Beiträge von Matthias

Servus Raphael,

I. brunneorufa habe ich schon ewig nicht mehr gefunden, aber meine älteren Aufsammlungen waren allesamt viel schlankstieliger, hatten längere Sporen und auch längere, voluminösere Hymenialzystiden.

Beste Grüße

Hias

Servus Raphael,

bei den Parvuli habe ich selbst nur wenig Material und kann das schlecht beurteilen. Aber: Synonymisierungen ganzer Sektionen wie in FAN8 (Decipiens-Gruppe!) sehe ich kritisch. Ich finde, Arten, die morphologisch gut trennbar sind, sollte man nicht zusammenwerfen, nur weil die ITS keine schlüssige Trennung ermöglicht. C. croceocingulatus sieht z.B. völlig anders aus als C. neofallax und hat in Gegensatz zu Letzterem indextrinoide Sporen.

LG Hias

Zitat von Clavaria

Hallo zusammen

Hier noch ein paar Updates nach der Sequenzierung:

Nr. 2: Tricholoma triste wurde bestätigt.

Nr. 4 ist nicht Lyophyllum maleolens, sondern das (auch genetisch) sehr ähnliche Lyophyllum aemiliae.

Nr. 5 wurde als Cortinarius pseudofallax bestätigt, inzwischen gilt der Name als vermutliches Synonym von C. parvannulatus.

LG Raphael

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Servus Raphael,

sehr interessant! Die "Parvuli" sind ein bisserl unübersichtlich (Kokkonen 2020). Meine beiden ex parvannulati sind inzwichen als C. neofallax bestimmt. So weit ich weiß, gibt's noch keine Typussequenz von C. parvannulatus. Wie war denn die Ökologie bei deiner Aufsammlung? Meine C. neofallax standen beide montan im jungen Fichtenwald über Kalk bzw. Würmmoräne.

Grüße

Hias

Servus beinand,

klasse, das ist wirklich spannend! Ich lasse meine dann bei Gelegenheit auch mal sequenzieren.

Grüße

Hias

Toll! Wenn ich mich nicht dauernd mit Schwammerln herumschlagen müsste, würde ich ausgiebig Moose sammeln.

Grüße

Hias

Servus Johann,

eine Antwort auf deine Frage findest du in der Monografie von G. Robich "Mycena d'Europa" (2007). In dem Werk gibt es einen Sektionsschlüssel und jeweils eine Beschreibung der einzelnen Sektionen auf Italienisch und Englisch. Und dann natürlich entsprechende Artenschlüssel auf Sektionsebene.

Herzliche Grüße

Hias

Zitat von Clavaria

Hallo Hias

Meinst du das hier? https://onlinelibrary.wiley.com/doi/pdf/10.1002/tax.13149

Ja, ich empfehle auch diese neuen Collybia-Kombinationen zu ignorieren. Das wird sich kaum durchsetzen, der Widerstand ist gleich gross wie bei Cortinarius.

Was die Autoren des Papers vorschlagen, macht viel mehr Sinn, auch wenn es nicht der nomenklatorische Standard-Prozess ist.

Die drei Sklerotienrüblinge, die bisher noch in Collybia s.str. laufen, sind genetisch mit einigen grossen Trichterlingen und Rötelritterlingen sehr nahe verwandt.

Diese Tatsache kriegt man nicht vom Tisch.

Aber da macht es viel mehr Sinn, diese drei Arten umzukombinieren, statt die meisten Rötelritterlinge und Trichterlinge. Genau das schlagen die Autoren hier vor.

Gruss Raphael

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Ja genau, das Paper meinte ich. Witzigerweise sind es ja dieselben Autoren, die 2023 massenhaft Clitocybe und Lepista-Arten zu Collybia umkombiniert haben, die dieses Unding 2024 wieder korrigieren. So schnell kann es gehen.

Ich habe irgendwas läuten hören, dass Zheng‑Mi He et al. (2023) da ziemlichen Unsinn geschrieben haben. Leider habe ich vergessen, wo ich die Info her habe. Vielleicht weiß jemand hier was Genaueres dazu?

Ich werde diese abenteuerlichen taxonomischen Neuerungen jedenfall erstmal ignorieren. Bei Cortinarius hat sich das auch bewährt.

Beste Grüße

Matthias

Servus Bernd,

du kannst es ja mal mit dem Identifier auf Hebeloma.org versuchen:

Hebeloma species identifier

Wäre interessant, was dabei rauskommt.

H. collariatum wurde inzwischen mit der amerkanischen Art H. velatum synonymisiert. In der Tat, die Sporen sind für H. mesophaeum a bisserl groß, aber ausschließen würde ich das trotzdem nicht. Zumal H. velatum in der Regel nicht bei Birke wächst (mehr Infos dazu auch auf Heleloma.org).

Grüße

Hias

Servus Raphael,

ich hab mittlerweile schon etliche Glaucopodes mit Sequenz, die zu C. glaucopus s.str., subfoetens oder subrubrovelatus gehören. Ich kann bislang immer noch keine verlässlichen morphologischen Trennmerkmale erkennen. Die in Liimatainen et. al. (2014) postulierten halte ich für Wunschdenken. Vielleicht wird's ja noch - oder man synonymisiert irgendwann doch.

Grüße

Hias

Prima, dann kommt da ja bald mal Licht ins Dunkel!

LG Hias

Servus Matthias,

ich hab nur eine Kollektion von C. geraniolens, aber immerhin sequenziert. Meine waren deutlich schmächtiger mit schwachem Pelargonium-Geruch und deutlich gedrungeneren Sporen:

C. geraniolens

Beste Grüße

Matthias

Servus beinand,

NR_173977 (GenBank-Nr.) ist der Typus von I. monastichum. 98.52% Übereinstimmung mit dem Typus ist schon hoch, zumal I. cervicolor als nächstverwandte Art nur zu 92% mit I. monastichum übereinstimmt. Andererseits ist 98.52% auch kein voll überzeugender Wert, da müsste mach sich mal das Chromatogramm anschauen und vielleicht einen Einzelbasenvergleich mit dem Typus machen.

Ansonsten gilt natürlich, was Ditte schon schrieb. Die Sporenmaße (13,7 x 7,4) liegen deutlich über dem für I. monastichum angegebenen Wert (9,0-10,6-12,1 μm (SD 0,6 μm) × 5,6-6,3-7,5 μm). Ob eine so starke Streuung der Sporenmaße möglich ist? Waren vielleicht auch 2-sporige Basidien im Spiel?

Allein auf die Sequenz würde ich mich nicht verlassen und sicherheitshalber ein ? hinter die Bestimmung setzen.

Grüße

Hias

Servus,

genau, die meisten Fälblinge sind tonblass und sehr viele haben tränende Lamellen. Es gibt ein paar wenige Arten, die man mit etwas Erfahrung makroskopisch bestimmen kann, aber beim Rest ist viel mikroskopieren, messen und schlüsseln angesagt.

Grüße

Matthias

Servus Sabine,

die Hutfarben sind nicht gerade typisch für C. delibutus und abgesehen vom ersten Fotos, wo man es nicht so gut erkennen kann, sehen die Hüte auch eher trocken aus. Ohne deinen Hinweis auf schleimige Stiele hätte ich diese Schwammerln eher zu den Anomali gesteckt.

Liebe Grüße

Hias

Zitat von boccaccio

9. Hier stehe ich auf dem Schlauch: Eigentlich sieht das ja schon nach einer Lepista aus, aber die Sporen sind im Abwurf rein weiß, weder amyloid noch dextrinoid und mikroskopisch auch in BWB glatt.

Wie groß sind denn die Sporen? Geruch?

Servus Raphael,

Respekt, dass du dich immer noch mit Melanoleuca herumplagst So hübsche wie die Nummer 5 nehme ich auch immer noch mit, aber eher banale an stickstoffreichen Waldrändern habe ich heuer konsequent ignoriert. Die Mikroskopie ist meist unergiebig, ganz zu schweigen vom Studium der einschlägigen Fachartikel.

LG Matthias

Zitat von malsehn

Hab hier auch einen wohl aus der malachii-Gruppe; bei Fichte im Forstenrieder Park

Der roch nicht zufällig nach Obstschnaps?

Servus Dieter,

ich denke, dass du mit C. olivaceofuscus richtig liegst. Thomas hat recht, so arg selten ist er nicht, wir halt leicht übersehen oder mit C. venetus verwechselt. Kommt auch im reinen Buchenwald vor.

Grüße

Matthias

Servus Bernd,

auf die Schnelle habe ich keine Literatur gefunden, in der die Synonymie von M. rubropunctata mit M. trachyspora phylogenetisch untersucht wurde.

Einen Fund von mir 2016 habe ich nach Gröger und Funga Nordica als M. trachyspora (in beiden Schlüsseln ist M. rubropunctata Synonym, bei Gröger mit Fragezeichen) bestimmt. Ich denke, die Kollektion entspricht deiner ganz gut. Meine hatten ein bisserl größere Sporen.

Grüße

Hias

Servus beinand,

die HDS von L. castanea ist komplex, die langen, schlauchartigen Haare sind schnallenlos septiert, im "Unterbau" mit keuligen Endzellen sind dagegen Schnallen vorhanden.

Grüße

Hias

Servus Raphael,

vielen tolle Schwammerln! Tricholomopsis decora und Gymnopilus picreus hatte ich letzte Woche auch auf demselben Stamm gefunden.

Grüße

Matthias

Servus Benjamin,

es gibt sehr unterschiedliche Methoden der Exsikkat-Mikroskopie und sicher gibt es keine, die "der Weisheit letzter Schluss" ist.

Ich persönlich weiche weder die Exsikkate noch Teile davon vorher in KOH ein, sondern präpariere wie beim Frischpilz. Wie Matthias schon schrieb, geht das bei bestimmten Aufgabenstellung sogar besser als beim Frischpilz (z.B. Huthautschnitt bei schleimigen Milchlingen). Es ist auf jeden Fall in der Regel kein Hexenwerk, das kriegst du sicher hin. Schwierig wird es nur bei sehr kleinen Pilzen, die man nach dem Trocknen kaum mehr findet und ohne spezielle Technik nicht mehr richtig präparieren kann.

Beste Grüße

Matthias

Servus Benjamin,

natürlich kannst du die gesamte Mikroskopie bei Cortinarius auch am Exsikkat-Material machen. Einfach in KOH mikroskopieren. Bei vielen Kollektionen sind Sporenabwurfpräparate (auf Objektträgern) ganz nützlich, vor allem, wenn es Kollektionen bzw. Arten mit wenig Cortina sind. Ich mache die HDS auch routinemäßig. Wie Raphael schon sagte, es muss nicht zwingend nützlich sein, aber in vielen Fällen ergeben sich daraus auch neue Bestimmungsmerkmale. Allein an der Färbung eines HDS-Präparats in KOH kann man z.B. mit ein bisschen Erfahrung schon erkennen, ob eine Kollektion eher zu den Obtusi oder zu den Flexipedes gehört.

Beste Grüße

Hias

Servus Raphael,

klasse Rötlinge, habe ich selbstverständlich bis zum Schluss durchgeschaut!

Mit FE5b hat sich doch einiges geändert bei Cyanula. Bei mir sickern diese Erkenntnisse erst so allmählich durch, z.B. dass E. scabropellis ein Synonym zu E. griseocyaneum ist. Schwierig bleibt es trotzdem, finde ich, z.B. diese ganzen schwarblauen wie E. chalybaeum, porphyrogriseum, corvinum etc. mit ihren labilen Pigmenten sind schon nicht ganz leicht zu identifizieren. Die FE5b zugrunde liegende Arbeit von Dima et al. 2023 wurde anscheinend noch immer nicht veröffentlicht - jedenfalls finde ich sie nicht.

Soweit ich die Arten schon hatte, würde ich dir bei den Bestimmungen zustimmen (formosum, lividocyanulum, serrulatum, cuspidiferum). Von E. pseudoturci habe ich eine sequenzierte Kollektion aus der Toskana, die schon deutlich anders aussieht.

Entoloma pseudoturci

Beste Grüße

Matthias