinoid.
Cheilozystiden lageniform, wie bei vielen Galerinas. Pleurozystiden ähnlich, spärlich.
4:
Eine mickrige Erdzuge auf Sandboden zwischen Pionier-Vegetation. Es scheint Geoglossum umbratile zu sein.
Sie standen da zu hunderten.
Sporen braun, mit sieben Septen.
Paraphysen mit zylindrischen oder leicht keuligen Endzellen.
5:
Ein Risspilz, der ausnahmsweise leicht bestimmbar ist: Inocybe egenula.
An dem Standort hatte ich sie schon zweimal.
Die Sporen sind sehr unregelmässig zwischen eckig und höckerig.
Cheilozystiden gelb in KOH. Pleurozystiden ähnlich. Kaulozystiden überall vorhanden.
6:
Legaliana badia
7:
Eine auffallend dunkle Mallocybe. Hier kann vielleicht Ditte helfen, bis dahin nenne ich sie Mallocybe umbrinofusca.
Die Sporen sind auffallend kurz, 7.1-8.6-10.2 x 5.8-6.2-7.1 µm, Q = 1.15-1.39-1.59
Cheilozystiden zahlreich, zylindrisch oder keulig, meist nicht septiert.
8:
Winzige Ascomyceten im trockenen Sand.
Es kann eigentlich nur eine kümmerliche Form von Sarcoleotia globosa sein, die kenne ich viel grösser und in feuchten Habitaten.
Sporen passend zu Sarcoleotia.
9-13:
Die Telamonien nur als Foto mit Bestimmungsvorschlag. Bei Interesse einfach fragen für mehr Details.
Cortinarius inops
Cortinarius impolitus
Cortinarius pulchripes
Cortinarius subtilior
Cortinarius spec., ein unbestimmbarer Winzling mit Pelargonium-Geruch aus der Gruppe um C. flexipes.
Gruss Raphael
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Hallo Bernd
Vielleicht Muscinupta laevis?
Schwierig ohne Sporen, aber der hat so ähnliche Zystiden.
Gruss Raphael
