Dass es eine Melanoleuca ist, wie von Raphael vorgeschlagen, glaube ich auch nicht. Unabhängig davon kann deine Gegenfrage
etwas abschrecken, zu helfen.
Es ist natürlich völlig richtig, das ist ganz klar ein Butterrübling.
Ich muss mir abgewöhnen, spät in der Nacht schnell schnell irgendwas am Handy zu schreiben 
DIe Gegenfrage hat mich nicht abgeschreckt, nur überrascht, weil anfangs nirgends von braunem Sporenpulver die Rede war.
LG Raphael
Hallo Björn
hm, das habe ich schon einige Male gezielt getestet, und konnte nie einen relevanten Unterschied bei den Messungen feststellen.
Wichtig ist natürlich, dass man eine wässrige Kongorot-Lösung nimmt, nicht eine Ammoniak-Lösung.
Ob der Farbstoff alleine auch die Grösse beeinflussen kann, weiss ich nicht, konnte ich aber bisher nicht feststellen.
LG Raphael
Hallo zusammen
Zum Pilz: Ohne Zystiden ist Tricholoma eosinobasis vom Tisch. Einen konkreten Vorschlag habe ich gerade auch nicht.
Was noch helfen könnte, ist die Frage nach den Schnallen.
Das liesse sich mit einem einfachen Präparat der HDS- oder Stielhyphen beantworten.
Lyophyllum hat reichlich Schnallen, Tricholoma keine (zumindest nicht die Arten, die hier in Frage kommen).
Gegen L. decastes spricht neben dem Geschmack auch noch, dass der grösstenteils völlig runde Sporen haben sollte.
Viele der gezeigten Sporen sind deutlich subglobos mit Q bis 1.2, das ist zu viel für decastes.
Allerdings sind die Bilder noch etwas unscharf für eine exakte Messung, drum will ich das auch nicht überbewerten.
Dann noch kurz zum Kongorot, für eine längere Diskussion ist das hier der falsche Ort:
Inamyloide, farblose Sporen (also von Weissporern) mikroskopiere ich oft in Kongorot.
Einfach weil man sie dann etwas besser sieht. Muss man natürlich nicht so machen.
Ansonsten nutze ich das so wie Christoph - für eine nicht pigmentierte HDS, hyaline Zystiden, Schnallensuche etc.
Einfach da, wo ich eine farblose Zellstruktur besser sichtbar machen möchte.
Das Krebsrisiko sehe ich nicht ganz so kritisch, bei diesen winzigen Mengen, es ist obendrein stark verdünnt, und verteilt über einen grossen Zeitraum.
Und es gibt keinen direkten Körperkontakt mit dem Farbstoff, vielleicht ein paar Moleküle die man einatmet.
Aber das muss jede(r) für sich entscheiden, der Hinweis ist berechtigt.
LG Raphael
Also ich halte das für einen Weichritterling...
Lg Raphael
also, was weiterhelfen würde:
- ein paar Sporen messen
- an der Schneide nach Cheilozystiden suchen
Ich ziehe doch wieder Tricholoma s.l. in Betracht.
Es gibt da schon Arten, die subglobose Sporen haben können.
Ein Kandidat wäre Tricholoma eosinobasis, hier: https://myk.univie.ac.at/wp-co…nobasis_OeZP_30_final.pdf
Der müsste aber (untypisch für die Gattung) auffällige, keulige Zystiden haben.
LG Raphael
Hallo Grafei
Ja, das kam oben halt nicht so klar raus bzw. konnte anders interpretiert werden. Bisher hast du alles vollkommen richtig gemacht.
Die Sporen sind offenbar inamyloid, womit Melanoleuca und Leucopaxillus definitiv raus sind.
Bitte beim nächsten Versuch nicht in Melzer mikroskopieren, das ist bei inamyloiden Sporen kontraproduktiv.
Idealerweise Kongorot verwenden, oder wenn nicht vorhanden in Wasser.
LG Raphael
Jörg, ich gratuliere zu diesem aussergewöhnlichen Fund! Das wäre eine Publikation wert.
Steffen, danke für die rasche Bestätigung per Sequenzierung!
ielleicht hat der Pilz einfach nicht richtig abgesport, und man sieht lediglich die "Feuchtigkeits-Muster" der Lamellen auf dem Papier.
stimmt auch wieder... also alles offen
Hallo zusammen
Die Sporen sind auf dem weißen Blatt kaum zu sehen. Also weiß, kein Mykologenrosa.
oben stand doch, dass das Sporenpulver weiss ist... das würde ich nicht in Frage stellen, wenn sogar ein Abwurf gemacht wurde.
Leucopaxillus gentianeus ist das nicht, der hat nie so einen glänzenden Hut, sondern ist matt, wirkt fast samtig.
Melanoleuca ist eigentlich nie auffallend bitter-scharf.
Ohne bessere Mikrobilder wird das ein Mysterium bleiben, danke ich.
LG Raphael
Hallo Thomas
Ich finde das Schlüsseln in der FN anhand der Farben eher schwierig. Gibt es da etwas akuelleres?
Das liegt nicht an der FN; sondern an der Gattung 
Auf die Farben kann man sich kaum verlassen, zumal wenn die Fruchtkörper nicht mehr topfrisch sind.
Einen vollständigen Schlüssel gibt es leider nicht, in der FN fehlen auch einige Arten.
Der Schlüssel hier ist ganz ok, aber auch veraltet: Henrici, A. 2009. Keys to Naucoria in Britain. Field Mycology 9 (2): 55-62
Aus Italien gibt es eine recht gute Arbeit aus dem Jahr 2022:
Consiglio, G.; Marchetti, M. 2022. Contributo alla conoscenza del Genere Alnicola. Rivista di Micologia 65(2): 5-95
Leider aber auch nicht vollständig, und im Schlüssel sind nur die dargestellten Arten drin.
Aber immerhin mit schönen Fotos und guten Beschreibungen. Zwar auf italienisch, aber das ist mit KI zum Glück kein Problem mehr.
Oder sonst die belgischen Papers:
de Haan, A. 2009. Waarnemingenin het genus Alnicola (Zompzwam) in Vlaanderen (1). Steerbeckia 29: 32-43
de Haan, A. 2011. Waarnemingenin het genus Alnicola (Zompzwam) in Vlaanderen (2). Steerbeckia 30: 3-13
de Haan, A.; Moreau, P.-A. 2012. Waarnemingen in het Genus Alnicola (zompzwam) in Vlaanderen (3). Sterbeeckia. 31: 3-15
Und dann natürlich diverse Papers von Moreau, der sich aber auf die Beschreibung neuer Arten konzentriert und (fast) keine Schlüssel erstellt hat.
LG Raphael
Hallo Thomas
Ja, der eine mit dem gewölbten Hut und dunklen Stiel ist vermutlich was anderes.
Welchen hast du mikroskopiert?
Die mit dem flachen Hut könnten Naucoria subconspersa oder umbrina sein, wenn die Mikros von denen sind.
Am besten gefällt mit Naucoria striata, dem Gerieften Erlenschnitzling.
Naucoria striata ist eine dubiose, nordamerikanische Art. Du meinst vermutlich N. striatula? Der gilt als Synonym von N. umbrina.
LG Raphael
Hallo Hugo
Ich halte das für plausibel, das kommt der Art recht nahe.
Aber man sollte das wenigstens noch mikroskopieren, noch besser natürlich sequenzieren.
Die Taxonomie ist etwas verworren. Lyophyllum flavobrunnescens ist eigentlich ein nomen superfluum.
Die Art heisst im Moment Tephrocybe longispora, sie gehört nicht zu Lyophyllum s.str.
Aber Tephrocybe ist eigentlich auch falsch.
Genetisch scheint sie in eine isolierte, noch nicht beschriebene Gattung zu gehören, mit nicht konstanter siderophiler Granulation.
Synonyme sind Rhodocollybia longispora und Lyophyllum daonense.
LG Raphael
Hast du dir einen eigenen Schlüssel gebastelt?
ja, einen synoptischen Schlüssel mit allen in Europa nachgewiesenen Melanoleuca-Arten.
Aber der ist in meine eigene Software integriert, ich kann ihn so nicht weitergeben.
Diesen Winter will ich eine Funktion ergänzen, um aus diesen Schlüsseln eine dichotome Variante zu erzeugen.
Ob das dann so funktioniert wie ich hoffe... naja mal schauen.
Hallo Björn
Ich finde da spricht nichts dagegen. Diese Art ist furchtbar variabel und wohl ziemlich häufig.
Vieles was früher longistriatum genannt wurde, ist wohl jetzt majusculum.
Karl W kann vermutlich auch noch was dazu sagen.
Ich habe vier sequenzierte Kollektionen, die sich eigentlich nicht wirklich ähnlich sind:
(ja, das Foto ist furchtbar)
LG Raphael
Hallo Schupfi
Oje, wurde ich etwa zum Melanoleuca-Experten befördert?
Naja, ohne behaupten zu wollen, dass ich Weichritterlinge bestimmen kann:
Es passt sehr gut zu M. polioleuca, ausser dass die Sporen im Schnitt 0.5 µm zu kurz sind.
Das will ich aber nicht überbewerten. Wenn ich da ein Auge zudrücke, kommt in meinem Schlüssel polioleuca als einziger Kandidat mit 100% Wahrscheinlichkeit.
Ich finde, du kannst es mit gutem Gewissen unter dem Namen ablegen.
Sicherheit bekommt man nur, wenn man etwa vier Loci sequenzieren lässt.
Die Mühe habe ich mir bisher nie gemacht. Mit der ITS alleine kommt man oft nicht klar in der Gattung.
LG Raphael
Hallo zusammen
Endlich ist ein schon lange erwartetes Paper erschienen:
Nun ist klar, das Nr. 5 anhand der Sequenz Inocybe jacobi ist.
Und wenn ich schon dabei bin, hier die restlichen Ergebnisse. Die Kollektionen sind alle sequenziert.
1 = Inocybe sambucella
2 = Inocybe virgatula
3 = Inocybe amicta
4 = Eine namenlose Art "Inocybe HG796970"
5 = Inocybe jacobi, wie gesagt
6 = Namenlose Art
7 = Inocybe subbrunnea
8 = Inosperma pisciodorum
9 = Inosperma gracilentum
LG Raphael
bis auf E. mougeotii, der sieht für mich sehr untypisch aus.
Hallo Hias
Ah da schaut einer genau hin... ja, bei dem war ich auch unsicher.
An diesen hektischen Tagungen kann oft nicht seriös arbeiten.
Ich werde das bei Gelegenheit nochmal verifizieren.
LG Raphael
Ja, das gilt als Synonym
Hallo zusammen
Ohne auf einen Blick auf die Sporen wird das eine Raterei.
Interessant wäre aber noch, ob und wie sich die Lamellen bei Berühung verfärben.
Für die gängigen Lyophyllum-Arten (deliberatum, semitale, paeolochroum) sind die Lamellen aber zu dicht.
Gerhardtia borealis scheint mir ein plausibler Kandidat zu sein.
LG Raphael
Hallo zusammen
Nach zwei intensiven Wochen bin ich wieder zu Hause. Obwohl es noch immer recht trocken ist, gab es einige spannende Funde.
Ich verzichte jetzt mal auf Mikrofotos - bei Interesse einfach fragen.
Die Bilder sind einigermassen nach Habitat sortiert, damit es übersichtlicher wird.
Viele Bestimmungen sind unsicher - bitte meldet euch, wenn euch etwas zweifelhaft erscheint.
a) Subalpine Magerwiese
1: Cuphophyllus lacmus - naja, keine Traumkollektion.
b) Grünerlen und anliegende Habitate auf 1900m:
2: Alnicola badiofusca
3: Galerina badipes
4: Loreleia marchantiae
5: Entoloma sericellum (vermutlich s.str.)
6: Ein noch namenloser Saftling, nach meinen Unterlagen komme ich nur auf Hygrocybe rubrolamellata.
7: Mycena pterigena auf Farnstengeln
c) Im Moor:
8: Entoloma jubatum
9: Entoloma elodes, noch jung
10: Cortinarius chrysolithus
11: Hypholoma elongatum
12: Cystoderma amianthinum f. album
13: Entoloma lividocyanulum
14: Gomphidius roseus (gefunden von einem Kollegen, habe nur ein Foto "geklaut")
15: Phaeonematoloma myosotis
16: Trichoglossum variabile, Sporen 7-15 fach septiert
17: Gymnopilus fulgens
18: Rickenella cf. fibula - etwas braun geraten und Sporen zu wenig schlank, mal schauen was daraus wird.
19: Lactarius scoticus
d) Montane Weiden und Magerwiesen
20: Entoloma cf. aranense
21: Entoloma asprellum
22: Entoloma mougeotii
23: Entoloma cf. pseudocruentatum
24: Dermoloma cuneifolium s.str.
25: Cystoderma jasonis
26: Entoloma sarcitulum
27: Galerina graminea
28: Panaeolus acuminatus
29: Dermoloma cf. huartii (Sporen etwas grösser als bei cuneifolium)
30: Lepiota tomentella
31: Pseudoporpoloma pes-caprae
32: Arrhenia cf. subglobisemen
e) Waldränder bei Salix, Picea etc. waren recht ergiebig
33: Alnicola luteolofibrillosa
34: Alnicola subconspersa
35: Cortinarius hinnuleus
36: Hebeloma velatum
37: Paxillus cf. olivellus
38: Stropharia caerulea
f) Auf Holzschnitzeln und auf einer Feuerstelle:
39: Deconica crobula
40: Pholiota highlandensis
41: Pholiota lenta
42: Tephrocybe anthracophila
LG Raphael
... das wäre jetzt auch mein Vorschlag gewesen.
Gut möglich, dass G. oregonensis mit der Douglasie importiert wurde, und bisher einfach nicht erkannt wurde.
Hallo Jörg
Es gibt tatsächlich einen Gelbfuss, der auf Suillus caerulescens parasitiert und recht ähnlich aussieht:
Das wäre allerdings der erste Nachweis für Europa, abgesehen von einer Umwelt-DNA aus dem Meer vor der Küste von England...
LG Raphael
Alles anzeigenAlles anzeigenHallo Mario
Ich finde das auch recht praktisch, vielen Dank!
Zwei Vorschläge:
a)
Das Komma wird nicht überall auf der Welt als Dezimaltrennzeichen verwendet.
Wenn ich so einen Export in meine Daten übernehmen will, muss ich immer erst alle Kommas durch Punkte ersetzen.
Ist es möglich, das Dezimaltrennzeichen aus dem Betriebssystem zu übernehmen?
Dito für das Tausendertrennzeichen, auch wenn das wohl nur selten benutzt wird...
b)
Selbst zwei Nachkommastellen sind mir bei Länge und Breite zuviel.
Das ist eine Scheingenauigkeit, und macht die Messungen unübersichtlicher.
Allerdings scheiden sich da wohl die Geister - wieso das nicht konfigurierbar machen?
Der Q sollte separat konfigurierbar sein, weil dort m.E. zwei Nachkommastellen wichtig sind.
LG Raphael
Habe ich rein gepacht als Option.
Hallo zusammen,
in der neuen Version 1.4.1026 von Trinos Sporenmesser gibt es jetzt die Schaltfläche „Optionen“.
Dort könnt ihr Komma oder Punkt als Dezimaltrennzeichen auswählen. Außerdem lassen sich keine, eine oder zwei Nachkommastellen einstellen – getrennt für Länge/Breite, Q und Volumen.
Die Auswahl gilt für die Anzeige sowie für TXT- und CSV-Exporte und bleibt nach einem Neustart gespeichert.
Intern wird weiterhin mit den ungerundeten Messwerten gerechnet.
Auch die Schreibweise ist jetzt korrigiert: Trinos Sporenmesser, ohne Apostroph. 🙂
Vielen Dank für eure Vorschläge! Weiter so
Viele Grüße
Mario
Wunderbar, vielen Dank!
Hallo Mario
Ich finde das auch recht praktisch, vielen Dank!
Zwei Vorschläge:
a)
Das Komma wird nicht überall auf der Welt als Dezimaltrennzeichen verwendet.
Wenn ich so einen Export in meine Daten übernehmen will, muss ich immer erst alle Kommas durch Punkte ersetzen.
Ist es möglich, das Dezimaltrennzeichen aus dem Betriebssystem zu übernehmen?
Dito für das Tausendertrennzeichen, auch wenn das wohl nur selten benutzt wird...
b)
Selbst zwei Nachkommastellen sind mir bei Länge und Breite zuviel.
Das ist eine Scheingenauigkeit, und macht die Messungen unübersichtlicher.
Allerdings scheiden sich da wohl die Geister - wieso das nicht konfigurierbar machen?
Der Q sollte separat konfigurierbar sein, weil dort m.E. zwei Nachkommastellen wichtig sind.
LG Raphael
Das ist aber nach der neueren Fachliteratur kein Synonym von Pl. plautus.
Allerdings wurde der Typus von depauperatus bisher nicht sequenziert, ist also noch alles in der Schwebe.
LG Raphael
