Beiträge von Tricholomopsis

    Servus Sabine,


    versetz dich bitte einfach mal in Autoren/-innen von Pilzbüchern hinein. Man zeigt eben auch "schöne" Pilze jenseits der Speisepilzecke, von denen man als Autor keine Ahnung hat, ob giftig oder nicht. Was macht man dann? "Kein Speisepilz" ist oft zu lang (Buchlayout), "Speisewert unbekannt" ist auch zu lang und vielleicht falsch, dennirgendwer kennt den Speisewert vielleicht aus Selbstversuchen, "giftig" ist zu hart, denn vielleicht ist auch das falsch. Meist bleiben dann eben drei Kategorien: 1. essbar 2. giftig 3. ungenießbar

    Daraus zu schließen, die Schubalde "ungenießbar" sei rein geschmacklich oder von der Konsistenz her nicht zum Genuss geeignet, ist dann ein gefährlicher Schluss. Wenn man sich da hinein verköstigen will, so aus Neugierde, dann würde ich vorsichtig(!) mal den Michael-Hening-Kreisel nehmen, was da als essbar steht. Wenn mein Wunschpilz dort als essbar steht, nachrecherchieren, ob man heute mehr weiß als damals. Und wenn nicht und du meinst, neugierig zu sein, dann wäre ein Kostversuch eher möglich als einfach so was "ungenießbares" zu probieren.

    Ich esse gerne Grünspanträuschlinge, die sind in aktuellen Büchern meist ungenießbar. Bei Stropharia ist auch nichts Tödliches bekannt und er wurde früher als Suppeneinlage verwendet. Oder Lacrymaria lacrymabunda. Wurde früher gegessen, schmeckt nicht aufregend, eher fad, aber essbar. Butterrüblinge stehen in vielen älteren Büchern als essbar drin. Junge und festfleischig finde ich sie o.k., alt aber... nun gut...


    Durch Literaturvergleich kannst du eher erkennen, wo Autoren ihren persönlichen Geschmack einfließen lassen und der Pilz wohl ungiftig ist und bei welchen Arten man halt kaum was weiß. Je seltener ein Pilz, umso weniger wurde er verzehrt, umso eher kann ein Gift vorhanden sein, das man noch nicht kennt. Graue Wulstlinge sind häufig, wurden oft gegessen, sind unproblematisch (wenn man sie erkennt), für mich im Geschmack aber richtig widerlich.


    Kurz gesagt: Literaturvergleich und Vorsicht. Im Zweifelsfall nicht probieren.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus beinand,


    ich habe gesehen, dass bei den Pilzportraits auch Peronospora-Arten vorgestellt werden, hätte aber nicht gedacht, sie bei den Ascomycota suchen zu müssen. Mein Vorschlag: neben Basidio- und Ascomycota noch eine dritte Rubrik für alle weiteren Pilz und pilzähnlichen Organsismen zu definieren. Es fällt mir schwer, Oomycota bei den Schlauchpilzen zu verorten ;-).

    Da vielleicht auch Chytridiomycota, vielleicht auch mal ein Glomus oder eine Endogone portraitiert werden, wäre so eine Kategorie hilfreich.

    Nur so als Vorschlag an die Forfenleitung.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Thorben,


    vielen Dank für die hilfreiche Antwort! Ich hatte schon überlegt, eine Sequenz machen zu lassen. Jetzt warte ich erstmal, was sich bei der Bearbeitung deines Belegs ergibt. Wenn es keine aktuell bekannten Verwechslungsarten gibt, kann ich den Fund auch kartieren. Ein Beleg ist eh vorhanden, falls sich später ergebensollte, dass es weitere ähnliche Arten gibt.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus "Pilze_Münsterland",


    ich traue mir ehrlich gesagt nicht zu, Nitrathelmlinge makroskopisch sicher zu bestimmen. Zu viele ähnliche Arten. Euer Foto erinnert mich an Mycena silvae-nigrae: https://mycena.no/silvaenigrae.htm Das Habitat scheint aber Laubwald zu sein? M. silvae-nigrae wächst gernan Picea.


    Mycena abramsii kenne ich mehr mit Grautönen. Ich will aber nicht ausschließen, dass er auch mal so aussehen kann. Aber ohne Mikroskop finde ich's schwierig.


    Pholiotina aporos mikroskopiere ich auch immer (geht ja sehr schnell, Sporen ohne Keimporus). Pholiotina vexans kann z.B. sehr ähnlich ausschauen. Wenn ich aber im Frühjahr so kräftige Fruchtkörper finde, war das immer Ph. aporos. Also rein der Wahrscheinlichkeit wegen gehe ich da mit.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Thorben,


    etwas sehr ähnliches hat ein Freund von mir an Berberis aufgesammelt und mir vorbeigebracht. Die Borsten habe ich nicht fotografiert (könnte ich nachholen, habe einen Beleg gemacht), aber die konidiogenen Zellen und die Konidien. Ich kam auch bei Dendrophoma cytosporoides heraus. Die beiden Anhängsel erreichen nicht ganz 1 µm Länge. Ich habe die Kollektion mit der einschlägigen Literatur vergleichen, vor allem mit Crous et al. (2012) – https://www.researchgate.net/p…dial_appendages_Persoonia

    Und da sind die Konidien etwas kürzer und gedrungener.


    Hier erstmal die Fotos:





    Ich komme bei den Konidien auf 4,1–5,4–6,1 (–7,8) × 1,3–1,5–1,8 µm (ohne Anhängsel) und Q = 2,6–3,7–4,8 (–5,6)


    Ich hatte die Kollektion wegen des etwas größeren Quotienten erstmal bei "cf" belassen. Hast du Erfahrung in der Gruppe, also der Gattung Dinemasporium s.l.? Kannst du das bestätigen oder sind die Konidien deiner Meinung nach in der Form zu verschieden?


    Bei der Zuordnung zu Dinemasporium im weiten Sinn bin ich sehr sicher und eigentlich bleibt nichts als Dendrophoma übrig, aber ich habe da eben zu wenig Erfahrung.


    Aufsammlung vom 4.4.2026, aus München Stadtgebiet, an Berberis vulgaris-Zweigen, Beleg Nr. CH2026040402


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus beinand,


    gestern habe ich ein Efeublatt mitgenommen, das einen deutlichen, nekrosen Blattfleck am Blattrand mit kleinen, schwarzen Punkten an der Oberseite aufwies. Unter dem Bino zeigt sich sofort, dass die "Punkte" Setae beseitzen, also kleine, schwarze Borsten. Nicht viele, aber sie sind erkennbar – es handelt sich um Colletotrichum trichellum. Das alles ist sehr klein, weshalb die Setae auf dem Foto (wegen meiner Auflichtbeleuchtung) nicht gut zu sehen sind, aber dafür git es ja auch Mikrofotos:




    Es gibt an Efeu ja noch weitere (mehr oder weniger deutliche) Blattflecken erzeugende Arten mit "schwarzen Punkten", so z. B. Asteromella hederacea, Boeremia hedericola, Chaetopyrena hedera-helicis, Microdiplodia riofrioi, Phyllosticta concentrica, Pyrenochaeta helicina oder Macrophoma ulcinjensis.


    Von diesen Arten haben nur Chaetopyrena hedera-helicis und Pyrenochaeta helicina Borsten. Erstere hat zweizellige, zylindrische Konidien (12–15 × 2–3 μm), die Pyrenochaeta helicina bildet Pycnidien auf der Ober- und Unterseits der Blattflecken und die einzelligen Konidien messen13–16 × 3–4 μm.


    Ich habe an meiner Kollektion gemessen: 19,4–22,3–24,9 × 4,4–4,6–4,9 μm. Die Gattung Colletotrichum ist sehr groß und viele Arten müssen zur Bestimmung sequenziert werden und/oder in Kultur genommen werden (z. B., um die Haustorien genau zu sehen, die auch Artmerkmale zeigen). Hier geht es aber (m.E.) klassisch, denn es gibt nicht sooo viele Arten mit gebogenen Sporen, dann der Bezug zum Wirt Hedera helix mit Blattnekrosen (die Art kommt wohl auch auf anderen Wirten vor, aber an Hedera gibt es m.W. nur diese eine Colletotrichum-Art) und dann sind die Sporen eben nicht nur schwach gebogen, sondern zudem teils etwas eingeschnütz (rote Pfeile oben). Das zeigt auch die Abbildung 4 (fig. 4 l) in dieser Publikation: https://mycokeys.pensoft.net/article/161122/ (Norphanphoun et al. 2025).


    Kurz gesagt: findet ihr mit der Lupe / unterm Bino auf den Blattflecken Pycnidien/Acervuli mit Borsten, dann lohnt ein Bestimmungsversuch. Colletotrichum trichellum gilt als generell häufig. Ich bin auf die Art gestoßen, weil ein Freund von mir aus München sie dort gefunden hat und mich diesbezüglich kontaktiert hat. Das hat mich animiert, selber nachzusuchen und bei der zweiten beiläufigen Gassigeh-Stichprobe wurde ich schon fündig. Die Blattflecken sind groß, unregelmäßig, gerne eben auch am Blattrand, nicht so, wie man es von Boeremia hedericola kennt (früher "Phoma" hedericola). Wobei dazu zu sagen ist, dass nicht jede "Phoma" mit Blattflecken an Efeu diese Art ist. Da sist aber ein anderes Thema.


    Colletotrichum ist übrigens die Nebenfruchtform der Gattung Glomerella – Colletotrichum wurde aber früher als Gattung beschrieben, weshalb hier der frühere Name der Nebenfruchtform Priorität hat. Systematisch wird die aktuell wie folgt eingeordnet: Glomerellaceae, Glomerellales, Hypocreomycetidae, Sordariomycetes, Ascomyota.


    Viel Spaß beim Suchen und Kartieren,

    Christoph

    Servus beinand,


    der Neotypus wurde von Antonin et al (2019) festgelegt: https://www.sciencedirect.com/…abs/pii/S1878614618302411


    Mittlerweile wurde eine weitere, neue Art aus dem Komplex aus Spanien beschrieben – Clitocybula ellipsospora: https://micologiaiberica.org/w…litocybula-Santamaria.pdf (open access). Dort ist auch ein aktueller genetischer Baum inkl. Neotypus von Cl. lacerata enthalten. Dort ist die von uns als Cl. lacerata vorgestellte Kollektion noch als Cl. cf abundans bezeichnet worden (leider haben die Autoren unseren Artikel nicht gelesen / beachtet). Es wird aber bestätigt, dass unsere Cl. lacerata zusammen mit dem Neotypus im Baum erscheint, also Cl. lacerata s.str. entspricht. Es deutet sich aber auch hier an, dass das immer noch ein kleines Aggregat ist, also aus zwei oder drei Arten bestehen könnte/dürfte. Clitocybula familia ist im Baum weit weg von Cl. lacerata.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Björn,


    oh, ich bin direkt auf "Sonstiges" gegangen und hatte nicht bemerkt, dass das eine Unterkategorie von Ascomyzeten war :saint:


    Stimmt, den Wirtswechsel hatte ich vergessen, anzugeben. Dafür kann ich direkt die Verwechslungsart an Prunus zeigen, denn Tranzschelia discolor wächst in meinem Garten an Prunus domestica:


    Tranzschelia discolor ex Prunus domestica – roter Pfeil: Keimpore am Septum. Man sieht oben rechts auch die apikal verdickte Zellwand, noch deutlicher aber oben links (und die blassere hier anders geformte, untere Zelle). Das Ornament ist auch gröber, plackenartig, finde ich.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus beinand,


    gestern, am 9.4.2026 habe ich bei einem Gassigang Tranzschelia pruni-spinosae mitgenommen. Die Art möchte ich hier kurz vorstellen. Sie kommt bei mir massenhaft am Gelben Buschwindröschen, Amenone ranunculoides vor, welches ebenfalls entlang der Windach und den Zuflüssen (z. B. am Hauser Bach) flächendeckend wächst – Bayern, Lkr. Landsberg am Lech, Nebenfluss der Ammer.



    Hier das Ambiente mit Dackeldame Resi und viel Gelben Buschwindröschen am Hauser Bach.



    So sieht das dann aus, wenn man näher hingeht.


    Und hier sieht man schon ein betroffenes Blatt (unscharf, da wegen des verlängerten Blattstiels weiter oben, nicht mehr in der Schärfeebene). Das Foto ist von der Windach (ich war am Zusammenfluss des Hauser Bachs und der Windach beim Gassigehen, die Fotos sind nicht weit entfernt voneinander gemacht worden).


    Hier sieht man klarer die befallenen Blätter (die, mit den hellen Pünktchen). Man erkennt den Befall im Stehen oder beim beiläufigen Entlangschlendern, denn die Blätter ragen meist aus dem Bestand hervor und sie sind gerne etwas deformiert und haben ein etwas blasseres Grün mit matterer Oberfläche.


    Mit einer Lupe (oder dem Bino, wie hier) siehtn man dann, dass blattober- und (!) blattunterseits kleine, dunkle Spermogonien (Stadium 0) zu finden sind. Blattunterseits findet man dann auch die "weißen Flecken bzw. Beulen", die sich bei Reife Öffnen und dann bekränzte Gruben bilden – das sind die Aecien (Satdium I). Mit einer Präpariernadel kann man sehr leicht eine gelbe Sporenmasse aus diesen "Gruben" herausziehen. Mann muss also nicht einmal schneiden. Die Präparation ist denkbar einfach. Ich schaue mir aber gerne auch die Zellen an, die die Becherränder bilden, weshalb ich beides präpariere:


    Oben Aecidiosporen – oben links und in der Mitte dieselben Sporen in zwei Schärfeebenen (um das Sporenornament zu zeigen), oben rechts eine weitere Aecidospore, die sehr schön die teils verdickte Wand zeigt (auch ein Merkmal von T. pruni-spinosae).

    Unten: Becherrand aus fast farblosen, dickwandigen Zellen mit starkem Ornament an der Oberfläche.


    Auch ohne Mikroskop ist die Art leicht zu erkennen, denn die Spermatogonien sieht man schon in der Lupe. Ochrospora ariae kann auch an Anemone ranunculoides vorkommen, hätte aber nur blattoberseits Spermatogonien. Puccinia singularis bildet keine Aecien aus. Zudem sind da die Blätter nicht so stark verändert.


    Wer bei sich keine Gelben Buschwindröschen hat, wird natürlich auch den Parasiten nicht finden. Da bei mir lokal das Gelbe Buschwindröschen sehr häufig ist, ist auch die Tranzschelia sehr häufig. Bei mir ein Massenpilz. Bei euch sicher auch?!


    Viel Spaß beim Suchen und Finden,

    Christoph

    Servus Raphael,


    leider kann ich literaturtechnisch auch nicht viel mehr beitragen. Ich kenne die Arbeit von Roy Watling "Studies in the genera Lacrymaria & Panaeolus", hier online: https://journals.rbge.org.uk/notes/article/view/3161/2981


    Da wird L. glareosa aber nur erwähnt und wurde folglich von Watling als Art anerkannt.


    Dann natürlich Nagy et al. (2012) – https://www.researchgate.net/p…nZSI6InB1YmxpY2F0aW9uIn19


    Dort taucht L. glareosa in dem DNA-Stammbaum auf.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Vitus,


    da ich nicht in einer Kiefernregion lebe, sehe ich Amyloporia xantha eher selten. Ich hatte aber bei allen Funden einen deutlichen Geruch nach Zitronen bzw. Zitronenschalen. Ich finde den Geruch frappierend. Ich kann aber eben wegen zu weniger Eigenfunde nicht sicher sagen, ob der Geruch auch mal schwach ausgeprägt sein kann oder fehlen kann. Ich kenne die Art nur mit zumindest blassem Gelbton und immer mit schön "antrodioid" knotig-geschichteten Fruchtkörpern, was hier ja auch der Fall ist.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus beinand,


    Lacrymaria glareosa passt m.E. sehr gut. L. pyrotricha kenne ich am Hutscheitel lebhafter, deutlicher orange und die kenne ich zudem nur mit recht großen, kröftigen Fruchtkörpern. Für Lacrymaria lacrymabunda passt mir die ganze Farbgebung nicht. Daher bin ich hier auch bei L. glareosa. Toller Fund!


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Stefan und Björn,


    vielen Dank für die Bestätigung!


    Bei den Konidienmaßen könnte der Reifegrad eine Rolle spielen. Soweit ich das auf den Bildern beurteilen kann, hängen die alle noch an ihren Konidienträgern.

    Genau das ist/war auch meine Vermutung. Und ja, stimmt, alle Sporen waren an den Konidienträgern (bis auf wenige, einzelne, die beim Präparieren abgebrochen sind). Ich werde die noch im Gelände vorhandenen Blätter einfach ausreifen lassen und dann nochmal mitnehmen und nachmikroskopieren. Es war meine erste Peronospora, die ich mikroskopiert habe. ;)


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus beinand,


    heute beim Gassigehen sind mir Pflanzen des Scharbockskrauts (Ficaria verna) aufgefallen, deren Blätter länger gestielt waren als die anderen, zudem blasser und matter an der Oberseite waren. Unterseits sind sie weiß, im Bino sind die Konidienträger gut zu sehen. Die Fotos habe ich daheim gemacht und ich hatte die Blätter in ein Wasserglas (als Vase" gegeben), um sie später mikroskopieren zu können. Deshalb sind zwei der Blätter etwas nass ;)



    Es fehlt der Vergleich mit gesunden, satt grünen Blättern. Man kann es aber gut erkennen, denke ich. Die Blattränder sind etwas nach untern gebogen.


    Im Mikroskop sieht das so aus:







    Präparation: Simplest per Tesafilm – dann mit Ölimmersion angeschaut, also Tesa statt Deckgläschen. Daher ist die Bildqualität nicht optimal, aber das Präparieren geht so halt sehr einfach.


    Ich wäre makroskopisch durch das Befallsbild bei Peronospora ficaria. Allerdings geben Klenke und Scholler Konidienmaße von "im Mittel 25,8–27,7 × 20,8–22,0 μm" an. Meine sind aber ca. 20 – 23 × 16 – 19 μm groß. Das passt irgendwie gar nicht. Fast kugelrund wie bei P. illyrica sehe ich die Konidien hier aber auch nicht, zumal die auch viel breiter wären nach Klenke & Scholler.


    Daher meine Frage an die Spezialisten: sind die Sporenmaße sehr variabel, v. a. von jung zu alt? Oder passt die Bestimmung nicht? Es sind noch genügend befallene Blätter vor Ort. Ich kann sie da noch ausreifen lassen.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Was mich so ein wenig stört, das es schon mehrere Kartierungsplattformen gibt. Die ganze Kartierung wird zerrissen. Alles in einem Portal, dann hat man den besten Überblick.

    Das ist ein Übel, das ich seit Jahren anprangere. Auch beim letzten Treffen der Landeskoordinatoren wurde das Thema mehr oder weniger ergebnislos angesprochen. Die Aussichten, dass es besser und übersichtlicher werden könnte, sind nicht gegeben - im Gegenteil, es kommt eigentlich immer mehr dazu und es wird noch verwirrender.

    Servus beinand,


    das sehe ich ehrlich gesagt völlig anders. Gäbe es nur eine Plattform, z. B. Mykis, würde ich gar nicht kartieren. Gäbe es nur Mushpits, ebenfalls nicht, da ich nicht gerne am Handy herumfummle. Wichtig ist doch in erster Linie, dass überhaupt kartiert wird. Ich kartiere wieder, seit es die Eingabemöglichkeit über das Rote-Liste-Zentrum gibt.


    Viele Portale sind kein Problem, wenn die Daten später in eine gemeinsame Datenbank übertragen werden. Das ist mit passender Schnittstelle auch über Apps (wie z. B. die hier geplante) möglich (siehe auch Mushpits - auch nur eine App am Handy).


    Die Plausibilitätsprüfung hat jetzt mit dem Thread hier eigentlich nichts zu tun. Aber da es ja auch um Schnittstellen zur Kartierung (indirekt) geht, ist es zumindest ein Bisserl auch Thema. Das System, dass ein Landeskoordinator alle Funde auf Plausibilität prüft, halte ich für nicht oder nur teilweise machbar. Ich wüsste niemanden, der die Kompetenz hätte, alle Pilzbestimmungen zu überprüfen (selbst, wenn die Belege, wenn vorhanden, nachmikroskopiert würden, was einen nicht machbaren Aufwand bedeuten würde). Der Titel des Landeskoordinators eines Vereins ist ja keine Auszeichnung oder Bestätigung, "alle" Pilze zu kennen. Zumal man anhand der reinen Fundeingabe ohnehin nicht nachträglich prüfen kann, ob die Bestimmung korrekt ist. Die Landeskoordinatoren sind ehrenamtlich tätig, ich will das auch nicht kleinreden. Die Zeit zu opfern, um einen Datenprüfung durchzuziehen, ist alles andere als Selbstverständlich. Ideal wäre es, wenn es ein Spezialistennetzwerk geben würde. Eine Plausibilitätsprüfung muss auf so viele Schultern wie möglich aufgeteilt werden, damit sie machbar ist. Wenn ein ausgesprochener Cortinariusspezialist anhand von Fotos, die (eventuell) mit hochgeladen wurden, einen Grobcheck machen kann, wäre das eine Möglichkeit. Ansonsten kann man ja eigentlich nur sehr grob auf Widersprüche testen (Laubwaldart im Nadelwald etc.).


    Ob das mit dem Plausibilitätstest überhaupt so wichtig ist, ist eine andere Frage. Fundpunkte ohne Beleg dazu könnte man z. B. durch ein anderes Symbol darstellen als solche mit Beleg. Letztere wären zumindest überprüfbar - und zwar real, wenn es wichtig wäre. Bei der Kartierung muss man halt einfach mit Fehlbestimmungen rechnen. Alte Fundeingaben würden mit dem heutigen Wissensstand und der heutigen Literatur oft auch andere Namen bekommen als damals eingegeben. Ob sich die ganze Mühe dann überhaupt lohnt, alles gegenzulesen?! Das wäre aber wirklich ein anderes Thema, das wäre eine Diskussion über Kartierung im Allgemeinen und nicht über die App.


    Sollte die App so geplant werden, dass Exportmöglichkeiten bestehen (ist ja in der Umfrage mit enthalten), dann wäre es sicher gut, wenn man neben den Fotos, die das Notizbuch enthalten würde, auch die Möglichkeit hätte, nachträglich anzugeben, ob ein Beleg gemacht wurde, ob mikroskopiert wurde und ob sequenziert wurde. Halt einfach die üblichen Daten neben der Ökologie auch der Bestimmer etc.


    Wie man selbst Daten sammelt, ist ja immer Privatsache. Wenn Datensammlungen aber später mal in (Kartierungs)Datenbanken übertragen werden sollen, also ein passender Export möglich sein soll, dass wären eben die Eingabefelder, die z. B. im Rote-Liste-Portal vorhanden sind, ein guter Standard für die App. Und wer "nur" per Excel (wie Björn) kartiert, kann das eben auch machen (sieht man hier ja). Ich selber kartiere in Österreich z. B. auch per Exceldatei, die ich dann per Mail an die Zentrale (also an Irmgard) schicke. Eine App kann da sicher helfen.


    Für mich selbst ist es eher nichts, da ich ganz altmodisch mit einem Büchlein und Stift auf Papier im Gelände notiere, was ich sehe und den Rest dann am PC mache (großer Bildschirm, Tastatur usw.).


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus beinand,


    ich habe die englischsprachige Studie nur kurz überflogen (die Pilzbezeichnungen wurdne von der KI beim Übersetzen stark verhunzt). Ich würde sie ehrlich gesagt auch nur ungern komplett durchlesen, da sie doch sehr oberflächlich ist. Was bringt so eine Umfrage, wenn es keinen Vergleich gibt. Ist das Wissen über Pilze in anderen Ländern besser oder schlechter? In welchem Kontext ist es zu sehen? Wie repräsentativ ist die befragte Personengruppe?


    Ohne Vergleich mit anderen entsprechenden Studien bringt sowas gar nichts. Die Überschrift passt da schon nicht: "Low fungal knowledge and limited identification skills" – wie wurde "low" und "limited" quantifiziert? Was wäre der Erwartungswert für eine Indistriegesellschaft? Da die meisten Menschen Pilze kaufen, wenn sie sie essen wollen, sind "identification skills" erstmal nicht nötig.


    Schräge Studie...


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Bernhard,


    deine Aufsammlung entspricht völlig meiner Kollektion, die ich hier früher vorgestellt habe. Ich hätte da keinerlei Bedenken, sie als Rhizodiscina lignyota zu bezeichnen.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Es gibt eine recht neue Arbeit, in der mit Galerina esteveraventosii eine Schwesterart zu G. marginata beschrieben wird:

    https://www.researchgate.net/p…ie_della_Stirpe_Marginata

    Diese ist offenbar weit verbreitet, es gibt Nachweise von Nord- bis Südeuropa.

    Gut möglich, dass eine der klassischen Arten aus dem marginata-Komplex damit identisch sind. Es fehlt noch an Typus-Sequenzen.

    Servus Raphael,


    super, danke dir! Die Publikation kannte ich noch gar nicht. Es wird echt Zeit, sich mal wieder mehr mit den Gifthäublingen zu beschäftigen.


    Solltest du ein Exikkat für eine eigene mikroskopische und genetische Untersuchung brauchen, könnte ich sie für dich trocken.

    Dies müsste dann noch heute geschehen -> (PM).

    Servus Rainer,


    sorry, ich war die letzten Tage nicht aktiv im Forum. Falls du doch einen Beleg gemacht hast, kann ich ihn natürlich gerne anschauen/mikroskopieren (aber ohne Gewähr, dass was dabei rauskommt).


    Servus Sabine,


    sorry, per Foto allein kann ich da nichts sagen (und auch mit Beleg ist es nicht gesagt, dass was dabei raus kommt).


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Abschliessend gibt Christoph, Tricholomopsis, eine ausführliche Erklärung das die betreffenden Arten genetisch identisch sind. Das war 2019.

    Servus Rainer,


    nein, diese Aussage habe ich nicht gemacht, eher im Gegenteil. Wenn, dann ist nur ein sehr sehr kleiner Teil der DNA ununterscheidbar. Zunächst wurde von Gulden et al. (2001) per RFLP in der ITS ein Stammbaum erzeugt (siehe meine Erklärung von 2019). Diese Methodik ist nach heutiger Sicht nicht geeignet, einen Stammbaum zu erzeugen. In der Publikation wird auch ein auf Seuqnz der ITS basierender Stammbaum gezeigt, der mit dem der RFLP identisch ist (was mich immer noch wundert, dass das so gut eins zu eins passen soll). Ist die ITS identisch, heißt das nicht, dass die beiden Taxa genetisch identisch sind.


    Ich hatte damals übrigens noch eine Publikation von Gulden et al. (2005) in der Mycologia übersehen, in der auch die LSU betrachtet wurde. Hier wurde aber nicht versucht, Galerina marginata s.l. aufdzudröseln, sondern es ging um die ganze Gattung. Ein direktes Beispiel, warum die Aussage "genetisch identisch" erst gilt, wenn die gesamte DNA analysiert würde (auch die DNA zweier Menschen unterscheidet sich, identisch sind nur eineiige Zwilling): Galerina venenata wird von Gulden et al. (2001) und (2005) mit Galerina marginata s.str. synonymisiert (es wurde der Typus von G. venenata squenziert). Später erschien eine Studie von Landry et al (2021). Diese Studie hat mit RPB2 einen dritten Locus für die Stammbaumgenerierung hinzugefügt. Und siehe da, hier ist Galerina venenata schwach, aber doch abgesetzt (enthält übrigens beta-Amanitin und kein alpha-Amanitin, im Gegensatz zu G. marginata, in Wiesen, am Boden, nicht an Holz). Landry et al. (2021) spricht abgesehen davon auch nur vom "Galerina marginata-Komplex". Das Paper fokussiert sich auf das Auftreten von Amanitin in der Gattung. Siehe hier: https://journals.plos.org/plos…1371/journal.pone.0246575 (open access), nicht auf das Auftrennen oder Zusammenlegen von Arten. Als Ergebnis kam heraus, dass nur in Galerina subgen. Naucariopsis Amanitin vorkommt, die anderen Untergattungen und Sektionen keine Amatoxine enthalten.


    Hier ein Zitat aus der Arbeit (ein Satz von mir in Fettdruck hervorgehoben):

    If defined phylogenetically as the sister clade to G. badipes (Fig 2, S1 Fig), Galerina marginata s.l. receives 92% bootstrap support and encompasses six putative species represented by sequences of 500 bp or longer (Fig 2, S1 Fig). Internal bootstrap support values >70% indicates that G. marginata s.l. has more genetic structure than expected from a single species but the putative species do not show the reciprocal monophyly expected of well-established species (S1A Fig). Collections with identical or nearly identical ITS (S2 Fig) or RPB2 (S3 Fig) sequences were identified under various names, frequently as G. marginata but also as G. autumnalis, G. castaneipes, G. oregonensis, G. pseudomycenopsis, G. unicolor and G. venenata (S1 Table). aus Landry etr al. (2021: 10)


    Ob Galerina autumnalis und Galerina unicolor abtrennbar sind oder nicht, ist somit noch nicht geklärt. Der Galerina marginata-Komplex bedarf immer noch einer ausführlichen Revision, die sich dann zumindest über die Nordhalbkugel spannen sollte (und das ist mühsam). Galerina badipes ist jedenfalls eine eigenständige Art (u.a. zweisporige Basidien, Sporen fast glatt, enthält nach Landry et al. 2021 keine Amatoxine), die innerhalb der Untergattung Naucoriopsis aus dem Galerina marginata-Komplex rausfällt und eine Schwestergruppe bildet, aber eben auch wie Galerina marginata aussieht (mit dunklem Stielfleisch wie bei deiner Kollektion und später dann auch außen mit dunkler Stielbasis). Ein Problem ist auch, dass Galerina marginata s.str. noch typisiert werden muss.


    Ohne genaue Mikroskopie, nur makroskopisch und ökologisch ist hier momentan wohl nichts genau bestimmbar.


    Hier die Quellen:

    Gulden G, Dunham S, Stockman J (2001): DNA studies in the Galerina marginata complex. Mycol. Res. 105: 432–440.

    Gulden G, Stensrud Ø, Shalchian-Tabrizi K, Kauserud H (2005): Galerina Earle: A polyphyletic genus in the consortium of dark-spored agarics. Mycologia 97(4): 823–837.

    Landry B, Whitton J, Bazzicalupo AL, Ceska O, Berbee ML (2021): Phylogenetic analysis of the distribution of deadly amatoxins among the little brown mushrooms of the genus Galerina. PLoS ONE 16(2): e0246575. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0246575; 19 pp.


    Liebe Grüße,

    Christoph


    P.S.: Galerina venenata kommt in Europa und Nordamerika vor. Çelík et al. (2024) können die Art sogar nur per ITS von Galerina marginata abtrennen – da zeigen sich zwei Schwesterarten (so wurden Nachweise aus der Türkei abgesichert). Die Autoren unterscheiden u.a. Galerina marginata, Galerina autumnalis und Galerina venenata. Interessant wäre es, zu prüfen, ob Galerina venenata und Galerin unicolor das Gleiche sind.


    Quelle: Çelík et al. (2024): First record of the deadly poisonous Galerina venenata (Hymenogastraceae, Agaricomycotina) from Türkiye.

    Anatolian Journal of Botany 8(1): 34-38, doi:10.30616/ajb.1396300

    Servus Rainer,


    ich kenne Bertia moriformis auch von Fichte. Mich würde es wundern, wenn es was anderes wäre. Wobei ich egrlich gesagt da immer (rein aus Prinzip) reinmikorksopiere.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Adrian,


    wie Karl schon angemerkt hat: Der Begriff "Spitzmorchel" bezieht sich auf diverse Arten, die in unterschiedlichen Habitaten vorkommen.Ich selber kenne "spitzmorchelartige Morcheln" bei Esche, bei Fichte, bei Weißtanne, aber auch im Offenland ohne Bäume – z.B. auf Kalktrockenrasen, auch in subalpinen Matten (dann im Frühsommer), auf Rindenmulch, bei Pestwurz... Es gibt Spitzmorcheln, die kalk brauchen, andere wachsen auch auf sauren Böden.


    Deine Fragestellung ist ähnlich präzise wie "bei welchen Bäumen wachsen Ritterlinge". Morchella ist eine artenreiche Gattung. Die Frage "Welche Partnerbäume habt ihr bestätigt?" kannst du auch durch Literaturstudium beantworten, unabhängig von den Erfahrungen einzelner hier. Oft ist es eben so, dass man das Spitzmorcheln sucht, wo man sie schon gesehen hat. Daraus kommt der Umkehrschluss, sie wüchsen nur dort (z. B. im Fichtenwald).


    Liebe Grüße,

    Christoph