Beiträge von ibex

    Hallo zusammen, liebe Ditte


    Kürzlich habe ich eine Gruppe Inocybe bei Fichte auf ca. 1800m gefunden und zur genaueren Untersuchung mitgenommen. Ich denke es müsste sich dabei um Inocybe geophylla handeln. Wenn ich denn richtig liege, würde mich interessieren, ob das dann I. geophylla s.str. wäre oder wieder nur eine Art aus dem Geophylla-Aggregat. Welche Arten gehören eigentlich zu diesem Aggregat oder ist das noch gar nicht genau definiert bzw. abschliessend geklärt? Hier mal die Fotos und mikroskopischen Details zu meinem Fund:








    Sporen (29 gemessen): 9.0 µm (8.3–10.0 µm) × 5.6 µm (5.1–6.0 µm), Q = 1.62 (1.42–1.89)




    Cheilozystiden:




    Pleurozystiden:




    Kaulozystiden:




    Vielen Dank im Voraus und LG
    Benjamin

    Hallo Raphael

    Vielen Dank. Dann bin ich ja beruhigt, dass das allgemein als ziemlich schwierig gilt und es nicht nur an meiner Unfähigkeit zu liegen scheint. ^^ Das mit den zwei aufeinanderliegenden Rasierklingen hatte ich auch schon versucht, aber das funktioniert bei mir eigentlich noch schlechter. :) Ich freue mich schon sehr auf den Kurs und dass wir das dann üben können. :thumbup:



    Servus Hias

    ja genau, über den Weißabgleich den Hintergrund neutralisieren. Ich habe gute Erfahrungen damit gemacht.

    Ob das methodisch abolut korrekt ist, weiß ich nicht, aber ich denke, entscheindend ist, dass du es immer gleich machst, so dass du vergleichbare Ergebnisse hast.

    Du kannst dir ja mal ein paar Dokus von mir durchschauen. Immer das letzte Sporenfoto ist in Melzers und mit neutralisiertem Hintergrund. Dadurch sieht man schon auf den Thumnails in der Übersicht sofort den Farbumschlag durch die dextrinoide Reaktion.


    Beispiele

    Super, vielen Dank. Das mit dem Weissabgleich werde ich nächstes Mal auf jeden Fall so machen. Bei dir sieht das ja super aus und man erkennt den Farbumschlag sehr gut.


    Die HDS-Schnitte mach ich immer am Exsikkat, bei Telamonia sollte es aber auch bei Frischmaterial ganz gut funktionieren. Bei schleimiger Huthaut wie bei "Phlegmacien" oder vielen Milchlingen tut man sich am Exsikkat leichter, weil das Gewebe nicht "abhauen" kann. Ich mache die Schnitte mit nur einer Klinge und ohne Quetschen, aber da muss jeder seine eigene Technik herausfinden, die ihm am besten liegt.

    Ich stelle mir das am Exsikkat eigentlich noch viel schwerer vor. Ich habe das einmal versucht und mir ist es damals sehr schlecht gelungen. Vermutlich sollte ich das doch noch ein paar mal üben. Eine kurze Frage noch. wie genau schneidest du das Stück HDS aus dem Exsikkat? Nimmst du den ganzen getrockneten Pilz/Hut und schneidest dann mit einer Rasierklinge senkrecht einen feinen Streifen heraus und legst diesen dann in KOH und mikroskopierst das dann? Falls du mir das noch ganz kurz beschreiben könntest wäre ich wirklich sehr dankbar.


    Vielen Dank für die hilfreichen Beiträge und LG

    Benjamin

    Hallo zusammen


    Vielen Dank für die tollen Beiträge, das hilft mir sehr.


    Bei nur schwacher Dextrinoidität sind Vergleichsfotos, wie sie Benjamin erstellt hat, sehr nützlich, am besten (falls das technisch möglich ist) mit neutralisiertem Hintergrund. Feinere Unterschiede sieht man am besten am Sporenabwurf.

    Du meinst einfach über den Weissabgleich den Hintergrund neutralisieren, oder? Das wäre bei mir problemlos möglich, habe ich mich aber nicht getraut, da ich dachte, dass ich dann die Farbe der Sporen mit verändere und so vielleicht keine richtige Einteilung mehr gemacht werden kann. Sollte ich also in Zukunft über den Weissabgleich den Hintergrund neutralisieren?


    Und noch eine Anmerkung zur HDS-Struktur:

    Es würde mich wundern, wenn die HDS bei der gezeigten Art wirklich "simplex" wäre. Ich wüsste auf Anhieb keine telamonioide Art mit einfacher HDS. Das Hypoderm kann man sehr leicht übersehen, wenn der Schnitt nur minimal zu dick ist. Auf dem gezeigten HDS-Fotos sieht man aber gut, dass keine grobe Inkrusationen oder Pigment-Placken vorhanden sind, was z.B. die Sektion Flexipedes ausschließt.

    Vielen Dank für diese Anmerkung. Ich muss sagen, dass ich mir bei der HDS noch extrem schwer tue. Schon allein ein gutes Foto hinzubekommen, gelingt mir oft überhaupt nicht. Man muss ganz dünn schneiden, darf nicht zu viel quetschen, um die Struktur nicht zu verändern und muss dann das Gesehene noch richtig interpretieren. Kann man für die Interpretation (und vielleicht auch Präparation) irgendwo etwas nachlesen, damit man das Hypoderm erkennt oder hast du irgendwelche Tipps? Dafür wäre ich dir wirklich sehr dankbar.


    Vielen Dank nochmal und LG

    Benjamin

    Hi Raphael


    Vielen Dank für deine Antwort. Nein, FAN8 habe ich noch nicht versucht. Wie genau untersuche ich wie stark dextrinoid die Sporen sind? In Melzers unter dem Mikroskop?


    HDS ist simplex:


    Ich habe von der heutigen Tour den ganzen Kühlschrank voller Pilze. Eigentlich wollte ich doch noch ein bisschen netflixen und jetzt habe ich mir wieder so viel Arbeit ins Haus geholt. ;)


    LG
    Benjamin

    Hallo Petra


    Danke für deine Idee, aber Cortinarius flexipes kenne ich schon, der Duft ist dort aber doch deutlich anders (nach Geranien). Vielleicht hat Günter noch eine Idee, aber vermutlich wird auch hier wieder nur eine Sequenzierung (hoffentlich) Klarheit bringen können.


    LG
    Benjamin

    Hallo Raphael


    Vielen Dank für deinen Input. Ich habe gerade mal alles zu Tr. badinensis durchgelesen. Das scheint wirklich super zu passen, nur die Sporen wären von der Länge her am unteren Ende. Die Cheilos und Pleuros passen aber optimal zu den Zeichnungen und Massen und auch die sonstige Beschreibung scheint sehr gut zu passen. Ich denke Klarheit wird aber nur eine Sequenzierung bringen. Ich denke ich schicke ihn mal zu Pablo, ich habe hier noch zwei, drei andere Sachen, die ich gerne Sequenzieren lassen würde.


    LG

    Benjamin

    Hallo zusammen


    Einen weiteren Fund habe ich vorgestern auf einem Baumstumpf gemacht. In der Nähe standen Fichten und Arven. Beim Schlüsseln komme ich zu Tricholomopsis flammula. Wäre schön, wenn ihr euch das mal anschauen könntet. Vielleicht kann Raphael Clavaria mal einen Blick darauf werden, da ich weiss, dass er T. flammula und auch weitere spezielle Tricholomopsis schon gefunden hat.






    Sporen (34 gemessen): 7.0 µm (5.6–8.2 µm) × 4.6 µm (3.6–5.3 µm), Q = 1.54 (1.38–1.78)




    Die Cheilozystiden sind zwischen 31 und 82 µm lang und zwischen 14 und 25 µm breit:






    Ich habe auch zahlreiche Pleurozystiden gefunden. Im Beitrag von Raphael zu T. flammula habe ich gelesen, dass diese in Ammoniak knallgelb werden. Bei mir war das leider nicht so ausgeprägt: Einzelne schienen sich kaum zu verfärben, während andere aber auch deutlich gelb zu sehen waren:




    Diejenigen, die sich deutlich gelb wurden, waren leider nicht so fotogen. :)





    Vielen Dank im Voraus und LG

    Benjamin

    Hallo zusammen


    Vorgestern habe ich bei uns auf etwa 1800m bei Arve, Fichte und Lärche ein paar Telamonia gefunden. Was mich sofort erstaunt hat, war ein sehr angenehmer, süsslicher Duft. Mich erinnerte er irgendwie an Rosenblüten und ich dachte mir, den Duft könnte man direkt in einen Parfumflakon abfüllen, so angenehm roch es. Mir kam vor, dass der Geruch am intensivsten von den Lamellen ausging. Leider sind die Pilze nicht mehr die jüngsten, aber ich dachte mir mit diesem auffälligen Geruch müsste man doch etwas herausfinden. Ich habe dann mal mit FN geschlüsselt und am besten gefiel mir eigentlich Cortinarius niveotraganus, der aber eigentlich mit Birke wachsen sollte. Ansonsten habe ich mir noch C. agathosmus angeschaut, wo einige Merkmale auch passend scheinen.


    Hier ein paar Fotos:








    Sporen (21 gemessen): 9.5 µm (8.8–10.0 µm) × 5.8 µm (5.4–6.3 µm), Q = 1.63 (1.52–1.75)




    Über ein paar Einschätzungen, besonders der Schleierlingsexperten Cortinarius , Mykollege_Günter oder Matthias würde ich mich sehr freuen.


    Vielen Dank im Voraus und LG
    Benjamin

    Hallo zusammen

    Lieber Benjamin,

    zu diesem seltenen Fund und toller Dokumentation gratuliere ich dir. Ich vermute in deiner Gegend, wirst du noch viele seltenen Arten entdecken.

    Und ja Ascomyceten bestimmen macht sehr viel Freude, im kleinen versteckt sich die Schönheit unter dem Mikroskop. Weiterhin viel Freude.

    LG Andy

    Ich danke dir ganz herzlich für deine schönen Worte lieber Andy. Bei dir merkt man, dass du dich mit anderen mitfreuen kannst, was leider nicht selbstverständlich ist und das schätze ich wirklich sehr an dir. :thumbup: Ja, das mit den seltenen Arten kann durchaus sein, aber es gibt auch Nachteile. Bei uns ist die Pilzsaison sehr kurz und es gibt keine Laubbäume und damit auch viele Arten, die diese brauchen nicht. Du hast auch ein unglaublich tolles Gebiet und kannst auch immer mal wieder in den Jura, wo es auch Seltenes zu entdecken gibt.


    Gratulation! :)

    Aber hättest du doch was gesagt, hätte ich mich mit dir gefreut...

    #gleicher Kurs...

    Vielen Dank auch dir Joana, das weiss ich sehr zu schätzen. Das freut mich, dass wir im gleichen Kurs waren. Es ist eben nicht immer ganz einfach einzuschätzen, ob sich jemand überhaupt für so ein kleines Pilzchen interessiert und ich dachte sonst wird es Björn schon ansprechen, wenn er es für die anderen Teilnehmer als interessant ansieht. Vielleicht hat er es aber auch einfach vergessen. In diesen Kursen ist leider auch immer die Zeit viel zu knapp. :thumbup: Jedenfalls finde ich es toll, dass du jetzt auch hier im Forum aktiv bist. Hier kann man eine Menge lernen.



    Lieber Benjamin,


    herzlichen Glückwunsch zum 1000. Beitrag und zu diesem tollen Fund.


    Der ist ja zum Anschauen schon so zauberhaft mit dieser tollen Farbe. Und dann auch noch so selten - wow, für mich wäre sowas wohl ein Highlight auf lange Zeit.

    Auch bei dir, liebe Sabine möchte ich mich ganz herzlich bedanken. Ich finde es wirklich toll, wieder so viel von dir zu lesen, seit du hier im Forum aktiv bist. Der Fund hat mich auch sehr gefreut und ist für mich auch ein Highlight.


    LG

    Benjamin

    Hallo


    Eine kurze Begrüssung wäre noch schön und etwas mehr Mühe, beim Beschreiben der Merkmale wäre auch nicht schlecht. Obwohl ich mich bei Täublingen nicht gut auskenne, denke ich, dass du mit Speitäubling wohl richtig liegst. Evtl. Kiefern- (Russula silvestris) oder Buchen-Speitäubling (Russula nobilis).


    Hast du am zweiten Pilz mal gerochen? Dann müsste dir eigentlich ein spezieller Geruch nach Seifenlauge (Waschküche) aufgefallen sein. Oft nimmt man ihn auch erst war, wenn man den Pilz etwas liegen lässt. Vergleich doch mal mit dem Seifenritterling (Tricholoma saponaceum). Da gibt es, soweit ich weiss einige Varietäten, darunter auch eine dunkelschuppige, das könnte dann deine sein.


    LG
    Benjamin

    Hallo zusammen


    Da dies mein 1000. Beitrag im Forum ist, dachte ich mir, sollte er auch ein bisschen speziell sein. Unglaublich, wie die Zeit vergeht und wie schnell man hier in diesem spannenden Forum die 1000 voll hat. :) Vielen Dank an alle, die sich hier mit Ihren tollen Beiträgen und dem freundlichen Umgangston beteiligen. :thumbup:

    Hier folgt nun eine etwas ausführlichere Beschreibung zum Fundort und Bestimmungsversuch, wem das zu langweilig ist, einfach überspringen.


    Als ich den Pilz gefunden habe, dachte ich mir ehrlich gesagt nicht viel dabei, da ich mit Ascomyceten bisher eigentlich ziemlich wenig zu tun hatte und die auch gar nicht gross beachtet hatte. Ich glaube das ist nach dem Kronenbecherling (Sarcosphaera coronaria) und der Riesenlorchel (Gyromitra gigas) erst der dritte Ascomycet, den ich mikroskopisch unter die Lupe genommen hatte. Aber ich muss sagen diese Ascomyceten sind unter dem Mikroskop wirklich auch sehr schön und ich könnte mir gut vorstellen, dass ich mich in Zukunft auch hin und wieder mit ihnen beschäftigen werde.


    Jedenfalls war ich vor zwei Wochen noch kurz nach Feierabend im Wald und habe eigentlich nicht viel aufregendes gefunden. Als ich gerade durch ein kurzes sumpfiges Gebiet lief, sah ich in einem kleinen Rinnsal einen kleinen Zweig der mit diesen schönen, kleinen, orangen Pilzchen bestückt war. Ich dachte mir nicht viel dabei und nahm ihn mal mit. Mal kurz mit einem Foto bei ein paar Pilzfreunden nachgefragt, ob sich da jemand auskennt und Andy ( CH-Andy ) meinte evtl. Scutellinia scutellata, sehr schön zu miken, aber schwer zu schlüsseln und er sollte recht behalten. Raphael ( Clavaria ) hat mir dann freundlicherweise den Link zum Scutellinia-Schlüssel geschickt. Die Sporen waren glatt und irgendwie schienen sie gut zu Scutellinia setosa zu passen, allerdings waren sie dafür etwas zu lang. Zudem hat mich Raphael auch darauf hingewiesen, dass dafür wohl die Haare zu kurz seien und gesagt, ich solle den Pilz doch mit nach Hornberg nehmen (wo am 18. August mein Kurs begann). Björn Wergen kennt sich bei Ascomyceten unglaublich gut aus, wenn das also jemand bestimmen konnte, dann er.


    Jedenfalls habe ich den Pilz mit nach Hornberg genommen und ich habe ihn, zusammen mit meiner mikroskopischen Dokumentation Björn gezeigt. Da er auch nicht direkt sagen konnte was es ist, schien es etwas besonderes zu sein. Wenn ich ihn richtig verstanden hatte, nannte er dann zwei mögliche Gattungen und fragte, ob er den Pilz am Abend zur genaueren Untersuchung mitnehmen könne. Natürlich war ich einverstanden und war froh, dass das Geheimnis endlich gelüftet werden konnte.


    Am nächsten Morgen wollte ich gespannt wissen welche Art es ist und Björn sagte mir, dass es sich um Spaniodiscus fuckelii auf einem Lärchenzweig handelt. In der Gattung Spaniodiscus gibt es nur eine Art und das ist diese. Zudem bedeutet der Gattungsname so viel wie «seltene Scheibe» und das scheint sie auch zu sein. Laut dem Artikel von Researchgate sollen Funde sehr selten und bisher (April 2022) nur aus Österreich, Frankreich und der Schweiz bekannt sein.


    Nachfolgend findet ihr noch die makroskopische und dann die mikroskopische Dokumentation:


    Das Foto habe ich etwa einen Meter neben dem Fundort gemacht, da es am Fundort sehr sumpfig war:








    Sporen (49 gemessen): 23.4 µm (21.3–25.2 µm) × 11.8 µm (10.8–12.7 µm), Q = 1.99 (1.78–2.22)




    Asci und Paraphysen:




    Paraphysen:





    Haare:






    Wer die Merkmale der Art ganz genau nachlesen möchte findet unter folgendem Link ab Seite 43 eine genaue Beschreibung:
    https://www.researchgate.net/p…_and_Spaniodiscus_gen_nov


    Ich möchte mich an dieser Stelle auch nochmal bei Björn Wergen für die Hilfe bei der Bestimmung bedanken.


    Vielen Dank nochmal an alle Forenmitglieder und ich freue mich schon auf die hoffentlich nächsten tausend Beiträge.


    LG
    Benjamin

    Hallo Uwe


    Ich denke nicht, dass es da eine "Zwergvarietät" gibt, sie können einfach ziemlich variabel in der Grösse sein. Ich finde sie oft am gleichen Standort in ganz unterschiedlicher Gösse, wie z.B. erst vor wenigen Tagen:



    LG
    Benjamin

    Von Rindenpilzen habe ich keine Ahnung. Sie interessieren mich aber ehrlich gesagt auch nicht. Aber ich denke das ist auch relativ kompliziert und da wäre ein Seminar (falls irgendwie möglich) sicher auch nicht schlecht. In Hornberg gäbe es z.B. vom 20. bis 23. November eines. Ich war schon ein paar mal in Hornberg und gehe auch jetzt wieder, finde es immer wieder schön und man lernt immer wieder etwas dazu.


    LG
    Benjamin

    Hallo CM

    Ehm macht ma bei dem Sporen Abwurf auch noch Wasser drauf.

    Das kommt immer auf die Gattung drauf an (aber im Zweifel Wasser). Bei Russula/Lactarius solltest du z.B. Melzers nehmen, damit das Ornament der Sporen gut sichtbar wird.


    LG

    Benjamin

    Hallo Raphael


    Super, vielen Dank fürs Zeigen deiner schönen Funde. Hat mich sehr gefreut dich und deine Familie mal persönlich kennenzulernen. :thumbup: Leider war es ziemlich trocken, aber du hast immerhin doch noch ein paar spannende Sachen gefunden. Bevor ich mich in die Höhe zu diesen speziellen Pilzen wage, werde ich wohl noch etwas mehr Erfahrung sammeln müssen. Vielleicht mache ich ja nächstes Jahr eine Höhenrunde. :)


    LG

    Benjamin

    Liebe Corinne


    Du stellst genau die richtige Frage, die habe ich mir nämlich vor etwa einem Jahr auch gestellt. ^^

    Weisst du auch, wie sie sich bei A. verna verhält? Würde sie auch gelb ausfallen?

    Nach Neville & Poumarat trennt die KOH-Reaktion Amanita phalloides var. alba und Amanita verna var. verna von A. verna var. decipiens und A. porrinensis, aber nicht A. phalloides var. alba von A. verna var. verna. Dort muss der Ring mikroskopiert werden: phalloides var alba mit ellipsoiden oder clavaten Elementen, verna überwiegend fädig.


    Hier findest du den Thread, Wolfgang hat das dort schön erklärt:


    LG
    Benjamin

    Hallo zusammen


    Mich würde auch mal interessieren, ob es im Lyophyllum fumosum Aggregat Neuigkeiten gibt und welche der 5 Arten zu trennen sind (ohne Sequenzierung). Laut Gminder/Karasch und Winkler lassen lassen sich L. loricatum durch fest-knorpelige dunklere Hüte trennen, laut Fungi of Temperate Europe aber nicht:


    Zitat

    It is currently not possible to differentiate the species in the L. fumosum complex. Lyophyllum fumosum is apparently separable from L. decastes by the latter's acidic-mealy, spermatic smell, but molecular investigations have shown that more species, possibly five, are involved but not yet named.

    Falls da jemand genauere Infos zum aktuellen Stand hat, wäre dies sehr interessant.


    LG
    Benjamin

    Hallo Benjamin


    Ich hätte den auch so bezeichnet. Wenn du den Pilz noch hast, kannst du KOH auf den Hut auftragen. Amanita phalloides (und var. alba.) reagieren negativ, während z.B. A. virosa eine gelbe KOH-Reaktion verursacht.


    LG
    Benjamin

    Lieber Werner


    Auch von mir alles Gute zum Geburtstag, vor allem aber viel Glück und Gesundheit. Vielen Dank für deine tollen Beiträge hier im Forum, dein makroskopisches Auge ist wirklich unglaublich und versetzt mich immer wieder ins Staunen.


    Ich habe das mal versucht in einem humorvollen Bild wiederzugeben: ^^



    LG

    Benjamin

    Hallo zusammen


    richtig bestimmt und mehr ist meiner Ansicht nach derzeit nicht möglich.

    Nachdem ich die Arten unter anderem im Gminder/ Karasch nur als Aggregat zusammengefasst gesehen habe, habe ich das schon fast befürchtet.


    Die Huhaut-Haare auf den ersten Bildern sind sehr gut gelungen da sieht man alles wesentliche.
    Die Pileo-Zystiden hast du auch richtig entdeckt. Für den esrten Überblick ist die Färbung in Kongo absolut OK.

    Vielen Dank, ich bin schon mal froh, dass ich das richtig interpretiert habe. :) Da sind die Cortinarien doch richtig angenehm und man muss nicht auch noch Chemiker sein, um den Fund richtig mikroskopieren zu können. ^^


    Bei Pileo-Zystiden empfiehlt sich dann die Anfärbung in Sulvo-Vanillin
    Dazu ein paar Vanilin Kristalle auf den Objektträger geben und zwei Tropfen 60-70% Schwefelsäure dazugeben und mit einem möglichst russfreien Feuerzeug kurz erwärmen ( nicht kochen lassen)
    Das Vanillin löst sich und ergibt eine gelbliche Lösung. Darin das Huhaut Stück gut einlegen und nach wenigen Sekunden mit dem Deckglas abdecken und mikroskopieren.
    Meist sind dann die Pileo-Zystiden deutlich grau/schwarz zu erkennen.
    Diese Färbung macht immer Sinn, vor allem bei Scharfen/schärflichen Täublingen

    Ja, das habe ich mir gedacht. Um ehrlich zu sein, habe ich noch etwas Respekt vor der Mischung, da 60-70% Schwefelsäure nicht ohne sind und ich mir nicht irgendwo noch ein Loch reinbrennen will. :) Ich würde da eigentlich gerne mal bei jemandem zusehen, wie er das genau macht, aber vermutlich werde ich es dann doch in nächster Zeit mal versuchen. Soll das Huthautstück eigentlich im Ganzen eingelegt werden oder auch zerrupft werden? Gibt es einen Grund, warum das vor allem bei scharfen/schärflichen Täublingen Sinn macht?

    Die Chemikalien hätte ich übrigens hier, aber der FK ist mittlerweile schon ziemlich alt geworden und ich denke eher nicht, dass ich das noch machen werde. Leider muss ich beim Mikroskopieren immer alles selber testen und kann keinem Meister über die Schultern schauen, aber zum Glück erhalte ich von euch immer wieder tolle Ratschläge, auch Raphael ( Clavaria ) möchte ich hier nochmal erwähnen, der mir schon oft mit Tipps zur Seite gestanden ist. Vielen Dank nochmal an alle. :daumen:


    Eine Färbung mit Karbolfuchsin macht nur Sinn wenn du "inkrustierte Primordialhyphen" erwartest
    Die gibt es eigentlich nur bei manchen,absolut milden Täublingen
    Bei Weiss/Schwärz-Täublingen nicht.
    Die Karbol-Fuchsin Färbung erfolgt nach einem genau festgelegten Rezept , mit Entfärbung über Salz/Milchsäure. Bei Interesse kann ich dir das mal schicken.
    Ohne das macht die Karbol-Fuchsin Färbung keinen Sinn

    Ja, ich habe mir schon gedacht, dass es vermutlich nicht viel Sinn machen wird, aber ich wollte das mit Karbolfuchsin ohnehin mal ausprobieren und es war für mich daher mehr eine Übung.

    Ich habe mich dabei versucht an deine Rezeptur, die du mir mal durchgegeben hast zu halten:

    Leider habe ich keine Ahnung, ob das gelungen ist, ich muss es wohl mal bei einer Art mit inkrustierten Primordialhyphen testen, sonst macht es, wie du gesagt hast, wohl wenig Sinn.


    Vielen Dank nochmals für die ganzen wertvollen Infos.


    Mehr als R.delica agg. geht meines Wissens momentan nicht.


    Wann man SV und KV färbt ist auch ein zielführender Hinweis, um sich unnötige Arbeit zu ersparen.

    Vielen Dank auch dir Thiemo. Wie schon oben geschrieben, habe ich mir schon gedacht, dass hier Karbolfuchsin wenig Sinn macht, aber ich wollte es auch mal als Übung versuchen. Dazu braucht man wenigstens nur 2-3% Salzsäure und nicht 60-70% Schwefelsäure. ;) ^^


    LG

    Benjamin

    Hallo zusammen


    Vor etwa einer Woche habe ich am Wegrand einen Täubling gefunden, den ich zunächst eigentlich nicht genauer untersuchen wollte, dann hat mich das Interesse aber doch gepackt und ich habe mal versucht mit der Bestimmung anzufangen. Ich kam dann zum Russula delica Aggregat, wollte aber wissen, ob man das noch genauer bestimmen kann.


    Wie gesagt fand ich ihn am Wegrand, in der Nähe stand eine Lärche und eine Arve. Der Geschmack war im Fleisch mild, in den Lamellen schärflich. Der Geruch ist mir jetzt nicht speziell aufgefallen, er war eher schwach, vielleicht leicht obstartig, jedenfalls nicht fischig, auch nicht nach ein paar Tagen im Kühlschrank. Hier sind zuerst mal ein paar Fotos:







    Die Sporenpulverfarbe ist: Ib


    Die makrochemischen Reaktionen waren bei FeSO4 nach etwa 1 Minute so:




    Guajak hat extrem schnell reagiert, in vielleicht zwei, drei Sekunden war es schon so blau:




    Sporen habe ich 34 gemessen: 8.8 µm (7.6–9.6 µm) × 7.3 µm (6.6–8.0 µm), Q = 1.20 (1.09–1.28):




    Dann habe ich auch noch die HDS mikroskopiert, zuerst in Kongo:

    Bitte entschuldigt, aber ich kenne mich bei Russula noch sehr schlecht aus. Das müssten die Epikutishaare sein:





    Und das die Pileozystiden, oder?






    Zum Schluss habe ich zum ersten Mal versucht mit Karbolfuchsin zu färben. Richtig schlau bin ich daraus aber nicht geworden. Nachfolgend ein paar Bilder. Sind das Pileozystiden oder was ist das?








    Corinne hat mir auch schon einige Tipps gegeben, vielen Dank, und auch gemeint, ich solle ihn mal ins Forum stellen. Daher bitte ich die Russula-Experten ( Oehrling , Steigerwaldpilzchen , Cortinarius , kuhmaul und alle, die mir gerade nicht einfallen :) ) mal um Rat. Kann man da eine genaue Art herausfinden? Falls das nicht möglich sein sollte, wäre ich trotzdem dankbar, wenn mir jemand die Mikrobilder etwas erklären könnte.


    Vielen Dank im Voraus und LG

    Benjamin

    123Pilze ist leider ziemlich fehlerbehaftet und würde ich bei so komplizierten Gattungen ohnehin nicht verwenden.


    Bei der Info aus dem Winkler zu I. calamistratum könnte ich dir aber noch zustimmen, da auch Stangl den Geruch dort als "schwach spermatisch" beschreibt. Bei den anderen von dir erwähnten (123Pilze) Arten beschreibt er übrigens keinen spermatischen Geruch.


    Natürlich werden Gerüche auch bis zu einem gewissen Grad etwas individuell wahrgenommen.


    LG
    Benjamin