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letzter Beitrag von Bernd Miggel am

Exsikkate aufweichen und Medien dazu

  • Hallo Pilzfreunde,


    ich lese gerade viel über das Thema Exsikkate aufweichen.
    Ich würde gerne Eure Meinungen und Erfahrungen kennenlernen über folgende Medien zum Thema Aufweichen. Vielleicht gibt es ja auch bevorzugte Stoffe für bestimmte Pilzgattungen - also "bei Gattung sowieso nimmt man am besten dies und das", oder "um dies und das zu erreichen nimmt man am besten das".
    Denkt daran ich bin Anfänger - also auch ganz banales Wissen kann für mich schon neu und interessant sein.


    Die Stoffe von denen ich bislang erfahren habe sind:
    - Leitungswasser
    - Kalilauge (KOH) 3%
    - Ammoniak 25%
    - Glycerin
    - Ethanolglycerin
    - Glycerin+NaOH (Natriumhydroxid)
    - L4 (nach Clemencon)
    - GSM (nach Clemencon)
    - EDIT (ergänzt): Glamalc (nach Clemencon)
    - NaOH (Natriumhydroxid) 40%



    Beste Grüße
    Dieter

  • Hallo,


    also ich benutze meist 3%ige KOH. Bei einem Mikroskopierkurs hat unser Seminarleiter etwas Wasser genommen und einen kompletten Täublingshut ins Wasser gelegt.
    Ansonsten kenne ich noch Glamalc, das ich nur 1-2 mal von einer Pilzfreundin verwendet habe für etwas derbere Ascos.


    l.g.
    Stefan

    Risspilz: hui; Rissklettern: bisher pfui; ab nun: na ja mal sehen...


    Derzeit so pilzgeschädigt, das geht auf keine Huthaut. :D


    Meine Antworten hier stellen nur Bestimmungsvorschläge dar. Verzehrsfreigaben gibts nur vom PSV vor Ort.

  • Hallo Dieter,


    wie Stefan nehme ich KOH, 3%ig. Ich wärme mit einem Feuerzeug, das Power hat, an, ca. drei Sekunden. Dann sauge ich mit einem Taschentuch ab, Wassertropfen drauf und los geht's. Bin aber schon gespannt, ob es da noch andere, besser Möglichkeiten gibt. In H ²0 ist die Wartezeit elendig lang.


    LG
    Peter

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    Es reicht ein Hut aus Zunderschwamm als Statussymbol. Brennt nur der Kopf, wenn der Blitz einschlägt.

    Chips: 52 - 5 für Pablo = 47

    47 - 10 für APR 2019 = 37,000

    + 5 ausm APR = 42

    - 20 für die Leistungsträger,

    22. Ingo mag nicht, = 27.

    27 -10 für APR 2020 = 17 + ein Kerzenstummel

  • Zitat von Habicht


    Hallo Dieter,


    wie Stefan nehme ich KOH, 3%ig. Ich wärme mit einem Feuerzeug, das Power hat, an, ca. drei Sekunden. Dann sauge ich mit einem Taschentuch ab, Wassertropfen drauf und los geht's. Bin aber schon gespannt, ob es da noch andere, besser Möglichkeiten gibt. In H ²0 ist die Wartezeit elendig lang.


    LG
    Peter


    Lasst mich nicht dumm sterben...


    verstehe ich das so?
    Objektträger, Tropfen KOH3%, mini Exsikkat rein, Deckglas, Feuerzeug von unten, überflüssiges mit Tuch absaugen, Wasser zugeben? Muss das KOH komplett gespült sein? Wo sind die Nachteile ggü H2O?
    Geht da was hinüber?


    In Wasser ist das schon richtig lange Wartezeit, überhaupt weil das Exsikkat wie ein Wasserfloh nicht untergehen will.


    Gruss
    claus


  • also ich benutze meist 3%ige KOH.


    Danke Stefan, bei KOH habe ich inzwischen gelernt dass das bei manchen Pilzen "Strukturen" von Zystiden oder Sporen "zerstört" und es soll angeblich auch die Sporen aufquellen sodass sie größer werden.
    KOH soll allerdings praktikabel sein bei harten Fleisch (Porlinge ect.) um es zum schneiden weich zu machen.



    Bei einem Mikroskopierkurs hat unser Seminarleiter etwas Wasser genommen und einen kompletten Täublingshut ins Wasser gelegt.


    Mein Freund Matthias hat mir für's erste auch erst mal Wasser empfohlen. Das werde ich auch so machen.
    Trotzdem will ich mir mal dieses Thema genauer anschauen, da es bei mir ja so sein wird dass ich eine große Menge (hunderte) Exsikkate bearbeiten will.
    Wenn es da tolle Flüssikeiten gibt dann kaufe ich die gerne zum Testen, da ich sehr Experimentierfreudig bin.



    Ansonsten kenne ich noch Glamalc, das ich nur 1-2 mal von einer Pilzfreundin verwendet habe für etwas derbere Ascos.


    Glamalc habe ich auch schon in meiner Chemie-Liste.
    Ich kenne die Zusammensetzung: 15 ml H2O, 80 ml Äthanol, 4 ml NH4OH 25%, 1 g Glycerin. Für mich als ehemaliger Hobby-Chemiker problemlos herstellbar.
    Darüber habe ich noch gelesen:
    Diese Lösung verhindert bei Schnitten von Pilz-Exsikkaten den Abwurf der Sporen (was immer das bedeuten mag).
    Sie bläst die Zellstrukturen angeblich nur zu ihrer natürlichen Größe auf - d.h. sie quillt sie nicht übermäßig. Auch greift sie die Strukturen weniger oder gar nicht an. Angeblich macht sie harte Porlinge "wunderschön" weich und schneidbar. Dazu schneidet man ein Stück ab, legt es ein paar Minuten in Glamalc ein und betrachtet anschließend in Wasser oder einem Färbemittel/Reagenz.


    Beste Grüße
    Dieter
    [hr]


    wie Stefan nehme ich KOH, 3%ig. Ich wärme mit einem Feuerzeug, das Power hat, an, ca. drei Sekunden.


    Danke auch Dir Peter.
    Wozu ist das Anwärmen? Ich habe das schon mal im Tintling gelesen aber zu einem anderen Thema (ich denke Jod-Reaktion).
    Muss man das anwärmen immer machen?



    Dann sauge ich mit einem Taschentuch ab, Wassertropfen drauf und los geht's.


    Ach so - das wusste ich auch noch nicht dass das KOH wieder weg muss.
    ;-)
    Danke!
    Beste Grüße
    Dieter

  • Hallo Dieter,


    ich hab gerade deine Antwort gelesen und halte mich hier aus Zeitgründen nur kurz.
    Ich an deiner Stelle würde erstmal mit den Frischpilzen anfangen zu mikroskopieren. Exsiccate sind gut und schön; aber das ist dann schon die Hohe Kunst des Mikroskopierens.
    Ich würde dann an deiner Stelle erstmal damit anfangen und die Grundlagen lernen, bevor du dann dich mit Exsiccaten befasst. Die Exiccate sehen teilweise total anders aus, als die Frischpilze und es braucht schon eine Menge Übung, da richtige Schlüsse zu ziehen.
    (Diese Übung habe ich btw. auch nicht). ;)


    Aus meiner Sicht wäre es erstmal wichtiger, dich mit deinem Mikroskop vertraut zu machen; es sit grad Winter (mehr oder weniger). Geh raus und such mal an toten Krautstengeln kleine Becherlinge; bzw. Holzpyrenos und fang erstmal an das gescheit zu präparieren. Wenn dann die ersten Lamellenpilze kommen, bzw. wenn du noch welche findest, dann mach das analog. Lerne erstmal Frischpilze zu mikroskopieren/zu bestimmen und erst dann solltest du dich an Ecsiccate wagen.


    Ich rede hier auch nur mein Mikroskopiementor nach; aber der Mann ist weit über 60 und hat große Erfahrung...


    l.g.
    Stefan


    P.S. dir ein schönes Weihachtsfest :)

    Risspilz: hui; Rissklettern: bisher pfui; ab nun: na ja mal sehen...


    Derzeit so pilzgeschädigt, das geht auf keine Huthaut. :D


    Meine Antworten hier stellen nur Bestimmungsvorschläge dar. Verzehrsfreigaben gibts nur vom PSV vor Ort.

  • Danke Stefan,
    genau das hat mir Matthias auch geraten. Ich glaube euch das natürlich und will das so tun.
    Allerdings will ich auch die Exsikkate bearbeiten - auch wenn es schwer ist. Ich werde Euch berichten über meine ersten Gehversuche.
    Ich hoffe Ihr lacht mich nicht aus wenn es die ersten male in die Hose geht :D :D :D
    Beste Grüße
    Dieter

  • Hallo Dieter,


    hier lacht dich niemand aus. ;) Trotzdem wirst du nicht alle deine Exsiccate auch bestimmen können.


    l.g.
    Stefan

    Risspilz: hui; Rissklettern: bisher pfui; ab nun: na ja mal sehen...


    Derzeit so pilzgeschädigt, das geht auf keine Huthaut. :D


    Meine Antworten hier stellen nur Bestimmungsvorschläge dar. Verzehrsfreigaben gibts nur vom PSV vor Ort.

  • Hallo, Bernd!


    So aus der Erfahrung mit Exsikkaten, wo ich Gloeozystiden in Sulfovanillin beobachten wollte:
    Da sollte man gerade nicht basisch einweichen. Sonst geht was schief mit der Farbreaktion. Der Nachteil bei der Schwefelsäure: Es löst viele strukturen einfach nachhaltig auf.
    Wäre aber durchaus mal interessant zu wissen, wie das mit anderen bzw. weniger starken Säuren ist.

    ich habe auch schon in Leitungswasser eingeweicht, was zB den Grund hat, daß das Kongorot nicht ausflockt (was es halt in Kombination mit KOH gerne tut).

    Das klappt auch, allerdings ist das Leitungswasser zumindest bei mir auch alles andere als sauer.



    LG; Pablo.

  • Hallo,


    in der ursprünglichen Liste des Thread-Eröffners steht eine ganze Menge Zeugs drin, dass sich nicht eignet, und auch Glamalc ist in seiner hier beschriebenen Verwendung als Mikroskopiermedium eigentlich nicht geeignet.


    Man kann eigentlich sagen, dass eine schwache Lauge das übliche zum Aufquellen eines Präparats ist, und hierbei ist für mich trotz vieler Versuche KOH 3% das einzig wirklich gute Mittel. Höherprozentige Laugen ebenso wie Säuren greifen das Gewebe mehr an als dass sie es einfach nur aufquellen. Die ganzen Glycerin-basierten Mischungen sind für Dauerpräparate gedacht, aber nicht zum Aufquellen. Selbst Kongorot/Ammoniak mit dem 10%igen Ammoniak drin quillt nicht so gut wie KOH3%. Meine bevorzugte und einzig übrig gebliebene Vorgehensweise ist das Aufquellen in KOH 3% und anschließend Anfärben mit Kongorot/NH3. Ob man das KOH absaugt oder nicht ist egal.

    Glamalc ist en Mittel um zu spröde Exsikkate etwas anzuweichen damit man sie schneiden kann ohne dass sie in tausend Krümel zersplittern. Es enthält viel Alkohol, damit es wieder restlos verdunstet und das Exsikkat nicht nachhaltig beschädigt. Zum aufquellen eigentlich nicht geeignet.


    Was nicht gemacht werden sollte, das ist das Aufquellen mit KOH wenn anschließend mit Melzers auf Amyloidität oder so geprüft werden soll und auch nicht bei Brilliantkresylblau. Hier bitte direkt vom Exsikkat ins entsprechende Medium. Quillt dann zwar nicht so gut, ist aber auch egal weil es ja um einen Nachweis einer Reaktion geht, da muss ich das Gewebe nicht dafür aufquellen. Ansonsten, wenn man das vorher in KOH aufquellen möchte, dann gut mit Wasser spülen.


    Der Quelleffekt von KOH 3% auf pilzliche Zellen gleicht meiner Erfahrung nach den Schrumpfeffekt durchs Trocknen etwa aus. Jedenfalls habe ich in vielen untersuchten Fällen keinen Unterschied zwischen Maßen von Frischmaterial und Maßen von gequollenem Herbarmaterial finden können. (Gilt natürlich nicht für den Vital-Tot-Effekt bei inoperculaten Ascos!).


    Ach ja, und Anwärmen bringt offen gestanden vor allem den Effekt, dass es viele Zellen zerstört. Selbst bei Baumwollblau/Milchsäure, wo man überall lesen kann dass man das Präparat erwärmen soll, kann ich nur wenig besseren Effekt durchs Erwärmen erkennen. Lediglich beim Nachweis der siderophilen Granulation sollte das Präparat tatsächlich dann in der Karminessigsäure erwärmt werden, ansonsten kenne ich keinen Fall wo das einen wesentlichen Vorteil bringt, und selbst KES geht oft auch ohne Erwärmen ....


    Das ist jetzt zwar keine Antwort auf Deine Frage, Bernd, sorry, aber ich wollte das alles was im Thread geschrieben wurde nicht so unwidersprochen stehen lassen.


    beste Grüße,

    Andreas

  • Hallo Pablo und Andreas!


    Im Erb-Mattheis finde ich als sauer reagierendes Aufweichmittel zum einen Milchsäure, zum anderen Lactophenol. Anstelle von Lactophenol kann man wohl Lactoglyzerin nehmen, das ist nicht so giftig. Lactoglyzerin habe ich da, Versuche stehen aber noch an.:kaffee:

    Einen herzlichen Gruß - bleibt gesund!

    Bernd

  • Salve!


    Danke an Andreas für die guten Erklärungen!

    Bei mir war das ja alles "Learning by doing", also rumprobieren und gucken, was welche Ergebnisse bringt und was halt nicht so funktioniert, wie ich es will.

    Gerade hinsichtlich Baumwollblau hatte ich durchaus auch schon die Erfahrung gemacht, daß das Erhitzen nichts bringt.

    Sulfovanillin mache ich warm (kurz und nicht allzu heiß), weil sich dann das Pulver und die Schwefelsäure etwas besser mischen. Allerdings ohne Präparat drin, das kommt erst dazu, wenn die Lösung abgekühlt ist. Ob das tatsächlich so zu machen ist, weiß ich nicht, aber die Ergebnisse waren bisher immer zufriedenstellend.

    Klar, daß KOH und Melzer (oder auch Lugol) nicht zusammen geht, bzw. die Reaktion verändert.
    War aber doch bei einigen inoperculaten Ascos doch wichtig, ob in KOH3% + Lugol der Ascusporus auf eine bestimmte Art reagiert?


    Übrigens bin ich durchaus überzeugt, daß Dieter Wächter inzwischen einiges von dem, was er vor 5 Jahren gedacht und geschrieben hat, heute auch milde belächeln würde.
    Der ist mittlerweile ja auch schon sehr viel weiter in dem Bereich. :gzwinkern:



    LG; Pablo.

  • Servus Pablo,

    War aber doch bei einigen inoperculaten Ascos doch wichtig, ob in KOH3% + Lugol der Ascusporus auf eine bestimmte Art reagiert?

    Wenn du erst KOH verwendest und dann Lugol zugibst hast du immer eine Blaufärbung.

    Wichtig ist aber die Reaktion ohne KOH-Vorbehandlung um eben eine Z.B Rotfärbung wahrnehmen zu können.

    Grüße

    Felli

  • Servus beinand,


    bei der Exsikkat-Mikroskopie verwende ich fast aussschließlich KOH 3% (ohne Absaugen), die Präparate ziehen auch viel weniger Luft als mit H2O. Zum Anfärben Kongo/NH3, zumindest bei Sporenabwurfpräparaten ohne Vorquellen in KOH, bei Geweben kann man's auch ins KOH-Präparat einziehen.

    Baumwollblau benütze ich nur zum Anfärben von Sporenornamenten bei Ramaria und Ascomyceten wie Scutellinia. Da wärme ich schon vorsichtig an, weil es die Färbung meiner Erfahrung nach spürbar beschleunigt.


    Ansonsten: Zum Mikroskopieren von Exsikkaten würde ich eher ermuntern. Natürlich gibt es Nachteile, z.B. bei der Beurteilung von Lamellenquerschnitten oder tieferen HDS-Schichten und natürlich bei winzigen Pilzchen, die man als Exsikkat im Herbarbeutel suchen muss, aber die meisten Pilze lassen sich getrocknet fast genauso gut untersuchen wie frisch. Bei gelifizierten Strukturen (schleimige Huthaut z.B.) gelingen Schnitte sogar leichter. Und der größter Vorteil besteht natürlich darin, dass man in aller ruhe im Winter mikroskopiern kann, ohne dass gleichzeitig ein Dutzend andere spannende Frischpilze im Kühlschrank vergammeln.


    Beste Grüße

    Hias

  • Hallo Hias,

    Zum Anfärben Kongo/NH3, zumindest bei Sporenabwurfpräparaten ohne Vorquellen in KOH, bei Geweben kann man's auch ins KOH-Präparat einziehen.

    Den Satz verstehe ich nicht ganz. Beziehst du dich mit der Kongorot/NH3-Anfärbung auch auf die Sporenpräparate?


    V.G. - Bernd

  • Servus Bernd,

    ja, z.B. für den Sporenabwurf von Mycena- oder Clitocybe-Arten verwende ich direkt Kongo/NH3.

    Generell eben bei Gattungen mit farblosen Sporenwänden, die man in KOH nicht gescheit sieht. Ich weiß, das ist umstritten, es gibt auch die Meinung, dass man Sporen generell in Wasser anschauen und vor allem messen soll.

    Grüße

    Hias

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