Es gibt 91 Antworten in diesem Thema, welches 23.886 mal aufgerufen wurde. Der letzte Beitrag () ist von Craterelle.
Danke Jens,
die Werke habe ich alle außer die Ramariamonographie (aber du schreibst dort 80% Konfidenzintervall - kann ja dann nicht statistisch sein - es sei denn er hat etwas mir für den Mykologiebereich ganz unbekannes gemacht und mit 1,281552 × Sigma gerechnet - egal - das Buch hab ich eh nicht) - die anderen schaue ich mir an und melde mich.
Beste Grüße
Dieter
Hallo Dieter,
doch, doch... nur ist eben das Konfidenzintervall dadurch kleiner...
VG, Jens
Hallo Dieter,
zuerst einmal differenziere ich zwischen der Notation und der grundsätzlichen Berechnung der Werte. Das bedeutet, Normalverteilung vorrausgesetzt, dass der Mittelwert in der Mitte ist. Also in dem Fall das arithmetische Mittel der Angaben in FN, wenn nicht a nders angegeben.
Und ich gebe dir Recht, FN arbeit mit 90%....
Ähm Seite 21? Ich habe die erste Ausgabe. Bei mir auf Seite 17. Steht bei dir wirklich CR=?
Ich gehe schon deshalb von einem Konfidenzintervall aus, weil in Klammern oft noch die Extremwerte stehen.
Zu PdS
Band 3 ab Seite 21
Ich suche jetzt nicht weiter, da ich deinen Begriff "statistische Dimensionsformeln" nicht verstehe.
VG, Jens
(ähm, wie zitiert man eigentlich in diesem Forum???)
Hallo Jens,
man kann ganz einfach auf den "Zitieren"-Button in der Fußzeile jedes Beitrages klicken, wenn Du mehrere Beiträge zitieren willst. Beziehst Du Dich nur auf einen Beitrag, einfach den Antworten-Button des jeweiligen Beitrages klicken.
Iim PilzePilze Forum haben wir mal wieder vermutet, dass viele Autoren die Sporenwerte einfach abgeschrieben haben. Im Gegensatz zu den Aussagen einiger meiner Vorredner sehe ich gar nicht so große Schwankungen der Sporenwerte. Was aber fehlt sind belegbare Untersuchungen zu den einzelnen Ordnungen und tiefer.
Da müssen dann aber viele mitmachen und ihre Messwerte einfach mal aufbewahren und mir schicken.
Und genau das ist auch meine Meinung. Es ist ja schön und gut, wenn man bei Sporenmessungen hochwissenschaftlich vorgeht. Doch was bringt das für die Bestimmung an Mehrwert, wenn der Autor mit dem man vergleicht, seine Messungen auf einem Zettelchen notiert oder gar abgeschrieben hat? Oder wie groß sind Abweichungen, wenn jemand mit Exsikkaten gearbeitet hat?
Ich finde die Ausführungen von Dieter beeindruckend, seine Mikrofotos sind genial. Aber die Genauigkeit mit der er hier die Sporenmessung erklärt ist für einen Feldmykologen von untergeordneter Relevanz.
Hallo Dieter,
Ich habe deinen Beitrag gern gelesen und fühle mich dadurch absolut nicht vom Mikroskopieren abgeschreckt - dass ich mich davon fernhalte hat andere Ursachen.
Würde ich mikroskopieren, hätte ich aber auch nicht das Gefühl, die Sporenmaße unbedingt auf dieselbe Weise bestimmen zu müssen.
Zitat von Krötenhocker
Die einzig wirklich sinnvoll weiter verarbeitbare Angabe ist doch die statistische. Quantile oder Dezile sind doch nicht richtig statistisch. Wie kann man damit sinnvoll Mittelwerte verschiedener Aufsammlungen vergleichen?
Aus meiner Sicht ist deshalb der ganze erste Teil nur verwirrend und könnte einfach weggelassen werden.
Nach meinem Verständnis nicht, weil dieser Abschnitt erklärt, wie die in der Literatur (noch?) sehr häufig zu findenden Angaben zustande kommen.
Im Abschnitt zu den Medianen scheint ein bisschen was verrutscht zu sein, einmal der Wert des Sporenbreite-Medians
Zitat von Schwammer-Dieter
Median der Sporenbreite: 8,25 µm
und vorher in der Formel sind gerade und ungerade m.E. falsch herum.
Das erscheint mir ohnehin in Worten viel leichter verständlich als mit Hilfe einer Formel:
Bei ungerader Probenzahl nimmt man den mittleren der nach Größe sortierten Werte. Bei gerader Zahl gibt es keinen mittleren, deshalb bildet man den Mittelwert aus den beiden nächstliegenden.
LG, Craterelle
Hallo Rada,
Es ist ja schön und gut, wenn man bei Sporenmessungen hochwissenschaftlich vorgeht. Doch was bringt das für die Bestimmung an Mehrwert, wenn der Autor mit dem man vergleicht, seine Messungen auf einem Zettelchen notiert oder gar abgeschrieben hat?
Dafür bringt es keinen Mehrwert.
Oder wie groß sind Abweichungen, wenn jemand mit Exsikkaten gearbeitet hat?
Bei Hebeloma: 0,2 µm Unterschied maximal.
Aber die Genauigkeit mit der er hier die Sporenmessung erklärt ist für einen Feldmykologen von untergeordneter Relevanz.
Das finde ich auch, es ist in der Tat nicht sonderlich relevant für die Pilzbestimmung.
Aber es ist (zumindest für einege Feldmykologen wie mich) interessant. 
Alles anzeigen
Im Abschnitt zu den Medianen scheint ein bisschen was verrutscht zu sein, einmal der Wert des Sporenbreite-Medians
Zitat von Schwammer-Dieter
Median der Sporenbreite: 8,25 µm
und vorher in der Formel sind gerade und ungerade m.E. falsch herum.
Oh ja, danke - stimmt. 5,25 µm muss da stehen.
Das erscheint mir ohnehin in Worten viel leichter verständlich als mit Hilfe einer Formel:
Bei ungerader Probenzahl nimmt man den mittleren der nach Größe sortierten Werte. Bei gerader Zahl gibt es keinen mittleren, deshalb bildet man den Mittelwert aus den beiden nächstliegenden.
Genau so isses
Beste Grüße
Dieter
zuerst einmal differenziere ich zwischen der Notation und der grundsätzlichen Berechnung der Werte. Das bedeutet, Normalverteilung vorrausgesetzt, dass der Mittelwert in der Mitte ist. Also in dem Fall das arithmetische Mittel der Angaben in FN, wenn nicht a nders angegeben.
Und ich gebe dir Recht, FN arbeit mit 90%....
Ähm Seite 21? Ich habe die erste Ausgabe. Bei mir auf Seite 17. Steht bei dir wirklich CR=?
Nein. aber....
Ich gehe schon deshalb von einem Konfidenzintervall aus, weil in Klammern oft noch die Extremwerte stehen.
Ja, ist ein Konfidenzintervall. Davon gehen wir beide aus... aber...
Ich suche jetzt nicht weiter, da ich deinen Begriff "statistische Dimensionsformeln" nicht verstehe.
hm - ja macht ja nix. Ich denke wir haben da aneinander vorbei geredet - die Berechnung ist immer "statistisch" - es sind a) andere Formeln - siehst ja vorne bei der statistischen Darstellung und b) eine andere Schreibweise der Dimensionsgleichung.
Die klassische Darstellung ist auch eine statistische Berechnung - aber halt in der klassischen Schreibweise und in der klassischen Berechnung - so wie es Smaff zum Beispiel macht.
Ich glaube übrigens, dass du nicht statistisch korrekt rundest.
Weiß jetzt nicht an welcher stelle du meinst - aber kann schon sein.
Die Rundungsrichtung steht ja da. Und so runde ich auch.
Hast Du mal die Messreihe in Smaff reingeworfen?
Ich hab's noch nicht ausprobiert weil ich bei Smaff nur die hälfte lesen kann 
(hab aber auch nur 5 minuten darin rum geklickt wenn ich mich recht erinnere.. ist über ein Jahr her) Sollt ich nochmal gegenprüfen irgendwann...
Beste Grüße
Dieter
Immerhin hat mir die Diskussion wieder einmal klar gemacht, wie viel Expertenwissen hier versammelt ist und wie wenig ich davon verstehe.
Hallo Claudia,
ich bin zum Beispiel der Meinung, dass das ohne Frage sehr gutes mathematisch-statistisches Expertenwissen ist (eben "Sporenmessung genau genommen", wie der Thread ja auch heißt!), und dass es sicher auch innerhalb der Mykologie einen Nutzen hat (z. B. beim Erstellen von Literaturreferenzen), aber wie groß dabei der Nutzen für deine praktische Pilzbestimmungsarbeit ist, wird hier doch leicht kontrovers diskutiert.
Für mich besteht hobbypilzkundliches Expertenwissen auch darin, zu wissen, welche Informationen für die Bestimmungsarbeit in den einzelnen Gattungen tatsächlich nötig bzw. minimal zureichend sind, so dass die Bestimmungsarbeit hinreichend zügig vonstatten gehen kann und trotzdem brauchbare Ergebnisse und einen langfristigen Zuwachs an Erkenntnis liefert. Langfristig willst du schließlich die Pilze nicht immer "durchbestimmen" müssen, sondern sie irgendwann mal ohne Mikroskopeinsatz gschwind "aus der Hand" erkennen.
Es darf z. B. hinterfragt werden, ob wissenschaftlich korrekte Sporenmessreihen für die Bestimmungsarbeit zusätzlichen Gewinn bringen, wenn man eine Art auch banal an der Form der Zystiden oder noch banaler am Geruch der Fruchtkörper oder am Farbumschlag des Fleisches erkennen kann. Wie ich weiter oben schon geschrieben habe, haben gefühlt 99 % der Gattungen, mit denen sich Hobbypilzkundler beschäftigen, viel leichter erfass- und interpretierbare Bestimmungskriterien als die exakte Sporengröße. Diese Kriterien und die damit verbundenen "Bauerntricks" zu kennen, das ist für mich auch hobbypilzkundliches Expertenwissen. Wenn du dir jetzt einmal überlegst, welche Pilze du überhaupt bestimmen lernen willst - vielleicht die aus einem gängigen 300-Arten-Pilzbuch? -, möchte ich fast wetten, dass sich diese unter den 99 % befinden. Allein schon das ist aus meiner Sicht auch hobbypilzkundliches Expertenwissen - dass man, bevor man in die Pilzbestimmung einsteigt, sich intern Ziele setzen sollte und sich überlegt, welche Pilzarten man überhaupt bestimmen können will (und sag jetzt nicht: jeden, den ich im Wald finde, gerade so wie er kommt, denn dann wirst du über Jahre hinweg kaum Land sehen!).
Es ist die eine Sache, jemanden beim Durchziehen einer bestimmte Arbeitsmethode in der Pilzbestimmung aufmerksam zu beobachten, wofür anspruchsvolle Fachbeiträge wie dieser gutes Anschauungsmaterial liefern, die andere Sache ist es, dies gebührend zu bestaunen und bewundernd zu loben, nochmal eine andere Sache ist es, diese Arbeitsmethode selber für die eigene Bestimmungsarbeit gewinnbringend anzuwenden.
FG
Oehrling
Hallo Oehrling,
wir haben ja alle ganz unterschiedliche Vorlieben, Kenntnisstände und Methoden uns einer Herausforderung zu nähern. Ich hab ´s immer gern so einfach wie möglich und werde mir wohl auch kein gutes Mikroskop beschaffen. Ich bin gerade dabei mir das Basiswissen anzulesen. Da ist der Tipp aus dem Forum mit Rita Lüders Grundkurs Pilzbestimmung wirklich sehr hilfreich. Ansonsten halfen mir nämlich bei den Fachtermini auch Google und Wikipedia nicht wirklich weiter, weil sie einen unbekannten Begriff mit einem anderen erklären.
Ich lese aber auch ganz gern, mit welcher Akribie an den Pilzlein geforscht wird. Natürlich muss ich manchmal schmunzeln über den einen oder anderen Beitrag. Der Höhepunkt ist für mich allerdings dann die Sequenzierung. Wie lange braucht man, bis man das kann? Sicher setzen solche Untersuchungen neben technischem Equipment ein entsprechendes Berufsprofil voraus.
Noch einmal zurück zur Frage des persönlichen Nutzens für mich. Den kann ich aus solchen Beiträgen für meine Pilzbestimmung natürlich nicht ziehen. Aber interessant ist es allemal.
Liebe Grüße Claudia
Hallo Dieter,
Zitat von dir:
"Die klassische Darstellung ist auch eine statistische Berechnung - aber halt in der klassischen Schreibweise und in der klassischen Berechnung - so wie es Smaff zum Beispiel macht. "
Was auch immer du unter klassischer Berechnung verstehst, Smaff rechnet mit der t-Verteilung: https://de.wikipedia.org/wiki/Studentsche_t-Verteilung und ist damit präziser und oberflächlich betrachtet einfacher als deine erklärten Varianten.
Und die Schreibweise, die du mit Dimensionformel??? betitelst (korregiere mich bitte, wenn ich falsch liege), ist tatsächlich von Author zu Author different, ändert aber nichts am Ergebnis, sofern die anderen Parameter mit publiziert sind (...und da hapert es enorm)
Alle deine beschriebenen Vorgehensweisen sind leider nur Annäherungen an die tatsächlich wissenschaftlich korrekte Berechnung des Konfidenzintervalls bei ausreißerfreien, normalverteilten Messreihen unter Zuhilfenahme obig verlinkter Verteilungsfunktion.
Der Nachteil deiner Vorgehensweise ist, dass du sehr viele Meßwerte messen mußt, um die 2 mal Standardabweichung zu erreichen, also ca. 61 bei 95% Vertrauensniveau (beidseitig) der t-Verteilung, wie du der Tabelle im obigen link entnehmen kannst. Dann erst relativiert sich der Fehler, der sonst vorhanden ist.
Deshalb rechnet man wissenschaftlich auch nicht mit Mittelwert +- 2 mal Standardabweichung, sondern mit
Mittelwert +- t-Wert mal Standardabweichung.
Also die 2 wird von einem Wert ersetzt, der aus der t-Verteilung kommt und abhängig ist vom Vertrauensniveau (also z.B. 95%) und der Anzahl der Messwerte.
Dieser Wert ist in Tabellen ablesbar oder z.B. für dich in Excel (tvert) erzeugbar.
Solltest du Fragen zur Problematik haben, darfst du mich gerne per PM kontakten, oder natürlich hier.
Ich würde mich freuen, wenn du dein "genau genommen" noch um diese "ganz genau genommen" Variante erweitern würdest.
VG, Jens
[font="Arial"]Hallo Jens,
vielen Dank für Deinen Beitrag und dass Du dieses Verfahren ins Spiel bringst.
In der Tat war die erste Methode die ich überhaupt verwendete die von die genannte über die studentsche t-Verteilung, da ich von einem Forumsbeitrag den Du sicher kennst einmal in diese Richtung geleitet wurde.
Auch diese Berechnungsmethode habe ich auf Knopfdruck verfügbar.
Gerne führe ich den von Dir angeregten Vergleich ergänzend einmal durch.
Vorher jedoch zusammenfassend eine Übersicht der Berechnungsverfahren und Darstellungsarten:
Neben vielen anderen Mehtoden haben wir in diesem Thread nur die folgenden beleuchtet:
Nach der "Genauigkeit" - aufsteigend sortiert:
Quantil-Verfahren ohne lineare Integration
Quantil-Verfahren mit linearer Integration
Gaußsche Normalverteilung
Studentsche t-Verteilung
Des Weiteren wurden 2 Dimensionsformeln dargestellt:
Die klassische Form
Die statistische Form
Jens, Du kennst die statistische Form zwar nicht, macht aber nichts - einfach mal ausblenden.
Der wesentliche Unterschied der statistischen Dimensionsformel ist der, dass sie KEINE Extremwerte enthält sondern 2 gleiche Vertrauensintervalle für 2 unterschiedliche Parameter. Sie trifft also eine andere Aussage als die klassische Form und ist deshalb nicht mit Ihr zu verwechseln.
Damit sind folgende Darstellungsarten möglich:
Jens' Programm "Smaff" verwendet die Methode und die Darstellungsart mit dem roten Kreuz gekennzeichnet. Alle schwarzen Kreuze bedeuten: "Diese sind möglich". Die grünen Kreuze stellen die von mir je nach Datensatzqualität und Vergleichsliteratur verwendeten Methoden und Darstellungsarten dar. Der Pfeil "Genauigkeit" bedeutet nicht, dass die berechneten Werte zutreffender werden - warum - sehen wir gleich. Der Pfeil stellt nur die mathematische Genauigkeit der Methoden dar.
Nun der Vergleich anhand eines echten Praxisbeispiels
Heute bestimmte ich eine Volvariella. Ein ganz toller Erstfund den ich Euch bald zeige.
Das Problem der stark unterschiedlichen Sporenlängen innerhalb eines Sporenabwurfes bei bestimmten Arten aus dieser Gattung dürfte einigen schon bekannt sein.
Die Original Messwerte (auf n=30 reduzierte Reihe über die ganze Bandbreite) sind:
5,51 3,49
5,61 3,68
5,95 4,11
5,98 3,95
5,99 3,35
6,02 3,6
6,07 3,42
6,14 3,84
6,28 3,66
6,3 3,54
6,39 3,8
6,41 3,69
6,43 3,57
6,43 3,61
6,5 3,61
6,67 3,65
6,72 3,77
6,85 3,79
6,99 3,61
7,04 3,56
7,09 3,72
7,25 4,38
7,27 3,3
7,29 3,74
7,37 2,93
7,51 4,55
7,71 3,32
8,19 3,89
8,36 4,09
8,57 4,66
Das Streudiagramm dazu ist eine entsprechende Katastrophe:
Eine wirklich "schlechte" Datensatzqualität, die aber eben genau der Realität entspricht.
Tatsächlich nahm ich 120 Sporen auf, ich habe aber hier auf n = 30 reduziert, dass man noch einen Unterschied zwischen Normalverteilung und t-Verteilung erkennt.
Sehen wir uns also nun die Ergebnisse an, welche die verschiedenen Verfahren bringen, alle für CR=90% berechnet, Endergebnis gerundet auf 2 NK-Stellen - der Übersichtlichkeit NUR für die Sporenlänge:
Jens, ganz genau genommen, hast Du zwar Recht, dass die t-Verteilungsfunktion die theoretisch genaueren Ergebnisse bringt - aber - siehe meinen Eingangsbeitrag und die Ergebnisse hier: Erstens, nach der Rundung (die ich eigentlich immer mit nur einer Nachkommastelle mache) bleibt davon nichts mehr übrig. Zweitens, gibt es ein ganz anderes Problem: Die Längen-Werte sind keineswegs normalverteilt.
Was das bedeutet sehen wir gleich...
Ich probierte auch Smaff (auch wenn ich darin nicht alles lesen kann, weil abgeschnitten).
Ergebnis - exakt die oberen Werte in Smaff eingesetzt:
5,42 - 6,76 - 8,1(8,57) µm --> das Ergebnis stimmt mit meinem überein. ABER:
Wir sehen hier das Problem, welches durch die unsymmetrische Verteilung entsteht.
Jens' Programm erweitert, genau so wie mein Berechnungstool die nominale Sporenlänge nach unten - solch kurze Sporen lassen sich aber nicht finden. Definitiv nicht! - denn ich nahm in Wirklichkeit 120 Sporen auf.
Die Definition der Anwendbarkeit der t-Verteilung sagt: "Die t-Verteilung setzt voraus, dass die Verteilungsfunktion der Grundgesamtheit normalverteilt oder annähernd normalverteilt ist...."
Die Annahme, dass die Sporenlänge normalverteilt ist, ist für diesen Fall ganz einfach falsch.
Dies wird auch im original Diagramm aus Smaff deutlich (ich weiß nicht wie man V auf L umstellt - aber für die Logik ist das egal):
Was tue ich also und wieso tue ich das?
Erstens scheint es so, als ob die meisten früheren und auch neuzeitliche Autoren mit dem Quantil-Verfahren arbeite(te)n (berechtigt, wie ich meine). Ich erwähne erneut die Hebeloma-Monografie (Fungi Europaei), welche die genauesten mir bekannten Maßtabellen enthält. Auch die 3 Autoren verwenden, nicht die Methode nach Normalverteilung oder t-Verteilung sondern nach Quantilen.
Zweitens: Die Gaußsche Normalverteilung und die t-Verteilung setzt voraus, dass die Verteilungsfunktion der Grundgesamtheit normalverteilt oder annähernd normalverteilt ist. Dies ist bei Sporendimensionen jedoch nicht immer, ich meine sogar "nicht oft" der Fall und bei anderen Elementen (Zystiden usw) von Pilzen noch seltener, wie meine vielen Verteilungsdiagramme über L, B und Q mir zeigten.
Die oben genannte Volvariella hat tatsächlich bei 120 aufgenommenen Sporen das Verteilungsdiagramm Der Sporenlänge:
Dies ist keine Normalverteilung. Eine Berechnung nach der t-Verteilung und Normalverteilung ist möglich, doch per Definition - ganz genau genommen - "falsch angewendet".
Der Grund warum ich also weiterhin auch nach dem Quantil-Verfahren berechne ist der, dass die Werte sehr wahrscheinlich besser die Literaturwerte treffen. Das ist mein derzeitiger Erfahrungswert. Sicherheitshalber aber - berechne ich auch nach Verteilungsfunktionen - das kann ja nicht schaden.
Bei der Bestimmung der oben genannten Volvariella begenete mir - lustiger Weise - übrigens wieder einmal die statistische Darstellung der Dimensionsformel mit 95% CR. Hier:
http://guiahongosnavarra1garci…aesiotincta-pd-orton.html
Was ich mit meinem Eingangsbeitrag auch zeigen wollte ist, dass es verschiedene Verfahren und Darstellungsarten gibt, die man einigermaßen kennen sollte, denn wenn man z. B. die statistische Darstellung der Dimensionsformel nicht kennt, dann kann man sie nicht lesen, nicht verstehen. Oder interpretiert in die dargestellten Werte etwas falsches hinein. Genau so, wie ich es tat - bevor ich mich damit etwas näher beschäftigte. Dieses Wissen wollte ich teilen.
[/font][font="Arial"]
Noch kurz zu deinen Anmerkungen:
[/font]
Und die Schreibweise, die du mit Dimensionformel??? betitelst (korregiere mich bitte, wenn ich falsch liege), ist tatsächlich von Author zu Author different, ändert aber nichts am Ergebnis, sofern die anderen Parameter mit publiziert sind...
Ich bitte um Verzeihung, aber das ist falsch. Das Ergebnis ändert sich stark wie Du in der Tabelle oben erkennst.
Und Du siehst auch dass dein favorisiertes Verfahren daneben liegt. Die nominelle Sporenlänge wird nach unten künstlich erweitert in einen Bereich in dem keine Sporenlänge jemals sein wird.
Alle deine beschriebenen Vorgehensweisen sind leider nur Annäherungen an die tatsächlich wissenschaftlich korrekte Berechnung des Konfidenzintervalls bei ausreißerfreien, normalverteilten Messreihen unter Zuhilfenahme obig verlinkter Verteilungsfunktion.
Das ist zwar richtig, aber aus den gerade beschrieben Gründen eben oft bei den Pilzen "falsch angewendet".
Der Nachteil deiner Vorgehensweise ist, dass du sehr viele Meßwerte messen mußt, um die 2 mal Standardabweichung zu erreichen, also ca. 61 bei 95% Vertrauensniveau (beidseitig) der t-Verteilung, wie du der Tabelle im obigen link entnehmen kannst. Dann erst relativiert sich der Fehler, der sonst vorhanden ist.
[font="Arial"]Bitte verzeih[/font], aber auch das ist falsch, wie Du siehst, schon bei 30 Messwerten ist der Fehler "relativiert" zumindest in dem Rahmen der für uns normale unwissenschaftlich vorgehende Schwammerer von Bedeutung ist.
Deshalb rechnet man wissenschaftlich auch nicht mit Mittelwert +- 2 mal Standardabweichung, sondern mit Mittelwert +- t-Wert mal Standardabweichung.
Sorry, dass ich auch hier widersprechen muss, denn das ist falsch - man rechnet Pilz-wissenschaftlich oft ganz ohne Normalverteilung. Selbst das Aufschreiben auf einen Zettel bei dem oben gezeigten Beispiel würde die Literaturwerte besser treffen als die t-Verteilung, da es nicht um die Genauigkeit geht, sondern darum, das richtige Verfahren auszuwählen.
Also die 2 wird von einem Wert ersetzt, der aus der t-Verteilung kommt und abhängig ist vom Vertrauensniveau (also z.B. 95%) und der Anzahl der Messwerte.
Dieser Wert ist in Tabellen ablesbar oder z.B. für dich in Excel (tvert) erzeugbar.
Ich muss mich entschuldigen Dich hier korrigieren zu müssen, denn das ist falsch, er ist mit TINV erzeugbar.
Solltest du Fragen zur Problematik haben, darfst du mich gerne per PM kontakten, oder natürlich hier.
Nein ich habe keine Fragen dazu...
[font="Arial"]Nun aber genug theoretisiert - wieder ran an die Pilze... es gibt viel zu entdecken.
Beste Grüße
Dieter[/font]
Hallo Dieter,
du vergleichst Äpfel mit Birnen, wenn du aus deinen 120 Messwerten selber welche raussuchst. Ich hatte noch nie solche Lücken zwischen den Messwerten. Die Reduktion müsstest du eigentlich mit Randomfunktionen raussuchen lassen.
Smaff gibt auch die Schiefe einer Verteilung an. Ab wann es kritisch wird, weiss ich allerdings nicht.
Man kann deutlich an den beiden Balkendiagrammen erkennen, dass du nur größere Werte nicht mit in die Auswahl für Smaff genommen hast, also künstlich eine Normalverteilung verhinderst. Das halte ich nicht für fair. Smaff kann doch auch mit 120 Messwerten oder viel mehr umgehen. Was ist das Problem, die gleiche Messreihe mit den 120 Werten in Smaff zu zeigen?
Smaff erzeugt automatisch eine Auswertung in dem Ordner, in dem sich auch die Messreihe befindet, wenn (warum auch immer) bei dir in der Ansicht etwas abgeschnitten ist, kannst du daraus das Ergebnis entnehmen.
Aber zu dem abgeschnittenen Ergebnis würde ich mir genauere Angaben wünschen, damit ich diesen Fehler in Smaff beheben kann.
Wieso sind denn deine 120 Messwerte keine Normalverteilung? Hast du darauf getestet?
Schick mir doch bitte mal alle deine Messwerte, damit ich deine Aussagen nachvollziehen kann. Für mich sieht nämlich deine Messreihe nach 1-2-4 sporigen Basidien aus. Und das finde ich schon spannend.
VG, Jens
[hr]
Hallo Dieter,
es kann doch nicht darum gehen, mit irgendeiner Methode die Literaturwerte, die du bitte dann auch mal mit anführst, zu treffen, sondern Werte zu haben, die reproduzierbar sind. Ich weiß nicht mehr, wer es war, aber irgendeiner der altvorderen Mykologen hat nachweislich alle seine Werte 20 oder 30 % zu klein publiziert. Wllst du dann deine Methodik auch daraufhin anpassen?
Wir sollten heutzutage Ergebnisse produzieren, die auch noch in ein paar Jahrzehnten Mehrwert haben. Und das geht nur, wenn man, wie in Smaff rechnet und auch die nötigen anderen Angaben mit aufführt. (Also zumindest Konfidenzintervall und Stichprobengröße).
Wir leben in modernen Zeiten. Jeder, der nicht ein Statistikprogramm sein eigen nennt oder gut mit Excel umgehen kann, darf gerne Smaff benutzen und fÃndet in Funga Nordica oder Pilze der Schweiz als Beispiel auch Vergleichswerte, die genau so erstellt wurden, wie Smaff rechnet.
VG, Jens
[hr]
Hallo Dieter nochmal,
ist es nicht erschreckend, das Smaff mit viel weniger Werten trotzdem deinem Ergebnis aus dem Quantilverfahren mit 120 Messwerten enorm nahe kommt?????
Das alleine spricht schon für die Smaff- Methode.
VG, Jens
[font="Arial"]Hallo Jens,
in Kürze was folgt:[/font]
du vergleichst Äpfel mit Birnen, wenn du aus deinen 120 Messwerten selber welche raussuchst. Ich hatte noch nie solche Lücken zwischen den Messwerten. Die Reduktion müsstest du eigentlich mit Randomfunktionen raussuchen lassen.
[font="Arial"]
Nein, tut mir leid Dir da etwas anderes mitteilen zu müssen, denn das ist nicht so.
Wie schon gesagt: Die 30 Messwerte aus der Bandbreite reduzierte ich (per random ikl. Extrema) um überhaupt einen Unterschied sichtbar zu machen. Nimmt man alle 120 passiert logischer Weise folgendes:
[/font]
[font="Arial"]Daran hätte ich Dir den Unterschied nicht mehr erklären können. Bitte lies noch einmal die Rechenverfahren durch - vor allem aber das unten genannte Werk, dann wirst Du besser verstehen warum das passiert.
Auch zu Deinem Einwand der Zufälligkeit muss ich Dir leider widersprechen, denn wenn ich die ersten 30 Messwerte nehme, die dann eben genau so zufällig sind, sogar ohne Extrama, wie gewünscht würde das Ergebnis das Gleiche widerspiegeln.
Beweis:
(30 erste Messwerte) - totaler Zufall:
Alt von oben:
[/font][font="Arial"]
In Smaff:
[/font][font="Arial"](30 erste Messwerte) - totaler Zufall:
Alt von oben:
[/font][font="Arial"]
Weiß nicht wo ich smaff die bins-Einstellung machen könnte. Aber Du sieht ja das Ergebnis.[/font]
Smaff gibt auch die Schiefe einer Verteilung an.
[font="Arial"]
Ja, genau das würde Dir schon helfen, zu erkennen, dass ein anderes Verfahren sinnvoller ist.
[/font]
Man kann deutlich an den beiden Balkendiagrammen erkennen, dass du nur größere Werte nicht mit in die Auswahl für Smaff genommen hast, also künstlich eine Normalverteilung verhinderst.
Bitte entschuldige, ich widerspreche ungern so oft - doch das ist falsch. Man kann weder etwas daraus erkennen, noch ist eine Normalverteilung künstlich verhindert, da gar keine Normalverteilung vorhanden ist. Beweis folgt sogleich.
Smaff kann doch auch mit 120 Messwerten oder viel mehr umgehen. Was ist das Problem, die gleiche Messreihe mit den 120 Werten in Smaff zu zeigen?
Entschuldigung, ich weiß jetzt nicht wieso Du denkst dass ich denke das wäre ein Problem. Es ist kein Problem - bitte schön:
Formel: 5,3 - 6,7 - 8,2(8,6) - ähnlich "unbrauchbar" (wohlgemerkt: In diesem Praxisbeispiel).
Das Diagramm beweist das das Problem auch mit 120 Messwerten besteht:
Auch mit 120000 Messwerten wird sich das nicht ändern.
Wieso sind denn deine 120 Messwerte keine Normalverteilung?
Das ist ja eben das Problem, dass ich nun schon so oft erklärt habe - siehe oben. Ich wiederhole: Die Messwerte folgen eben NICHT der Normalverteilung wie von Dir angenommen. Auch nicht bei unendlich vielen Messungen. Und eben deshalb ist weder die Normalverteilung, noch die t-Verteilung geeignet. Um das nicht nur immer von mir zu lesen, sondern auch von einem Experten, empfehle ich Dir das im Anschluss genannte Werk.
Hast du darauf getestet?
Ja, darauf teste ich (siehe Ursprungsbeitrag) schon beim Messen selbst. Hier bitte ein 12 bin Plot der 120 MW:
Wie du siehst: es ändert sich nichts. Und das ist kein herausgesuchtes Beispiel sondern ein Zufallsbeispiel von heute, aktuelle Bestimmung einer Volvariella... Mann ist das ein schönes Schwammerl.
Schick mir doch bitte mal alle deine Messwerte, damit ich deine Aussagen nachvollziehen kann
[font="Arial"]Gerne:
5,51 3,49
5,55 3,9
5,56 3,57
5,56 3,56
5,61 3,68
5,65 3,4
5,7 3,48
5,7 3,54
5,73 3,73
5,93 3,52
5,95 4,11
5,97 3,81
5,98 3,95
5,99 3,66
5,99 3,35
6 3,46
6,02 3,6
6,03 3,89
6,06 3,77
6,07 3,77
6,07 3,42
6,09 3,55
6,14 3,84
6,14 3,87
6,17 3,35
6,18 3,4
6,25 3,67
6,28 4,13
6,28 3,66
6,3 3,54
6,31 3,87
6,32 3,23
6,34 3,47
6,34 3,62
6,36 3,62
6,37 3,54
6,37 3,81
6,38 3,48
6,39 3,8
6,39 3,75
6,39 3,69
6,41 3,22
6,41 3,69
6,43 3,57
6,43 3,61
6,46 3,76
6,47 3,71
6,48 3,58
6,49 3,27
6,49 3,45
6,49 3,68
6,5 3,61
6,5 3,52
6,51 3,35
6,56 3,63
6,56 3,3
6,56 3,55
6,56 3,69
6,57 3,47
6,59 4,09
6,6 3,5
6,6 3,34
6,61 3,59
6,63 3,65
6,65 3,62
6,66 3,41
6,67 3,65
6,68 3,52
6,72 3,77
6,73 3,39
6,74 3,79
6,76 3,75
6,81 3,7
6,82 3,58
6,83 3,45
6,85 3,79
6,92 3,55
6,99 3,61
6,99 3,72
7 3,74
7 3,79
7,01 3,35
7,03 3,52
7,04 3,56
7,04 3,62
7,09 3,72
7,12 3,63
7,14 3,91
7,19 3,5
7,25 4,38
7,27 3,3
7,29 3,74
7,3 3,59
7,31 3,7
7,32 3,79
7,35 3,49
7,36 3,44
7,37 2,93
7,42 3,28
7,42 3,38
7,46 3,5
7,46 3,66
7,51 4,13
7,51 4,31
7,51 4,55
7,55 3,57
7,61 3,8
7,64 4,12
7,69 3,85
7,69 3,6
7,7 3,33
7,71 3,32
8,01 3,76
8,14 3,87
8,19 3,89
8,24 3,79
8,35 3,74
8,36 4,09
8,55 4,4
8,57 4,66
[/font]
Ich weiß nicht mehr, wer es war, aber irgendeiner der altvorderen Mykologen hat nachweislich alle seine Werte 20 oder 30 % zu klein publiziert. Wllst du dann deine Methodik auch daraufhin anpassen?
Nein.
ist es nicht erschreckend, das Smaff mit viel weniger Werten trotzdem deinem Ergebnis aus dem Quantilverfahren mit 120 Messwerten enorm nahe kommt?????
Irgend etwas scheinst Du falsch abgelesen zu haben.
Quantilverfahren ergibt mit 120 MW: (5,51) 5,70 - 8,14 (8,57) --> das ist das aussagekräftigste Ergebnis
Quantilverfahren ergibt mit 30 MW: (5,51) 5,67 - 8,28 (8,57)
Smaff gab aus mit 30 MW: [font="Arial"]5,42 - 8,1(8,57)[/font][font="Arial"]
Smaff kommt also nicht einmal annähernd in die Richtung, was bereits das 30MW-Quantil kann.
[/font]
Das alleine spricht schon für die Smaff- Methode.
Es tut mir leid das sagen zu müssen: Diese Schlussfolgerung ist deshalb eben falsch.
Bitte Jens, Smaff ist bestimmt ein hervorragendes Tool um die studentsche t-Verteilung auszurechnen ohne mathematische Kenntnisse zu besitzen.
Das will ich auch dazu unbedingt sagen. Ich bin froh dass ich mit jemand über das Thema diskutieren konnte. Also bitte nicht als Kritik auffassen.
Auch ich rechnete wie schon erwähnt ursprünglich nur mit der t-Verteilung oder Normalverteilung, bis ich merkte dass damit etwas [font="Arial"]in einigen Fällen [/font]nicht stimmen kann. Ich recherchierte und versuchte das Problem heraus zu finden.
Die Erfahrung, die ich Anfänger (der ich noch bin) gemacht habe, machten bereits professionelle Mykologen lange vor mir.
Um das nicht immer von mir zu lesen, bitte beschaffe Dir das Werk von René Hentic. "À propos de l'exploitation statistique des mesures en mycologie. Bull. Soc. Mycol. Fr., 116(2)"
Dort lies die Seiten ca. ab 170. Dann wirst Du einen wissenschaftlichen Beweis für die Richtigkeit aller meiner Ausführungen finden.
Bitte belassen wir es vorerst damit - denn wie gesagt - die Pilze warten auf mich.
[font="Arial"]
Beste Grüße
Dieter[/font]
Hallo Dieter und noch Interessierte,
Die Volvariella spec. Messreihe ist defintiv keine Normalverteilung. Damit fällt natürlich theoretisch Smaff aus. Allerdings kann Smaff mit dem Nalimov-Ausreissertest eine Normalverteilung daraus machen. Aber ob das sinnvoll ist?
Wie schon oben beschrieben, ist das einer der Fälle, in denen man wohl keine allgemeingültige Aussage zu den Sporengrößen treffen kann, weil es sich wahrscheinlich um eine Vermischung von unterschiedlichen Sporen handelt.
Dieter, in dem Fall hast du sogar insofern Recht, dass, wenn du deine Messreihe beschreiben willst, du mit deinen Quantil-Werten näher an die tatsächlich in deiner Messreihe vorkommenden Größen herankommst. Aber... (wollte ich auch mal
das ist eine Sackgasse, weil mit immer mehr Werten dein Intervall immer größer wird und damit ungenauer und mit immer weniger Werten immer ungenauer.
Denn, mit den Quantil-Werten kannst du nicht die Aussage treffen, dass künftige weitere Messwerte mit z.B. 95% iger Wahrscheinlichkeit wieder in das Quantilintervall fallen. Die Aussage kann man nur mit der t-Verteilung unter den ja schon von dir genannten Bedingungen treffen und deshalb ist die Rechnerei mit der t- Verteilung viel aussagekräftiger, als eine Angabe mit Quantilgrenzen und nur sie lässt mathematische (bei Normalverteilung) Rückschlüsse auf die Grundgesamtheit zu.
Viel wichtiger fände ich es in dem Fall, nachzuschauen, warum die Werte so rechtsschief sind und ob andere Fruchtkörper ähnliche Probleme haben und/oder ob in der Literatur diese 1,2,3,4-Sporigkeit bei Volvariella (falls die Vermutung stimmt) beschrieben ist.
Und ganz erschreckend finde ich, das man mit deiner Quantil-Sporengrößenangabe nicht schlüsseln sollte, weil oft auch der arithmetische Mittelwert (also z.B. Sp on av > 5 bei Volvariella in Funga Nordica wirst du das dann ja sehen) ein Schlüsselmerkmal ist und dieser sich bei der Quantilmethode nicht mit dem arithmetischen Mittelwert deckt. Man würde bei deiner Methode aber denken, dass er sich genau in der Mitte zwischen deinen Angaben befindet. Bei deiner Notation und Quantilvorgehnsweise kann man also keinerlei Rückschlüsse mehr den tatsächlichen arithmetischen Mittelwert treffen und das wäre für mich so schon ein Ausschlußkriterium der Methode.
Wenn du, Dieter, oder ein anderer Mitlesender die "À propos de l'exploitation statistique des mesures en mycologie. Bull. Soc. Mycol. Fr., 116(2)" vorliegen hat, würde ich mich über den Artikel als PDF oder so sehr freuen. Mich würde nämlich brennend interessieren, wieso dort anscheinend eine pseudogenauere Beschreibung der Werte einer Stichprobe als wichtiger erachtet wird, als genauere Rückschlüsse auf die tatsächliche Grundgesamtheit treffen zu können.
Die Ruhruni-Bibliothek scheint leider die Schriftenreihe nicht zu führen...
VG, Jens
Hi Jens,
ich hab leider keine zeit ausführlich zu antworten, da die Pilze vor der Tür stehen.
Aber alles ist gut, wenn man eben die genze Bandbreite an Möglichkeiten im Hinterkopf hat.
Heute habe ich einen Dachpilz ausgewertet.
Was ich vermeiden wollte tue ich jetzt - ich werfe Dir das fullrange - Datenblatt davon um die Ohren. 
(Spaßig gemeint). naja nicht ganz - ganz full Range mit einigen Parametern und Diagrammen die jetzt da nicht drin sind ist es 4 mal so lang.
Hier gib't mal schön normalverteilte Sporen und Du kannst Die mal die Ergebnisse im Vergleich anschauen.
Was Du brauchst ist das was isch nicht näher beschrieben habe - der Test aud Normalverteilung. Das beste Verfahren düfte die Anderson Darling Methode sein...
Präparat: Sporenabwurf
Untersuchungsmedium: GSM
Messwertanzahl: n = 23
Ermittelte Werte allgemeingültig:
Test auf Normalverteilung der Länge nach Anderson Darling: normalverteilt
Test auf Normalverteilung der Breite nach Anderson Darling: normalverteilt
Test auf Normalverteilung von Q nach Anderson Darling: normalverteilt
Standardabweichung S. D. von L × B: 0,81 × 0,44 µm
Standardabweichung S. D. von Q: 0,1
Standardabweichung S. D. von B/L: 0,044
Standardabweichung S. D. von V: 23 µm ³
Median von L × B: 6,67 × 4,41 µm
Median von Q: 1,54
Median von B/L: 0,66
Median von V: 70 µm ³
arith. Mittelwert Me von L × B: 6,84 × 4,49 µm
arith. Mittelwert Me von Q: 1,52
arith. Mittelwert Me von B/L: 0,66
arith. Mittelwert Me von V: 74 µm ³
Abmessungen nach Quantil-Verfahren mit 80%-Konfidenzintervall:
L × B für 80% CR: (5,75) 5,96 - 7,87 (8,69) × (3,54) 4,06 - 5 (5,55) µm
Q für 80% CR: (1,33) 1,38 - 1,63 (1,65)
B/L für 80% CR: (0,606) 0,615 - 0,724 (0,751)
V für 80% CR: (38) 53 - 104 (140) µm ³
Abmessungen nach Quantil-Verfahren mit 90%-Konfidenzintervall:
L × B für 90% CR: (5,75) 5,88 - 8,25 (8,69) × (3,54) 4 - 5,27 (5,55) µm
Q für 90% CR: (1,33) 1,36 - 1,64 (1,65)
B/L für 90% CR: (0,606) 0,609 - 0,738 (0,751)
V für 90% CR: (38) 51 - 109 (140) µm ³
Abmessungen nach t-Verteilungsverfahren mit 80%-Konfidenzintervall:
L × B für 80% CR: (5,75) 5,77 - 7,9 (8,69) × (3,54) 3,91 - 5,08 (5,55) µm
Q für 80% CR: (1,33) 1,39 - 1,65 (1,65)
B/L für 80% CR: (0,606) 0,602 - 0,718 (0,751)
V für 80% CR: (38) 43 - 105 (140) µm ³
Abmessungen nach t-Verteilungsverfahren mit 90%-Konfidenzintervall:
L × B für 90% CR:: (5,75) 5,45 - 8,22 (8,69) × (3,54) 3,73 - 5,25 (5,55) µm
Q für 90% CR: (1,33) 1,35 - 1,69 (1,65)
B/L für 90% CR: (0,606) 0,584 - 0,736 (0,751)
V für 90% CR: (38) 34 - 114 (140) µm ³
Normalverteilungsverfahren, statistische Darstellung mit 68%-Konfidenzintervall:
L × B für 68% CR: 6,03 [6,66; 7,01] 7,64 × 4,05 [4,4; 4,59] 4,94 µm
Q für 68% CR: 1,42 [1,5; 1,54] 1,62
B/L für 68% CR: 0,616 [0,651; 0,669] 0,704
V für 68% CR: 51 [69; 79] 98 µm ³
Normalverteilungsverfahren, statistische Darstellung mit 95%-Konfidenzintervall:
L × B für 95% CR: 5,25 [6,5; 7,17] 8,42 × 3,62 [4,31; 4,68] 5,36 µm
Q für 95% CR: 1,33 [1,48; 1,56] 1,71
B/L für 95% CR: 0,573 [0,642; 0,678] 0,747
V für 95% CR: 28 [65; 84] 120 µm ³
t-Verteilungsverfahren, statistische Darstellung mit 68%-Konfidenzintervall:
L × B für 68% CR: 6,01 [6,66; 7,01] 7,66 × 4,04 [4,4; 4,59] 4,94 µm
Q für 68% CR: 1,42 [1,5; 1,54] 1,62
B/L für 68% CR: 0,615 [0,65; 0,67] 0,705
V für 68% CR: 50 [69; 79] 98 µm ³
t-Verteilungsverfahren, statistische Darstellung mit 95%-Konfidenzintervall:
L × B für 95% CR: 5,16 [6,48; 7,19] 8,51 × 3,57 [4,3; 4,69] 5,41 µm
Q für 95% CR: 1,32 [1,48; 1,56] 1,73
B/L für 95% CR: 0,568 [0,64; 0,68] 0,752
V für 95% CR: 26 [64; 85] 123 µm ³
So etwas würde ich hier im Forum niemals ernsthaft vorstellen, da es keiner mehr verstehen kann...
Bitte liebe Forianer - das ist nur als Beispiel gedacht und ein solches Datenset wird natürlich immer nur auf das wichtigste zusammengeschrumpft - also keine Sorge - ich bleibe weiter "bescheiden".
Beste Grüße
Dieter
[font="Microsoft Sans Serif"]PS: Messwerte dazu (kannstja mal durch Smaff rattern lassen):
6,41 4,25
6,90 4,40
8,69 5,55
6,15 3,99
6,67 4,76
7,50 4,61
7,17 5,30
7,73 4,93
6,64 4,58
8,29 5,02
6,51 4,23
6,90 4,40
7,90 4,81
6,30 4,24
6,25 4,41
6,12 4,05
7,16 4,50
6,69 4,12
6,01 4,20
5,95 4,32
7,65 4,73
5,75 3,54
5,87 4,41[/font]
Hallo Dieter,
Sporen [95% –• 22 –• SAP –• v –• H2O(nat) ] = 5,2 - 6,8 - 8,3 x (3,5)3,6 - 4,4 - 5,3 µm
Smaff (Grubbstest) hat einen Ausreißer festgestellt, den ich noch gelöscht habe, deshalb leicht andere Werte als dein t-Verteilungsverfahren.
Ich sehe gerade, ich habe noch von Panaeolina foenisecii die Voreinstellungen behalten, was ich natürlich bei deinem Dachpilz alles nicht weiß.
Der Shapiro-Wilk Test hat eine höhere Schärfe als Anderson-Darling. Nimm lieber den.
Ich weiß gar nicht, ob du gesehen hast, das Smaff auch auf Normalverteilung und Ausreißer testen kann?
VG, Jens
[hr]
Hallo Dieter,
Sporen [95% –• 22 –• SAP –• v –• H2O(nat) ] = 5,2 - 6,8 - 8,3 x (3,5)3,6 - 4,4 - 5,3 µm
Smaff (Grubbstest) hat einen Ausreißer festgestellt, den ich noch gelöscht habe, deshalb leicht andere Werte als dein t-Verteilungsverfahren.
Ich sehe gerade, ich habe noch von Panaeolina foenisecii die Voreinstellungen behalten, was ich natürlich bei deinem Dachpilz alles nicht weiß.
Der Shapiro-Wilk Test hat eine höhere Schärfe als Anderson-Darling. Nimm lieber den.
Ich weiß gar nicht, ob du gesehen hast, das Smaff auch auf Normalverteilung und Ausreißer testen kann?
VG, Jens
Danke Jens für's gegenprüfen
Sporen [95% –• 22 –• SAP –• v –• H2O(nat) ] = 5,2 - 6,8 - 8,3 x (3,5)3,6 - 4,4 - 5,3 µm
Smaff (Grubbstest) hat einen Ausreißer festgestellt, den ich noch gelöscht habe, deshalb leicht andere Werte als dein t-Verteilungsverfahren.
Prima!
Der Shapiro-Wilk Test hat eine höhere Schärfe als Anderson-Darling. Nimm lieber den.
Danke für den Tipp.
Ich verwende verschiedene Verfahren gleichzeitig seit einiger Zeit zum Test des Tests...
Werde mal ein Augemerk auf Shapiro-Wilk speziell legen...
Ich weiß gar nicht, ob du gesehen hast, das Smaff auch auf Normalverteilung und Ausreißer testen kann?
Nein, hab ich noch nicht. Werd ich mir mal anschaun.
Beste Grüße
Dieter
einfach auf dem Einstellungen-Tab unten links das Häckchen setzen.
Hallo Dieter,
beeindruckende Dokus! Womit stellst du deine Kollagen zusammen?
Wenn du keine Normalverteilung hast, könnten ohne weiteres Ausreisser vorhanden sein, die dafür sorgen. Diese gehören (unter der Annahme, das es sich eigentlich um eine Normalverteilung handellt) entfernt.
Bei der Quantil Angabe solltest du nicht Konfidenzintervall schreiben, sondern als Vorschlag 90%-Stichprobenwerteintervall oder so ähnlich, weil... hatte ich ja oben beschrieben.
Würdest du deine Messwerte einer Datenbank beisteuern, die ich vorhabe einzurichten? Damit man endlich mal wirkliche Mittelwerttests usw. machen kann?
VG, Jens
Hallo Dieter, hallo Jens,
Die Idee mit der Datenbank finde ich gut.
Bei den Volvariella-Messwerten ist mir aufgefallen, dass die Sporenbreite zwar auch streut (wenn auch etwas weniger stark als die Länge), sie dabei aber erstaunlich wenig mit der Länge korreliert, also längere Sporen nicht bzw. nur sehr wenig breiter sind als kurze. Ist das normal/erklärbar?
LG, Craterelle
Alles anzeigenHallo Craterelle,
Ohne das Dieter sich mal die Basidien anschaut, können wir nur annehmen, dass es sich um die Vermischung von Sporen aus 1-, 2- 3-und 4-sporigen Basidien handelt. Diese Sporen haben dann auch mehrere Zellkerne, was eben zu anderen Größen und damit zu je einer eigenen Grundgesamtheit führt. Nur haben wir hier dann die Vermischung von diesen Grundgesamtheiten, die leider in der Regel durch ihre Streung einen Übergang zur nächst größeren Sporengrundgesamtheit (also als nächstes 2-kernige Sporen, usw.) biilden. Bei genug Messwerten kann man aber einen oder weitere Peaks erkennen, wo diese eigenen Verteilungen ihre größte Anzahl haben.
Zeitschr. f .Pilzkunde Nr. 38 (1972) J.Gramer /G.Groß
KERNZAHL UND SPORENVOLUMEN BEI EINIGEN HYMENOGASTERARTEN
Hier wurde das Problem schon einmal aufgegriffen. Gross und Gramer haben zur Differenzierung der Stichproben die Zellkerne angefärbt und konnten somit verschiedenkernige Sporen differenzieren. Auch die Korrelation zwischen Länge und Breite wird dort eingegangen.
Sollte Interesse am Artikel bestehen... Ich hab ihn. Ich weiß nicht ob die Digitalisierung der Artikel bei der DGfM schon soweit zurück existiert.
Die Untersuchungen legen nahe, dass auch die Kernzahl der vermessen Sporen bei kritischen Arten und Gattungen mit aufgeführt werden sollte.
VG, Jens
Hallo Jens,
beeindruckende Dokus! Womit stellst du deine Kollagen zusammen?
Danke. Mit verschiedensten Tools... aber im wesentlichen mit Gimp.
Bei der Quantil Angabe solltest du nicht Konfidenzintervall schreiben, sondern als Vorschlag 90%-Stichprobenwerteintervall oder so ähnlich, weil... hatte ich ja oben beschrieben.
Geändert auf "standardbereich".
Würdest du deine Messwerte einer Datenbank beisteuern, die ich vorhabe einzurichten? Damit man endlich mal wirkliche Mittelwerttests usw. machen kann?
Ja gerne, aber dazu müsste ich sie erst mal in eine Struktur bringen.
Momentan sind sie nicht in einer brauchbaren Datenbankstruktur.
Alles wüst durcheinander und für jemand anderen als mich undurchschaubar
Beste Grüße
Dieter
Der Thread ist sehr interessant, danke für den tollen Eröffnungsbeitrag.
Ich habe aber ein paar kritische Anmerkungen.
Die Sporenmessung am Bildschirm suggeriert eine Messgenauigkeit, die nicht existiert. Man kann nicht auf Hunderstelt Mikrometer genau messen, wenn die physikalische Auflösungsgrenze von sehr teuren und sehr gut eingestellten Mikroskopne bei einem Viertelmikrometer (bei blauem Licht) liegt. Daran ändert auch das Ansetzen der Linien mit der Maus nichts, da ihr statt der realen Sporenwandgrenze nur Beugungseffekte wahrnehmt. Die Sporenwandkante ist unscharf - auflösungsbedingt.
Dann besteht die Gefahr, so nicht alle Sporen plan liegen zu haben. Auch verführt es dazu, Sporen in verschiedenen Lagen zu vermessen, nicht nur von der Seite gesehen.
Das Problem der statistischen Auswertung: Es wird von einer Standardverteilung ausgegangen, die aber nicht vorliegt. Damit sind auch Tests auf Standardverteilung nicht so sinnvoll. Der Grund wurde hier bereits angesprochen. Es gibt mehrere Sporenpopulationen, die gemischt sind. In Extremfällen sind Pilze heterospor, das heißt, man kann die Populationen sofort unterscheiden (manche tropische Saftlinge). Andere sind versteckt heterospor (4-, 3-, 2-, 1-sporige Basidien erzeugen eigene Sporenpopulationen). Durch die größeren Sporen bei 1-, 2-, 3-sporigen Basidien sind die Verteilungen rechtsschief. Man erkennt das auch an einem der Balkendiagrammen des Eingangspostings - auf die rechtschiefe Verteilung wurde eine Standardabweichung gedrückt.
Man könnte es testen:
Miss 30 Sporen, lass die Konfidenzintervalle für die Standardabweichung berechnen, miss dann mal 400 Sporen der gleichen Kollektion und schau, ob sie der Vorhersage entsprechen.
Ich messe nicht am Foto, sondern immer am Okular.
In Publikationen sollte man min- max-Angaben immer runden (z. B. auf 0,5 µm), nur bei der Angabe der Standardabweichung (falls das wirklich Sinn ergibt bei rechtsschiefen Verteilungen, die nicht normalverteilt sind) auf eine Kommastelle.
Ich empfinde Mittelwerte (arihtmtisches Mittel und Median, wenn man mag) als sicherer als die Intervalle oder Grenzen, was im Umkehrschluss nicht heißen soll, dass die Grenzen nichts bringen. Nur hängen sie eben von der Zahl der gemessenen Sporen ab. Deshalb reicht es mir bei Publikationen, wenn ich die von-bis-Angaben mit Mittelwerten habe, wenn zudem die Zahl der vermessenen Sporen mit angegeben wird.
Angaben wie (5,2-)5,6-7,8 x 3,1-4,6 µm empfinde ich als unsinnig, da niemand mit einem Lichtmikroskop 5,6 µm lange Sporen von solchen, die 5,5 µm lang sind, unterscheiden kann. Die Physik ist da unbestechlich.
Sowas sollte ehrlicherweise (5-)5,5-8 x 3-4,5 µm heißen. (Mittelwerte habe ich mir jetzt nicht aus den Fingern gesogen...
Soweit nur Gedanken dazu...
LG
Christoph
Hallo Christoph,
um physikalisch/optisch erreichbare Genauigkeit geht es oftmals bei Messungen gar nicht, sondern eher um Vergleichbarkeit - (ist eine Struktur tendenziell länger als die andere, und ist dieser Unterschied statistsch efassbar). Die ganze Statistik ist je ebenso nur ein hilfreiches Werkzeug, um Vergleichen zu können, und nicht um das "Wesen" von Größenverteilungen zu erforschen;-) Ein Beispiel; wenn man an vergrößerten Abbildungen (z.B. 4000x) die Höhe des Ornaments von Scutellinia-Sporen "misst", kann man sehr wohl Pixelwolken vermessen, die sich um 0,2 - 0,5 my unterscheiden. Wenn jetzt die Scutellinia-Spezis sich methodisch darauf einigen, die Ornamente von stark vergrößerten Abbildungen zu vermessen, haben sie ein weiteres Beschreibungsmerkmal erzeugt.
Grüßle
Jürgen
