Beiträge von Drosophila

    Ihr Rasselbande! ==Gnolm7

    Aber man merkt, dass die Gnolmis wach werden. Interessante Frage, wo das Bofisten-N herkommt. Irgendwie hab ich das im Ohr und Googel kennt das auch. Bestimmt irgendein Dialekt. Deutsche Pilznamen dürfen das ==Gnolm3

    Hallo Leute,


    ich muss mal grad was mit euch teilen. Seit der 90-jährige Nachbar im Krankenhaus liegt und ich die Katze versorge, lese ich auch unser regionales Käseblatt.


    Und was sehe ich heute? Fund eines Riesenbovisten mit eingewachsenem Apfel!




    Porlinge kennen ja keine Gnade beim Einwachsen von Zeug. Aber Bovisten? Entwickeln die sich nicht aus einem Primordium? Demnach wachsen die als proliferierende Masse, die sich im Reifestadium innerlich zur Gleba ausdifferenziert.


    Oder könnte das weiße Riesending auf dem Bild irgend etwas anderes sein ==Gnolm23


    Was meint ihr?

    Schade, dass ich mich nicht eben rüberbeamen kann zum gemeinsamen Probieren :gfreuen:

    Auf einen ordnungsgemäßen Sporenabwurf würde ich ja zu Testzwecken verzichten. Patsch duch einfach ne Lamelle über den Objektträger, Tropfen Melzer auf Deckglas und druff damit. Gibt mehr als genug Sporen :gplemplem:

    Hallo Verena, hallo claus, das habe ich gerade bei Cortinarius-Sporen probiert. Aber die Aufnahmen werden dann ziemlich dunkel. Am Ende hab ich es doch wieder heller gemacht, um ein brauchbares Foto zu erzielen.

    Hallo Claudia,

    mein Tip war ja, immer mit offenener Aperturblende die Sporenornamente zu befunden (Du verwechselst aber nicht Aperturblende mit Leuchtfeldblende, gell?). Jedenfalls wird es dann heller, nicht dunkler. Die Auflösung steigt, dafür weniger Kontrast (ungefärbte Sporen kaum noch zu sehen, aber Russulasporen mit Melzer toll) und die Schärfentiefe nimmt ab. Letzteres heißt, du bist beim Anschauen kontinuierlich am Durchfokussieren der Probe, erhälst einen aufschlussreichen Live-Eindruck des Präparats - und verzweifelst beim Fotografieren. Dafür müsste man dann stacken.

    Ferndiagnosen sind jedenfalls schwierig. Und Fotos machen eine andere Hausnummer als Live durchs Okular zu mikroskopieren. Ich kenne auch dein System nicht (hattest du es hier mal vorgestellt?). Du scheinst Probleme mit chromatischen Aberrationen zu haben, das bezahlt man natürlich auch mit Auflösung.

    Hallo Claudia,

    hast du denn die Einstellung deines Kondensors optimiert? Wenn ich die HDS untersuche, ziehe ich die Aperturblende etwas zu, um mit höherer Kontrastierung mögliche Zystiden/Haare zu beurteilen. Für Sporenornamente benötige ich allerdings die volle Auflösung bei offener Aperturblende. Machst du das auch so?

    Hallo Wolfgang,


    ja, es war für mich tatsächlich nur Spielerei, die ohne Fluoreszenzfärbung keinen (Bestimungs-)Vorteil zur Lichtmikroskopie bringt. Außer dass man richtig dicke Proben untersuchen könnte, falls einen die Hyphenstruktur ohne Quetschen interessieren würde :/.

    Ornamente könnte man sich wohl besser per Elektronenmikroskop anschauen, das hier auch im Keller des Instituts steht. Aber ich kann mir gut vorstellen, dass die Mykologen in der Grundlagenforschung auch immunhistochemische Fluoreszenzmarkierungen vornehmen. Warum auch nicht, ist ja Standard. Wobei die Auswahl verfügbarer Antikörper am Markt wohl sehr eingeschränkt ist im Vergleich zur Arbeit mit Nagetieren oder mit Humanmaterial. Geht dann schnell ins Geld. Apropos Geld; da ich bei der Anschaffung dabei war: das Nikon ist ein 300.000-Euro-Spielzeug 8o

    Hallo Jezicek, schau mal unter Guttation nach. Wikipedia sagt dazu: "Guttation ist der Vorgang der Abgabe von Wasser in flüssiger Form (insb. Tropfen) bei Pflanzen und Pilzen. Das Wasser wird abgegeben, damit trotz Wassersättigung der Transport von Mineralstoffen aus den Wurzeln in die Blätter (bei Pflanzen) gewährleistet bleibt."

    Steht so auf Wiki und in vielen Lehrbüchern. In Erinnerung an meine Pflanzenphysiologievorlesung damals sieht Prof. E. Weiler (war Rektor der Uni Bochum) das ein wenig anders. Er hat die Transpiration als notwendiges Übel der Pflanzen bezeichnet, die ja den Gasaustausch brauchen, um CO2 aufzunehmen. Der Stofftransport geschähe rein über Kapillarwirkungen und mitnichten per Transpirationssog. Sonst würden Pflanzen bei hoher Luftfeuchtigkeit diesbezüglich Nachteile haben, was nicht der Fall ist.

    Die Stomata sind nachts zum Wasser zu Sparen geschlossen, weil ohne Licht ja keine Photosynthese stattfindet und kein CO2 gebraucht wird. Ausnahme sind CAM-Pflanzen, die die Kohlenstofffixierung mit tollen Stoffwechseltricks genau andersrum machen. "Normale" Pflanzen haben viele Vorrichtungen zur Unterbindung der Transpiration rund um die Stomata (Wachsschichten, Haare,...)


    Guttation ist also bloß ein Wasserdrucküberschuss, der raus muss.

    Hallo Freunde der Mikroskopie,


    ich habe endlich etwas ausprobiert, was ich schon immer einmal machen wollte: Pilze gucken mit dem Konfokalmikroskop! Nehmt euch nen Keks :kaffee:

    Vorab: Ich wollte nur ausprobieren, ob es klappt; zur Bestimmung oder sonstigem Erkenntnisgewinn taugt es eher nicht. Es sei denn, man gibt sich Mühe und fertigt je nach Fragestellung ordentliche Präparate an. Wird ja sicher in der Mykologie auch gemacht.


    Außerdem möchte ich einmal die Konfokalmikroskopie vorstellen, kennt ja nicht jeder.

    Hier ein paar Basics, dazu Bild 1: als Lichtquelle dienen mehrere LASER (der Kasten rechts unterm Tisch, hier vier Farben der Wellenlängen 405, 488, 561 und 640 nm). Die Probe wird allerdings nicht -wie in der Lichtmikroskopie- durchleuchtet und als Bild angeschaut. Nein, es entsteht zu keiner Zeit ein "Bild"! Der Laser wird scharf auf einen Punkt fokussiert. Der Clou ist, dass dieser Punkt nur dann detektiert wird, wenn er das Laserlicht in genau dieser Wellenlänge absorbiert und daraufhin (in einer größeren, energieärmeren Wellenlänge) wieder emittiert. Dazu gibt es eine ganze Palette von Fluoreszenzfarbstoffen, die man in der Immunhistologie analog zur Durchlichtmikroskopie an seinen Gewebeproben nutzen kann. So, aber von einem Punkt hat man ja nix. Die Laser rastern nun nacheinander punktförmig eine Ebene ab - und bei Bedarf die nächste Ebene, und so weiter. Erst der Computer konstruiert das "Bild". Einige Vorteile: man erhält eine sehr scharfe Schnittebene. Alles, was "out of focus" ist, ist rabenschwarz! Streulicht wird außerdem durch eine Pinhole-Blende minimiert. Man kann in sehr viel dickere Proben eindringen und Strukturen in 3D darstellen.

    War das einigermaßen verständlich? Soweit zum Prinzip, weiterführend Wiki oder nachfragen, will ja nicht den Rahmen sprengen :sleeping:


    Bild 1 (Nikon-LSM): rechts unten der Laser, rechts auf dem Tisch Computer und Detektor, vorne rechts Fluoreszenzlampe zur normalen Fluoreszenzmikroskopie, um sich per Okular in der Probe zu orientieren. Die habe ich etwas abseits gestellt, weil der Lüfter mir Artefakte ins Bild vibriert hat (zusätzlich waren aber auch die Luftpolster-Füßchen am Mikro-Tisch platt, nun wieder aufgepumt). Alles mit Lichtleitern verkabelt.


    Bild 2: Ist ein inverses Mikroskop, damit die Freaks aus der Zellkultur ihre Platten draufstellen können. Das 100x-Öl-Objektiv ist mit einer num. Apertur von 1,45 nahe am physikalisch möglichen.


    So. Und ich wollte jetzt wissen, was man von einer Pilzprobe sieht! Täublinge sollen ja fluoreszieren können, wäre also eine gute Wahl. Ob das auch auf die Sporen zutrifft, weiß ich nicht. Aber egal, wenn man mit dem Laser nur stark genug brezelt, fluoresziert alles. Besonders mit dem grünen Laser (488 nm), wo die Autofluoreszenz bei Gewebeproben auch immer ein Problem ist. Kann man mit den roten Lasern umgehen, allerdings büßt man bei größeren Wellenlängen an Auflösungsvermögen und Intensität ein. Wie immer Pest oder Cholera...


    Bild 3: Ein Stinktäubling. Vielleicht R. subfoetens, ist aber auch nicht so wichtig. Wollte irgendetwas mit hübschem Ornament.


    Was hab ich gemacht? Nicht viel Aufwand, ein paar Sporen über Nacht auf einen Objektträger rieseln lassen. Eingedeckt mit einem Tropfen Medium für Fluoreszenzproben, worin DAPI enthalten ist. DAPI interkaliert mit DNA und ist ein Fluoreszenzfarbstoff, der mit UV-Licht (Laser 405 nm) angeregt wird und blau emittiert. Standard, um Zellkerne darzustellen.


    Bild 4: Zunächst muss man den Strahlengang einstellen. Die gewünschten Laser anklicken (hier drei von vieren). Dazu die passenden Filter, damit man möglichst spezifisch die Emissionsspektren auf die Detektoren/Kanäle (Töpfchen Ch 1-3) verteilt. Gibt Listen, wo man seinen Farbstoff auswählen kann, dann wird einem das Spektrum angezeigt. die Filter sind eigentlich halbdurchlässige Spiegelsysteme, das passiert in den Kästen links neben dem Mikroskop (Bild 1). Interessant ist noch der "Transmitted Detector" (TD). In Bild 1 ganz oben drauf, der misst einfach, was vom 488-Laser gerade durch die Probe geht. Simulation der normalen Durchlichtmikroskopie, zur Orientierung in der Probe bisweilen brauchbar.



    Bild 5: Dann mal rein in die Einstellungen! Hier die wichtigsten, bischen blöd übereinandergeschoben. Zu kleiner Monitor. Im Aquisition Panel die drei Lasereinstellungen. Die Intensität plus einer Art Verstärkung (HV). Ihr seht, dass ich ordentlich hochgedreht habe: Laser auf 10.0 bei HV 50 ist brutal. Normalerweise nutze ich den Ch2 (grün) bei Laser 0.5 und HV 3! Die optimale Belichtung findet man mithilfe des Histogramms (unten etwas verdeckt); keinesfalls sollte z.B. das Signal rechts anschlagen (überbelichtet). Dazu kann man bei leuchtschwachen Proben die oversampling-Rate erhöhen, also jeden Punkt mehrmals messen (hier doppelt). Umso länger dreht man dann aber Däumchen. Auch habe ich nur eine Bildausgabegröße von 1024 px eingestellt, höher bedeutet wesentlich mehr Wartezeit. Mithilfe dieses Kubus rechts kann man nun seinen Z-Stack definieren. Also nicht nur eine Ebene in XY scannen, sondern deren viele in Z. Ich fand eine Höhe von 12 µm gut, um sicher ganze Sporen zu erfassen. Die angezeigten 0.061 µm stehen für das maximal physikalisch mögliche, das mit dem gewählten Objektiv auflösungstechnisch Sinn macht. Ich hab mich für 150 nm-Abstände entschieden (also 80 Bilder auf 12 µm). Das macht eine gerade noch mit meiner Ungeduld zu vereinbarende Messzeit von 8 min pro Aufnahme (bei 680 MB). Würde man alles hochdrehen, misst man Stunden und produziert Dateien, deren Größe nicht mehr tragbar ist.


    Das Ergebnis ist eine dicke Datei der Endung -.nd2. Ausgewertet wird natürlich (!) mit der freien Software ImageJ, die ALLES und noch mehr kann, was die Markensoftware der Mikroskophersteller in nicht nachvollziehbaren Operationen auch macht.

    Man erhält einen sogenannten Hyperstack, also eine Kombination aus den vier Kanälen (Ch1-3, TD) und den 80 slices des Z-Stacks. Kann ich hier schlecht zeigen; wenn gewünscht, versuche ich's mit Screenshots.


    Bild 6: Drei Sporen im Grünkanal, als Z-Projektion. Und zwar nur die Bilder 40-80, also nur eine Halbschale der Sporen. Man will ja nicht noch die Rückseite übereinanderprojizieren (macht man beim focus stacking ja auch nicht).


    Bild 7: So hat der TD die Sporen gesehen.


    Bild 8: Zum Vergleich eine einzelne Ebene (nicht projiziert), im TD.


    Bild 9: Verdammt. Hier sollte ein animiertes GIF rein, ein Durchflug duch die Ebenen im Blaukanal. Datei zu groß (59,8 MB). Mal sehen, ob ich es nachliefern kann.


    Bild 10: Ah, das 3D-GIF vom Grünkanal scheint zu klappen! Seitlich sieht man, dass ich mit den 150 nm Ebenenabstand an Auflösung gespart habe.



    Bild 11: Schade, dass das GIF-Bild 9 nicht hochzuladen ist. Dafür hier ein Einzel-Slice des Stacks Ch1. Durch die DAPI-Färbung gibt es einen Unterschied zum Rot- und Grünkanal: Man sieht bei jeder Spore eine DNA-Akkumulation an einer Stelle unter der Hülle. Darum gruppiert sind einige DNA-Knubbel als Punkte. Hat jede Spore. Kann das jemand erklären?


    Soweit meine Spielerei, die ich mir diese Woche nebenher gegönnt habe. Ich hoffe, ihr habt auch ein wenig Spaß daran :)

    Tja, da kann man mal sehen. Mein Sandröhrlings-Bild formte sich aus wenigen Jungpilz-Funden: Sandige Huthaut, dunkle winzige Röhren.

    Danke Pablo+Beli für die Bonusbilder! ==Gnolm8

    Hallo Leute,


    mich stört dieser Pilz. Ich habe versucht, ihn als Ziegenlippe durchgehen zu lassen, komme aber nicht klar mit dem Blauen und der Hutoberfläche. Dazu noch diverse Baumarten in Reichweite (Rotbuche, Fichte, Kiefer, Lärche).


    :/:/:/?




    Liebe Grüße,

    Verena

    Hallo Tuppie,

    deine Produktion ist ja wirklich beeindruckend! Aber warum keine Pilzmotive? ==11


    Als Nähanleitung habe ich mich für die Version von "Nähtalente.de" entschieden. Sehr kompfortabel zu tragen, Schablobe mit vielen Größen, Nasen-Drahtbügel aus Schnellheftern, Schlaufe hinterm Kopf (Ohrschlaufen stören mich) und der Option, Filter einzuschieben (z.B. aus HEPA-Staubsaugerbeutel geschnitten, mache ich aber nicht).


    Bild 1: erste Nähaktion vor Ostern, mit Häschen-Stoff. Man sieht die Innenseite, wo man seitlich Filter einschieben könnte, noch ohne Gummischlaufen.


    Bild 2: Streifenstoff


    Bild 3: Ursprünglich gekauft als Blümchenmotiv. Das sind aber eindeutig Coronaviren, nicht wahr? Dahinter die Elastikschnur für die Schlaufen.


    Bild 4: Selfie früh morgens bei Frost. Damit werde ich auch nach Corona zum Bahnhof radeln! Sehr praktisch. Das ist mein Pilzstoff, aus dem ich die Vorhänge der Gartenhütte genäht hatte.


    Weiterhin frohes Schaffen!

    Hallo Karl,

    vielleicht lohnt es sich, diese wertvolle Beobachtung zu quantifizieren. Zumindest den (größten!) Einfluss verschiedener Monitore kann man umgehen, indem man die eingescannte Spp-Farbe im RGB- (oder HSV-)Farbraum auswertet. Siehe unten, ich habe vorher mit dem "Verschmieren"-Pinsel eine einheitliche Fläche geschaffen, damit ich mit der Pipette nicht irgendwelche Ausreißer-Pixel erwische. Könntest du dann wunderbare Diagramme mit verschieden braunen Balken draus basteln, wenn du zukünftig noch mehr Proben untersuchst.


    Man müsste sich natürlich ein paar Gedanken machen, wie man möglichst standardisiert aufnimmt. Ein Scanner ist schon mal gut, weil sich die Beleuchtung nicht ändert. Trotzdem haben deine Hintergründe etwas unterschiedliche Farbstiche - mit verschiedenem Papier abgedeckt? Ein Weißabgleich sollte es aber möglich machen, dass der Einfluss des Scanners gering genug ist und deine Daten somit vergleichbar sind. Würde ich annehmen. Mal ausprobieren!



    Mir wäre deren Sensor etwas zu klein. Ab spätestens ISO1600 dürften die Bilder für die Tonne sein.

    Die Fujifilm XT-3 ist kaum größer, kann auch Focus-Bracketing, Touch-Screen und den ganzen Schnickschnack, hat aber einen vernünftigen Sensor mit verdammt wenig Rauschen bei High-ISO.

    Hallo Hassi,

    was sind das denn für Situationen, wo du auf eine hohe Lichtempfindlichkeit des Sensors angewiesen bist? :/

    Für die Pilzfotografie sollte das doch gar keine Rolle spielen. Bei Makro auf Stativ variiere ich die Blende zur gewünschten Tiefenschärfe, den Rest per Belichtungszeit bei kleinstem ISO. Das Motiv läuft ja nicht weg! Einen rauscharmen Sensor brauche ich nur für die Astrofotografie ohne Tracker, weil sonst die Sterne ne Spur ziehen, oder für Freihandbilder. Wofür das Smartphone wesentlich besser geeignet ist als eine Systemkamera.


    Hätte ich mal meine Klappe gehalten - gestern beim Ausparken die Stoßstange ausgehebelt ==Gnolm12. Ist aber nur Plastik mit zwei ausgerissenen Schräubchen. Bohre ich morgen zwei neue Löcher und schraub sie etwas versetzt wieder an.


    Hans, was macht der Alltag? Würde mich nicht wundern, wenn der Heimkehr-Kulturschock größer ist als der beim Aufbruch ins Abenteuer. Kenne ich jedenfalls so g:-)

    Hallo Felli,

    ich frage mich gerade, ob die Zugabe von KOH (Tropfen unter das Deckglas ziehen lassen), eine Frage wie die deinige klären könnte. Meine Hypothese wäre, dass sich Wurmeier auflösen würden, während chitinhaltige Asci erhalten blieben. Weiß das jemand? :/