Eine Mollisia für Ingo

**JanMen** · 18. März 2016

Hallo zusammen,

gestern habe ich Ingo gefragt, ob man die angeblich häufigste Mollisia, M. cinerea, irgendwie eindeutig mit dem Mikroskop bestimmen kann. Dem scheint nicht (mehr) so zu sein. Dennoch war er gespannt auf meinen Fund und hier ist er nun.

Gewachsen an morschem Laubholz (Entweder Eiche oder Buche). Am selben Substrat wuchs u. a. Hypoxylon rubiginosum. Die Pilze wuchsen an der Seite des liegenden Asts unweit vom, bzw. im Moos.

Alles in H20:

1)

2)

3)

4)

5)

Sporengröße (10 gemessen): 9-13 x 2,5-3 µm

6)

Ascusgrößen (5 gemessen): 56-65 x 6-6,5 µm

7)

Fremdsporen? Was man bei der Schärfeauflösung nicht sieht, ist die feinwarzige Oberfläche.

8)

Zellen im Zentrum der Fruchtkörper? Evtl. dasselbe wie 7?

Die Sporenmaße und Asci-Größen passen zumindest zu M. cinerea.

Ich bin auf Meinungen gespannt!

LG, Jan-Arne

**Beorn** · 18. März 2016

Hallo, Jan - Arne!

Zur Art kann ich freilich nichts sagen, nur daß für die Bestimmung immer auch die Lugol - reaktion der Ascuspori und die KOH - Reaktion der Paraphyseninhalte relevant sind.
Die runden Objekte auf Bild 7 sind auf jeden Fall Fremdkörper, ob aber nun Sporen von irgendeinem anderen Pilz oder noch was ganz anderes, das kann ich nicht sagen. Sowas ist aber im Grunde in jeder Probe unterm Mikro enthalten.
Das auf dem Bild 8 sieht schon wie Excipulumzellen einer Mollisia aus.
Das sollte das sein, was auch im unteren Dreieck auf Bild 3 reichlich zu sehen ist. Nur näher rangezoomt eben.
Diese Zellen sind dann wohl auch mit bestimmungsrelevant, muss man aber im im Aufbau des BEcherchens betrachten, also wie sie am Rand, wie sie in der Mitte und wie sie dazwischen aussehen.

LG, Pablo.

**JanMen** · 18. März 2016

Hallo Pablo,

danke schon mal für die Antwort. Soll ich die Probe am besten jeweils in KOH (3%) und Lugol einwirken lassen, absaugen und dann mit Wasser präparieren?

LG, Jan-Arne

**Beorn** · 18. März 2016

Hi.

Nö. Am besten untersuchst du die Probe vom vitalen Pilz in Wasser. Das ist auch für Sporenmaße etc. ideal, weil die Referenzwerte in Wasser angegeben sind und da nichts kaputt geht (Paraphyseninhalte + Sporeninhalte). Das muss alles bei Lebendmaterial gemacht werden, und sobald Chemie reinkommt, geht was kaputt.
Wenn du die Betrachtung in Wasser gemacht hast, lässt du KOH 3-10% reinlaufen, um die KOH - Reaktion zu beobachten.
Für die Jodreaktion nimmst du ein neues Präparat, wieder in Wasser und lässt dann Lugol reinlaufen. Zumindest nimmt Ingo wohl immer Lugol, bei Baral oder Melzer kann das Ergebnis eventuell geringfügig abweichen.
Das KOH - Präparat kannst du auch noch mal mit Wasser durchspülen und dann mit Kongo - SDS anfärben, falls die Hakenverhältnisse noch nicht klar sind. Oder noch ein Wasser zu Kongo - Präparat machen für die Haken.

LG, Pablo.

**JanMen** · 18. März 2016

Hallo Pablo!

Danke noch mal. Die Messungen in H20 wusste ich. Deshalb auch bei den Bildern oben kein Kongo, sondern nur Wasser. Reinlaufen lassen ist das Stichwort. Das krieg ich (hoffentlich mit zu beobachtender Reaktion) hin. Ich warte aber erstmal noch auf Ingo. Vielleicht hat der schon konkretere Ideen und Anweisungen.

LG, Jan-Arne

**JanMen** · 19. März 2016

Hallo!

Die Lugol-Reaktion am Ascusporus war blau:

Die KOH-Reaktion des Paraphyseninhalts hat leider nicht geklappt. Ich bekomme es weder mit reinlaufen lassen hin (mit dem kleinen Spatel kriege ich das dünnflüssige KOH übrigens kaum aufgenommen), noch mit einem komplett in KOH statt H20 angefertigten Präparat.

LG, Jan-Arne

**Ingo W** · 19. März 2016

Hallo Jan-Arne!

Zitat

Sporengröße (10 gemessen): 9-13 x 2,5-3 µm
Die Sporenmaße ...... passen zumindest zu M. cinerea.

Sagt wer?

Ich habe da schon einen Favoriten, weil die Sporengröße, Sporeninhalt und kugelige Excipulumzellen plus Erscheinungszeit im Zusammenhang mit dem Makrobild (feucht graue Scheibe, abgetrocknet fast weiß, Form älter wellig, gedrängt wachsend, Außenseite bei älteren Apos braun und Farbe bis zum Rand hoch reichend) schon kräftig zeigen, in welche Richtung das geht.

Paar Gedanken noch dazu:
Zum Makrodokumentieren am besten alle vorhandenen Stadien fotografieren, also durchfeuchtet, abgetrocknet, jung und alt, wenn relevant, dann auch verletzt.

Mollisia cinerea hat kürzere Sporen (7-11 oder 6-10), im Mittel theoretisch nicht über10.
Möglicherweise muss diese Auffassung aber umgedacht werden. Dazu kann ich vielleicht später im Jahr mal was beitragen, die Eier werden erst noch gelegt und müssen dann auch noch bemalt werden.

Beim Sporenbild ist es ratsam, sicherheitshalber den Reifegrad mitzuerwähnen. Ich denke, hier hast du die Asci auch kräftig spucken sehen, das ist der Idealzustand und wir würden uns bei den Möglichkeiten "unreif", "anfangsreif", "vollreif", "altreif" und "überreif" also für die Option "vollreif" entscheiden.

Diese Einschätzung ist wichtig, damit man den Fund versteht und richtig einordnen kann. Im Extremfall gibt es nämlich Becherchen, deren vollreife Sporen Maße von 7-11 haben, überreife aber von 7-15 gemessen werden können (im Vorkeimstadium entwickeln die sich noch mal etwas anders). Und bei anfangssreifen Apos darf man natürlich größenmäßig nicht gleich viele Sporen vom oberen Ende (Maximum) erwarten, da kämen wir dann eher auf 6-10(11).

Das meiste hat Pablo schon gut erklärt.
Die warzigen Fremdsporen werden zum Moos gehören, denke ich.

Zitat

8)
Zellen im Zentrum der Fruchtkörper? Evtl. dasselbe wie 7?

Zeigt die braunen kugeligen Zellen der Außenseite = Ectal-Excipulum = "äußerer Käfig/Korb".
Zwischendrin sind auch wenige gerade ausgerichtete dickwandige Zellen zu sehen, hier spricht man von den Subikulum- oder Ankerhyphen. Das ist eine je nach Becherrt verschieden stark ausgeprägte Art und Weise, sich am Substrat festzuhalten, manchmal als flächiger Teppich ausgeprägt.

Bevor ich aber hier wieder ellenlange Geschichten ausbreite, für die sich nur die wenigsten interessieren, verlinke ich einfach mal zu der von mir anvisierten Art, da siehst du was wichtig ist, also was du noch rausarbeiten musst.
http://asco-sonneberg.de/pages…roup_id=26901&position=80
http://asco-sonneberg.de/pages…roup_id=39048&position=86

Für die KOH-Reaktion nimmst du ein Wasserpräparat eines Stückchens von Mollisia und schaust dir das Einwirken des nur an der einen Seite des Deckglases hingestrichenen KOH-Tropfens bei geringer Vergrößerung an (100-fach ist gut). Die geglückte Einwirkung lässt sich zunächst am schnellen Vorbeirauschen allerhand Kleinkrams beobachten und dann anhand der Farbänderung der braunen Excipulumzellen zu Olivgrün nachweisen.
Dann hast du entweder nur die Olivgrünfärbung der Excipulumzellen und die platzenden Inhalte der Parahysen bewirken nichts.......
http://asco-sonneberg.de/pages…roup_id=28541&position=22

....... oder du hast beim Platzen der Paraphysen-Vakuolen auch eine sehr schöne Gelbfärbung:
http://asco-sonneberg.de/pages/gallery/mollisia-koh28541.php

VG Ingo W

Hallo Pablo!

Zitat

Zumindest nimmt Ingo wohl immer Lugol, bei Baral oder Melzer kann das Ergebnis eventuell geringfügig abweichen.

Bei Becherchen ist für die Klärung der Porusreaktion Lugol gut oder die etwas höherkonzentrierte Jod-Reagenz "Baral`sche Lösung".
MELZER ist nicht gut wegen des enthaltenen Chloralhydrats. Wirkt erstens tödlich und zerstört Strukturen und Inhalt und dann hätten wir wieder das Thema, der hemiamyloiden Reaktion, die mit MELZER nicht nachweisbar ist.
http://www.gbif-mycology.de/Ho…action.htm#Hemiamyloidity

**Climbingfreak** · 19. März 2016

Hallo Ingo,

danke für deine tollen Erklärungen. Vielleicht komm ich ja auch mal in die Verlegenheit eine Mollisia zu finden; da ist so was nützlich

Hallo Jan-Arne,

sehr schöne Mikrodokumentation. Der Mikroskopkauf hat sich gelohnt, wie ich sehe.

l.g.
Stefan

**Ingo W** · 19. März 2016

Hallo Stefan!

Zitat

Vielleicht komm ich ja auch mal in die Verlegenheit eine Mollisia zu finden;

Na das Finden sollte doch momentan und eigentlich zu keiner Zeit ein wirkliches Problem sein.
Gehe ich die Mittagspause mal mit einem pilz-spleen-toleranten Kollegen in ein Waldstück, um nebenher nach für mich mykologisch Interessantem Ausschau zu halten,
mache ich mir zuweilen den Spaß, im Vorraus zu orakeln, welche Becherchen an welchem Ast zu sehen sein müssten/könnten.
Manchmal habe ich dabei gar nicht so unrecht.
Mollisien sind da immer dabei, wer die nicht findet, obwohl er will, macht irgendwas Grundlegendes falsch.

VG Ingo W

**Climbingfreak** · 19. März 2016

Zitat von Ingo W

Hallo Stefan!

Zitat

Vielleicht komm ich ja auch mal in die Verlegenheit eine Mollisia zu finden;

Na das Finden sollte doch momentan und eigentlich zu keiner Zeit ein wirkliches Problem sein.
Gehe ich die Mittagspause mal mit einem pilz-spleen-toleranten Kollegen in ein Waldstück, um nebenher nach für mich mykologisch Interessantem Ausschau zu halten,
mache ich mir zuweilen den Spaß, im Vorraus zu orakeln, welche Becherchen an welchem Ast zu sehen sein müssten/könnten.
Manchmal habe ich dabei gar nicht so unrecht.
Mollisien sind da immer dabei, wer die nicht findet, obwohl er will, macht irgendwas grundlegendes falsch.

VG Ingo W

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Ja das ist möglich. Ich war erst gestern mit einer Pilzfreundin unterwegs; allerdings hatten wir uns iwie auf Rindenpilze, Pyrenos und Porlinge geeicht. Wir haben sogar Lärchenzwiege nach Lachnellulas abgesucht und nix gefunden.

Mollisias finde ich auf Totholz? Ich bin morgen nochmal unterwegs, da werde ich mich gern nochmal nach Becherchen umsehen. Ich befürchte, solange ich nicht auf allen vieren jeden Ast absuche, werde ich auch nix finden; zumindest nichts, was so eine rel. unscheinbare graugrüne Färbung hat. :shy:

l.g.
Stefan

**Malone** · 20. März 2016

Zitat von Climbingfreak

Mollisias finde ich auf Totholz? Ich bin morgen nochmal unterwegs, da werde ich mich gern nochmal nach Becherchen umsehen. Ich befürchte, solange ich nicht auf allen vieren jeden Ast absuche, werde ich auch nix finden;

Oh doch, lieber Stefan!

Zumindest darfst Du auch gerne am Boden liegende Scheite u. dergl. umdrehen
und dürftest, sofern diese im Feuchten liegen, fündig werden.
"Anthrazit" ist i. Ü. IMHO sehr viel eher der zielführende Farbton.

Viel Glück!

LG
Peter

**Ingo W** · 20. März 2016

Hallo Stefan!

Das, was Peter sagt, ist eigentlich des Pudels Kern. Die richtigen Äste muss man aufheben, das erspart Frust!
Es gibt zwar auch trockentolerante Aren an Totästen in Kopfhöhe (Luftraum), aber an gut durchfeuchteten optimal- bis finalmorschen, günstigerweise etwas in der Streu eingebetteten (Thema konstante Feuchtigkeitsversorgung) Ästen verschiedener Dicke sollte doch sehr schnell was zu sehen sein.

Bei den nächsten Zitterpappeln nimmst du einfach mal nach der beschriebenen Schablone ein paar nicht trockene Äste auf, dürfen sogar noch berindet sein, und schaust an die Unterseite nach einem schwarzen dünnen Belag. Auf dem sitzen dann wahrscheinlich genauer hingeschaut auch Mollisien. Sollten dann Mollisia fusca sein, das ist die mit der schönen kräftigen KOH-Reaktion.

VG Ingo W

**JanMen** · 20. März 2016

Hallo Ingo!

Die Angabe zu Mollisia cinerea hatte ich von Wikipedia. :shy: Wieder mal zu oberflächlich geschaut und Wikipedia zu sehr vertraut. Irgendwann lerne ich es, die Abkürzung zu vermeiden, wenn ich Gefahr laufe, in einer Sackgasse zu landen.

Die Makrodokumentation verschiedener Stadien ist gar nicht so einfach, nehme ich an. Für diese Stadien müsste man die Pilze ja über Tage beobachten, bzw. künstlich verschiedenen Zuständen aussetzen. Ein ganz schöner Aufwand also. Wenn unvermeidlich aber natürlich unvermeidlich.

Der Tipp mit der Angabe des Reifezustands ist auch Gold wert.

Entschuldigt meine Laienhaftigkeit. Viele Dinge, z. B. die Excipulumzellen, hätte ich mir auch selbst erklären können. Momentan ist allerdings noch so viel neu, dass die pure Neugierde auf Entdeckungen unter–™m Mikroskop die eigene Recherchewilligkeit (und wohl auch die Aufnahmefähigkeit) übersteigt.

Heute habe ich fast den ganzen Tag mikroskopiert –“ aber mit dem APR und da gab es schon wieder verschiedenste neue Pilze. Die Mollisia habe ich selbstverständlich noch nicht aufgegeben. Morgen versuche ich den KOH-Test erneut und schaue, ob die anderen Merkmale ebenfalls zu der von dir genannten Art passen, Ingo.

Vorerst: Danke!

LG, Jan-Arne

**Ingo W** · 21. März 2016

Hallo Jan-Arne!

Danke für die Rückmeldung.

Zitat

Die Angabe zu Mollisia cinerea hatte ich von Wikipedia.

Bei so speziellem Zeug brauchst du nicht bei Wiki zu schauen, wenn der entsprechende Artikel nicht gerade von einem Spezi stammt.
Die berufen sich momentan auf Ewald Gerhardt, einem Pilzkenner, der nur wenig mit kleinen Ascos zu tun hatte.
Wenn gar nicht erst auf wichtige Angaben wie Porusreaktion mit Lugol oder KOH-Reaktion der Paraphysen eingegangen wird, kannst du solche Artikel vergessen, zumal Unwesentliches beschrieben wird, das auf viele Mollisien zutrifft.
"Fruchtkörper ist schlüsselförmig....." gefällt mir auch.

Zitat

Irgendwann lerne ich es, die Abkürzung zu vermeiden, wenn ich Gefahr laufe, in einer Sackgasse zu landen. Wink

Wie ist das gemeint?

Zitat

Die Makrodokumentation verschiedener Stadien ist gar nicht so einfach, nehme ich an. Für diese Stadien müsste man die Pilze ja über Tage beobachten, bzw. künstlich verschiedenen Zuständen aussetzen. Ein ganz schöner Aufwand also.

Ach Quatsch, so bösartig sind die Weichbecherchen gar nicht.
Oft sind die verschiedenen Stadien in einer Kollektion schon zu sehen.
http://asco-sonneberg.de/pages…oup_id=27801&position=115

Und trockene Kollektionen fotografiert man eben und steckt sie zu was feuchtem in eine Plasteschachtel und am nächsten Tag macht man dann die "Feuchte-Fotos". Geht auch umgekehrt.

Das alles ist wirklich keine Zauberei.

VG Ingo W

**JanMen** · 21. März 2016

Hi!

Zitat von Ingo W

Zitat

Irgendwann lerne ich es, die Abkürzung zu vermeiden, wenn ich Gefahr laufe, in einer Sackgasse zu landen. Wink

Wie ist das gemeint?

Metaphorisch. Es geht einfach schneller, für grobe Angaben bei Wikipedia zu gucken, als zu blättern oder zu googeln oder PDF-Literatur zu durchsuchen. Die Sackgasse sind dann die falschen Angaben, denen man glaubt und in die man sich verrennen kann, bis man 'richtige' Literatur zur Hand nimmt.

LG, Jan-Arne

**JanMen** · 21. März 2016

Hallo!

Der KOH-Test war negativ. Die Färbung der Excipulum-Zellen war zu sehen, aber es folgte keine großflächige gelbe Färbung.

Dann noch eine Nachfrage: Ich habe versucht, ein Querschnittspräparat anzufertigen, um nach dem braunen Subhymenium zu schauen. Auch nach Andreas' Mollisia-Schlüssel ein eindeutiges Merkmal für Ingos Favoriten Mollisia lividofusca. Allerdings finde ich das nicht eindeutig zu erkennen. Ihr?

Und dann habe ich nach Haken gesucht, doch - trotz asco-sonneberg-Lektüre - nicht zu 100% verstanden, wie diese genau aussehen müssen. Bei mir muss man eben bei 0 anfangen. Sind diese Verdickungen an der Basis der Asci Haken? Oder sind Haken (wie Wikipedia sagt) die Schnallen der Ascomyceten?

LG, Jan-Arne

**Beorn** · 21. März 2016

Hallo, Jan - Arne!

Es gibt nichts zu entschuldigen.
Das wäre ja ein Wunder, wenn man in einer Gattung auf Anhieb professionell durchsteigen würde und zudem noch am Mikroskop alles richtig macht und beurteilen kann.
Kann ich ja auch nicht bei solchen Becherchen.

Zur Verwendung von Wikipedia:
Da dort weder Andreas Gminder noch Ingo Wagner die Artikel zu Mollisia verfasst hat, kannst du die Quelle vernachlässigen.
Den Gminder - Schlüssel zu nutzen ist mal der erste wichtige Schritt. Da hat sich aber - wenn ich das recht verstanden habe - auch schon wieder einiges verändert. Darum nehme ich gerne den Anlauf über Ingos HomePage und mache mich da ans vergleichen. Sicher sind da nicht alle mitteleuropäischen Arten dokumentiert (muss man ja auch erstmal in der Hand haben und untersuchen), aber dafür sind die Dokus und Beschreibungen erstklassig.

Zum Subhymenium:
Das ist bei Mollisia die meist eher dünne Schicht aus länglichen, zylindrischen Hyphen, die +/- horizontal verläuft.
Also auf deinem dritten Bild im letzten beitrag: rechts oben aufsteigende elemente / Paraphysen und Asci = Hymenium.
Links unten braune kugelige bis anguläre Zellen: Excipulum + Ental - Excipulum.
Dazwischen: weniger braune, liegende Hyphen = Subhymenium.

Zu den Haken:
Korrekt, Haken sind analog das, was bei Ständerpilzen die Schnallen sind: Ein Zellkern wandert von der distalen in die proximale Zelle zurück und muss den Umweg über die Außenwand nehmen, weil er durch die Septe zwischen den zellen nicht durch kann.
Auf dem rechten Teilbild in der Collage ist ein besonders schöner Haken zu sehen. So viel Glück hat man nicht immer.
Manchmal kann man schon an der Form der Ascusbasis erkennen, ob ein haken da ist (oder war) oder nicht. Das kann aber täuschen.
Unteres mittleres Teilbild in der Collage wäre so ein Fall, wo man anhand der Form der Ascusbasis auf "Haken = +" schließen könnte.

LG; Pablo.

**Ingo W** · 21. März 2016

Hallo Jan-Arne!

Zitat

Ich habe versucht, ein Querschnittspräparat anzufertigen, um nach dem braunen Subhymenium zu schauen. Auch nach Andreas' Mollisia-Schlüssel ein eindeutiges Merkmal für Ingos Favoriten Mollisia lividofusca.

Ja, das wäre schön, wenn das dunkle Subhymenium immer als deutliches Merkmal vorhanden wäre.
Momentan bin ich der Meinung, dass nicht jede M. lividofusca-Kollektion ein dunkles Subhymenium hat (ca. 40% ohne).

Auch die Idee mit den Sporenlängen-Mittelwerten über 10 = lividofusca, unter 10 = cinerea kann nach hinten losgehen, wenn ich jungreife sporenabschießende lividofuscas untersuche.
Etwas Durchsicht zu kriegen in der Problematik ist aber in Arbeit.

Zitat

Allerdings finde ich das nicht eindeutig zu erkennen. Ihr?

Beim 3. Bild könnte man sowas reininterpretieren, das ist ja aber nicht Sinn der Sache. Das müsste man schon deutlicher abbilden, ist aber m.M. nach jetzt auch nicht das wichtigste.

Eigentlich hast du jetzt so ziemlich alles:
Sporenmaße 9-13 x 2,5-3 µm, OCI = 0, 8-sporig, Porus + Jod = blau, Haken+, Paraphysen mit lichtbrechender Vakuole, diese KOH-negativ, Excipulumzellen ganz überwiegend schön kugelig, Subikulumhyphen vorhanden.

Marginalzellen und Endzellen kannst du noch anschauen, aber da wird nichts erstaunliches zu Tage treten:
http://asco-sonneberg.de/pages…roup_id=26901&position=80

Bliebe als als winzige Restunsicherheit das nicht nachgewiesene dunkle Subhymenium und das Wachstm an recht morschem Holz.
Der 2. Aspekt ist mir tatsächlich erst dieses Jahr so richtig aufgefallen, weil ich die ganze Zeit eigentlich eher von trockentoleranten Standorten ausging und maximal optimalmorschem, noch relativ festem Substrat.
Dieses Jahr hatte ich aber auch Funde an wenigstens oberflächlich finalmorschem, also bröckeligem Holz und versteckt wachsend.
Aus meiner Sicht kann man den Mollisia lividofusca nennen.

Viele Grüße
Ingo W

**JanMen** · 23. März 2016

Hallo,

dann schließe ich das Ganze mal vorerst ab und bedanke mich für eure Erklärungen und Hilfe.

LG, Jan-Arne

Eine Mollisia für Ingo

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