Oliver wenn Du junge frische, und dennoch braune Pilze aus der pratensis-Gruppe findest, sollten die sequenziert werden.
Wenn alte Pilze braun sind, sagt das ggf. mehr über den Zustand als über die Art aus.
Gruß,
Wolfgang
Beiträge von Wolfgang P.
-
-
dann wird das wohl H. pratensis sein und nicht H. berkeleyi. Wie unterscheiden die sich? Laut Literatur soll H. berkeleyi ja einfach nur heller sein.
Hi Oliver,
berkeleyi ist weiß oder zumindest fast weiß. Mikroskopische Unterschiede sind noch nicht erforscht. An Belegen von echten berkeleyi bin ich interessiert.
Gruß,
Wolfgang
-
Hallo an alle,
Bei den Keulen-Bestimmungen gehe ich soweit mit, wobei man besonders bei laeticolor im Moment ein ".agg" dahinter schreiben sollte.
Bei den Saftlingen s.l. sehe ich auf dem ersten auch pratensis, den zweiten kann ich vom Foto nicht beurteilen.
Der Name "Hygrocybe berkeleyi" hat übrigens eine wechselvolle Geschichte.
Der Typus von Orton stammt aus Nordamerika. Clemencon hat den Namen als illegitim angesehen, und daher unter dem Namen "Camarophyllus berkeleyanus" neu beschrieben. Dabei hat er dann aber einen Typus aus England angegeben. Fast zeitgleich hat Bon die Art als "ortonii" beschrieben. Bon hat später dazu angemerkt, dass in der neuen Gattung Camarophyllus der Name "berkeleyi" legitim wäre, und machte seine ortonii und die berkeleyanus zu Synonymen.
Inzwischen weiß man aber, dass die nordamerikanischen und die europäischen Funde nicht die gleiche ITS-Sequenz haben (meines Wissens noch unpubliziert). Es könnte also sein, dass Camarophyllus berkeleyanus der gültige Name für europäische, und Camarophyllus berkeleyi der gültige für amerikanische Funde ist.
Grüße,
Wolfgang
-
Hallo an alle,
für mich passt die Streifung+Färbung des Stiels auch besser zu einem Butterrübling.
Dann wäre der Stiel weitgehend innen wattig oder hohl, während die Stielrinde recht knorpelig sein müsste.
Gibt es ein Schnittbild? Wie entfärbt er beim Eintrocknen?
Gruß,
Wolfgang
-
Schmelzen geht wahrscheinlich nicht, wenn man keine FexOy-kristalle will
Hi Carolin,
guckst Du das Bild bei Wikipedia:
Datei:Eisen-II-sulfat.jpg – Wikipediade.wikipedia.orgDu darfst nicht trocken erhitzen, sondern musst es in seinem Kristallwasser lassen.
Zersetzen tut es sich ab 400 Grad, zerfließen schon bei 60-70 Grad (je nach Quelle). Deswegen ist bei Wikipedia auch keine Löslichkeit in Wasser über 54 Grad angegeben, weil sie darüber praktisch unendlich wird.
Gruß,
Wolfgang
-
Wie kriegt man es da beim Züchten hin, dass nicht alles Eisen oxidiert?
Sooo schnell oxidiert Fe(II)-Sulfat-Lösung an der Luft nicht. Und Du wirst ja eh einen Deckel haben, damit keine Staubkörner als Kristallisationskeime 'reinfallen.
Das Problem ist eher die extrem gute Löslichkeit in Wasser.
Bei 64 Grad zerfließt es in seinem Kristallwasser, ist also quasi unbegrenzt löslich, wenn ich das gerade richtig gegoogelt habe. Wenn das stimmt, würde ich glaube ich einen anderen Weg gehen, und die heiße Schmelze in eine Silikonform gießen und abkühlen lassen. Für unsere Anwendung brauchen wir ja keinen Einkristall - ein polykristalliner Klumpen, der angenehm in der Hand liegt, tut's genauso. Bei diesem Preis kann man sich ja ein paar Fehlversuche leisten
Wie wäre es mit einer Cake Pop Form, und Eisensulfat am Stiel?
Grüße,
Wolfgang
-
Hallo Markus,
Dein Fruchtkörper von Tulostoma brumale ist noch ganz frisch, so dass der schwarze Hof auf der Endoperidie noch von der weißen, häutigen Exoperidie überdeckt ist.
Auf dem zweiten und dritten Foto sieht man gut, wie die äußere Schicht beginnt, abzublättern, und der schwarze Hof darunter zum Vorschein kommt. Du kannst mit einer Rasierklinge etwas nachhelfen und den Hof "freirubbeln".
Gruß,
Wolfgang
-
vielleicht ist's ja ein anderer Hypholoma.
Hi Syntaxys,
Du solltest mehr Augenmerk auf die Sporenpulverfarbe haben.
Schwefelköpfe sind Schwarzsporer, Dein Flämmling ein Rostbraunsporer. Sieht man deutlich auf Bild2.
Gruß,
Wolfgang
-
Hallo Joana,
ich arbeite seit 25 Jahren mit der GIZ Mainz zusammen. Meist kommen die Anfragen aus der Uniklinik.
Ich lasse mir zwar immer vom Arzt einen Patienten-Barcode mitschicken, um ggf.eine Rechnung stellen zu können, aber fast immer lässt sich die Frage in 15-30min klären, und dann wiegt mir mein organisatorischer Zusatzaufwand der Rechnungsstellung schwerer als die erwarteten Einnahmen (Spoiler für alle die den PSV-Leitfaden nicht gelesen haben: die Obergrenze für Aufwandsentschädigung ehrenamtlicher Tätigkeiten liegt bei 50€/h).
Am Ende sind es meistens Putzreste von Karbolchampignons, oder von Kleinkindern zerfledderte und angekaute Düngerlinge, genau wie bei Sabine. Gelegentlich vermittelt die GIZ auch Personen, die den Pilzkorb kontrollieren lassen wollen.
Die GIZ will eigentlich nur wissen, ob ein amanitinhaltiger Pilz dabei war, denn dann läuft im Krankenhaus das große Programm ab. Sonst behandelt der Arzt symptomatisch.
Ich möchte hier bei allen PSV Werbung dafür machen, sich bei der GIZ eintragen zu lassen. Auch wenn man 2,3 mal im Jahr auch nachts angerufen wird (und man hat ja immer noch die Option nicht 'ranzugehen). Der Nutzen für den Patienten und das Gesundheitssystem ist so hoch, dass sich der Aufwand auf jeden Fall emotional lohnt.
Grüße,
Wolfgang
-
Hallo an alle,
Ich vermute, Norbert liegt mit Clavulina rugosa agg. richtig.
Da gibt es eine unverzweigte, un-runzelige Form, die besonders an lichten Stellen in Laubwäldern vorkommt.
Das ließe sich am Mikroskop vergleichsweise leicht festmachen.
Grüße,
Wolfgang
-
Wiese, die umgeben ist von Aesculus, Tilia und Quercus.
Hallo Thorben,
clypeatum braucht Rosengewächse wie Schlehe, Wildkirsche oder Weißdorn. Wäre auch eine ungewöhnliche Jahreszeit.
Scheint auch ein Sequenzierungsfall zu sein. Hast Du einen Beleg?
Gruß,
Wolfgang
-
Hi Bernd,
Danke für den Hinweis. Mir sind bisher keine Sclerobasidien im laeticolor-Aggregat aufgefallen, ich habe aber auch nicht darauf geachtet und nichts darüber gelesen.
Wenn die Arten mal genetisch getrennt werden, könnten solche Merkmale vielleicht helfen, sie auch mikroskopisch zu trennen.
Grüße,
Wolfgang
-
Hallo Felli,
super, vielen Dank, das bringt mich weiter.
Der Tipp mit Schumacher hat mich auch dazu gebracht, parallel den Schlüssel in den Nordic Macromycetes danebenzulegen (auch von Schumacher, 2000).
Ich hab' nochmal einen anderen (reiferen?) Fruchtkörper angesehen, und in Wasser statt BWB mikroskopiert.
Die Sporen hier sind schon ziemlich perfekt globos. Es gibt kaum freie Sporen, also sind sie immer noch nicht ganz reif.
Als Durchmesser finde ich in Wasser 16-18 my. Das Ornament (kann ich nur in BWB beurteilen) ist 0.8 - 1.2 my hoch
Ich sehe viele kleine Guttulen.
hyperborea hätte wohl längere Haare.
minor hätte auch trifurcate Basen und Warzen mit heterogener Größe.
Damit scheint nichts gegen barlae zu sprechen.
Grüße,
Wolfgang
-
Wurde eigentlich schon der Typusbeleg aus Cuba sequenziert oder gibt es kein Material mehr ?
Hallo Thorben,
selbst wenn vorhanden, wäre der schon steinalt (1869). Mit den klassischen Sequenziermethoden geht da nix mehr.
Gruß,
Wolfgang
-
Hallo Felli,
als ich geschrieben habe "nicht so meine Kernkompetenz" meinte ich: "ich habe keine Ahnung"
Nein, ich weiß wirklich nicht was die Verwechslungspartner sind und wie ich sie abgrenze. Ich hatte nur den verlinkten Schlüssel benutzt.
Randhaare liefere ich hier nach, sie sind ca. 50/50 einfach oder bifurkat, ca. 200-400 my lang. Und jetzt?
Gruß,
Wolfgang
-
Hallo an alle,
Ascos sind ja nicht so meine Kernkompetenz, aber an dem Fund auf einem Extremstandort (nackter Keuperton durch natürlicher Erosion, NSG Altenburg bei Bettingen/Eifel) konnte ich nicht vorbeigehen.
Und jetzt sitze ich da mit einer Scutellinia, die einen Namen sucht.
Mit dem Schlüssel von ascomycete.org
https://ascomycete.org/Portals/0/Archives/AscomyceteOrg%2011-06%20297-308.pdf
komme ich bei S. barlae 'raus, aber da mir jede Erfahrung in der Gattung fehlt, bleibt natürlich eine gehörige Portion Unsicherheit.
Mag mir jemand die Bestimmung bestätigen oder korrigieren?
Grüße,
Wolfgang
-
Hallo Bläuling,
bei der zweiten würde ich fusiformis anzweifeln. Die ist viel größer, und deutlich büschelig (siehe Bild).
Wahrscheinlich gehört Deine zweite auch in das laeticolor-Aggregat wie die andere - da gibt es mehrere Arten die noch nicht getrennt wurden.
Grüße,
Wolfgang
-
Ich werde Kai mal fragen, ob sich die gefundene inopiliforme-Sequenz von ochreooprunuloides unterscheidet.
Hallo an alle,
zu der diskutierten Entoloma habe ich ein kleines Update.
Es gibt als "braune bloxamii" wohl (mindestens) zwei Arten: eine kleinsporige (im Mittel <= 7my) und eine mit großen Sporen (> 8 my).
Die kleinsporige hieß ochreoprunuloides oder luteobasis , wobei sich inzwischen herausgestellt hat, dass beide Typen genetisch identisch sind. Da luteobasis der ältere Name ist, hat er Priorität.
Für die großsporige gibt es nur den Namen inopiliformis. Auch wenn die Art laut Originalbeschreibung gelbbraun und faserschuppig ist, kann der Name laut Kai auch für andere Farbvarianten verwendet werden.
Jetzt habe ich von unserem Fund mal ein paar Sporen gemessen, und komme auf eine mittlere Länge von 7,5 my. Also bin ich genauso schlau wie vorher.
Grüße,
Wolfgang
Hier nochmal das Bild vom Pilz verlinkt:
-
Hallo Thorben,
das Aggragat kann ich bestätigen, aufgelöst ist es noch nicht.
Vielleicht nimmt AlexanderK noch Proben entgegen.
Gruß,
Wolfgang
-
Düngerlinge?
Hallo Stefan,
für Düngerlinge passt die Sporenpulverfarbe nicht.
Gruß,
Wolfgang
-
... ein toter Perlpilz, bei dem der Trockenheitsschaden dazu geführt hat, dass besonders die Lamellen röten??
-
Inzwischen weiß ich, dass der Beleg identisch mit dem Typus zu E. inopiliforme ist.
Hallo Alexander,
vielen Dank für die Info. Dass man scheinbar einen Weg gefunden hat, Bon'sche Typen zu sequenzieren, ist m.E. die beste Nachricht daran. Bisher war mein Wissensstand, dass die Belege von Bon alle zu heiß getrocknet wurden.
Ich werde Kai mal fragen, ob sich die gefundene inopiliforme-Sequenz von ochreooprunuloides unterscheidet. Wenn nein, wären die Namen einfach synonym. Wenn doch, stellt sich für den Feldmykologen die Frage, wie man die beiden Arten unterscheiden kann, da inopiliforme ja scheinbar auch dunkelbraun daherkommen kann.
Grüße,
Wolfgang
PS: Jetzt scheine ich unseren Fund ja auf jeden Fall sequenzieren zu müssen...
-
Hallo Alexander,
bei der Nr.15 vermute ich Entoloma inopiliforme. Das Bon'sche Taxon ist wenig bekannt und sieht mehr oder weniger wie eine braune Form von E. bloxamii
da ich den Namen inopiliforme nicht kannte, habe ich mal in FE5 und in der Bon'schen Originalbeschreibung nachgelesen. Laut Noordeloos ist bei inopiliforme der Haupt-Unterschied zu prunuloides die Faserigkeit der Huthaut, und nicht die Grundfarbe. Auch Bon beschreibt einen faserigen Hut ("ähnlich einer Inocybe"), und eine gelblich-braune, manchmal sogar olive Hutfarbe.
https://drive.google.com/file/…s4ed8wz-Pyd9KIEzf7xC/view (Seiten 19+20)
Beides trifft auf unseren Fund nicht zu!
"Braune bloxamii", die wir hier ohne Zweifel haben, wurden von Arnolds&Noordeloos "E. prunuloides var.obscurum" genannt, bevor sie nach Sequenzierung zu einer eigenen Art E. ochreoprunuloides umkombiniert wurden.
Falls das Bon'sche Taxon "inopiliforme" wieder gefunden und sequenziert wird, und sich genetisch als identisch zu ochreoprunuloides herausstellen sollte, hätte der ältere Name von Bon natürlich Priorität.
Für unseren Fund würde ich bis auf weiteres bei E. ochreoprunuloides bleiben. Dass darüber hinaus auch eine gelbbraune, faserige "E. inopiliforme" existiert, die genetisch ebenfalls eine gute Art ist, kann natürlich trotzdem sein.
Grüße,
Wolfgang
-
Ich würde den gelben Knolli als eher harmlos einschätzen, ebenso wie übrigens auch A. franchetii
Beim Gelben gehe ich mit, der wird nach meiner Kenntnis in Osteuropa folgenlos gegessen.
Bei franchetii feht einfach die Erfahrung, wäre also Speisewert unbekannt. Vielleicht gibt es hier ein paar Selbstversuchler?
Grüße,
Wolfgang
-
Hallo Tami,
auch Du hast einen Beutelstäubling.
Lycoperdon lividum, den Du Grauen Stäubling nennst, ist sehr viel kleiner und wächst auf Trockenrasen.
Gruß,
Wolfgang
