Hi beli,
eigentlich haben die beim Auffinden immer schon irgendwo braune Flecken, vlt. mal von extrem jungen Mini-Exemplaren abgesehen. Das intensiviert sich nach dem Anfassen dann noch recht schnell - ein Kollektionsbild ohne braune Verfärbungen würde man glaube ich gar nicht hinbekommen, wenn man die Pilze normal entnimmt.
Hier ein Beispiel direkt nach Entnahme zusammengelegt:
LG.
Hi beli,
hm ok. Ich bin nach dem Artikel von Christoph gegangen bei dem eine strenge Bindung an Laubbäume vermutet wurde - die Kollektionen hier sind auch aus dem Laubwald, die sequenzierten hier ebenfalls und alle Funde aus DE mit erfasstem Baumpartner sind ebenfalls Laubbäume. Dass die in Österreich in höheren Lagen unter Nadelbäumen wachsen sollen war mir nicht bekannt.
Vielleicht hat Christoph noch eine Einschätzung dazu - in meinen Habitaten gibt's generell nur C. ferruginascens - für andere Arten müsste ich weiter raus fahren.
LG.
Hi beli
laut Literatur
Zitat
"Der Rostfleckige Pfifferling (Cantharellus ferruginascens) wächst als Symbiosepilz vor allem in Mischwäldern, gerne unter Eichen, Buchen und Kastanien, aber auch bei Fichten und Tannen, "
Welche Literatur? Dein Link führt zu einer google Suche nach Cantharellus ferruginascens.
Bei meinen Kollektionsbildern sind selbst bei frisch gepflückten deutliche braune Stellen zu erkennen, die ich bei deinen nicht sehe, daher die Zweifel, neben der Ökologie. Die Art bräunt ziemlich stark, das sollte schon auffallen.
Hier links eine gelbliche Kollektion, rechts eine sehr helle. Beide aus einem reinen Laub-Auwald, vermutlich zu Eiche gehörig, Nadelbäume gibt's hier keine.
LG.
Hi beli.
mein Fund aus reine Fichtenwald
Bräunen die denn auch? C. ferruginascens wächst nach derzeitigem Wissensstand im Laubwald - ich finde die bei mir im Auwald unter Eiche. Im Nadelwald wäre ungewöhnlich, siehe verlinktes Paper von Christoph.
LG.
Hi.
Spannende Bilder, Danke fürs Zeigen.
Nummer 8 ist sicher keine Marone, sondern eine Phlebopus Art - ist die einzige mir bekannte Röhrlingsgattung bei der man die Fruchtkörper züchten kann.
LG.
Hi.
Psilocybe semilanceata sieht makroskopisch völlig anders aus und wächst wie du sagst nicht auf Dung. Ich würde da bei Deconica weiter suchen.
LG.
Hi.
Zwischendrin ist glaube ich noch ein Falscher Pfifferling mit reingerutscht.
LG.
Hi Oliver,
öhm, ja so kann man es natürlich einfach machen. Danke, habe ich eben so eingefügt in die Vorlage!
LG,
Schupfi
Hi.
ich benutze ebenfalls wie Oliver Micam, suche mir per LiveView einen passenden Bildausschnitt - messe dort die ordentlich liegenden Sporen und wiederhole das bis ich so 20-30 Sporen gemessen habe. Die Werte werden dann in eine Excel exportiert - sieht dann so aus:
Die Werte kopiere ich dann in eine Excel-Vorlage, die ich mir erstellt habe, um automatisch den gängigen Sporenmaß-Output zu erhalten, kann man sich hier runterladen und ggf. anpassen.
Ist noch nicht ganz ideal - den N-Wert muss ich manuell eintragen, da ich nicht immer genau 30 Sporen messe. In Excel 2016 habe ich nicht rausgefunden wie ich es schaffe den letzten Wert aus Spalte A automatisch bei "N=" ausgeben zu lassen. Falls jemand weiß wie das geht, gerne Hinweis an mich.
Und falls über Zeile 37 noch leere Felder sind muss man die noch fix löschen, da sonst die Qav-Berechnung einen Fehler ausgibt.
Um es für mich perfekt zu machen hätte ich eigentlich gerne noch die Mittelwerte aus dem Sporenmaß automatisch fett gedruckt, aber scheinbar kann man in Excel leider nicht Teile einer Formelausgabe in der selben Zelle fett drucken. Dazu müsste ich die Ausgabe glaube ich über mehrere Zellen strecken - war mir dann letztlich doch nicht so wichtig.
Nur Standardabweichungen habe ich dabei halt nicht.
LG,
Schupfi
Input habe ich keinen, aber der Thread ist sehr unterhaltsam, wie er sich bis hin zum patentierbaren Täublingskristallhalter aus selbstgezüchteten Kristallen entwickelt hat.
Tolle Nerd-Quest das Ganze!
LG,
Schupfi
Hi Karl,
noch nie von gehört - Danke fürs Zeigen! Sieht ja aus der Ferne und abgeregnet einer Telamonie nicht unähnlich, nach denen ich mich kaum bücke. Da helfen solche Posts mal den Blick zu schärfen.
LG,
Schupfi
Ich habe mal Ischnoderma resinosum (Laubholz-Harzporling) ergänzt, da ich den heute mal verkostet habe und ich den als recht brauchbar empfunden habe (nur den weichen Rand nehmen, wie beim Schwefelporling). War allerdings gemischt mit Austernseitlingen und keine reine Einzelverkostung. 
LG,
Schupfi
Hi.
Würde ich wohl erstmal bei Hebeloma verorten?
LG.
Hi.
Der letzte sollte Hypholoma marginatum sein.
Ossicaulis kenne ich mit deutlich engstehenderen Lamellen, die auch nicht so weit am Stiel herablaufen. Außerdem riecht er halt enorm mehlig, denke daher das ist was anderes. Vielleicht Neolentinus adhaerens, aber da bin ich mir sehr unsicher, hatte ich selbst noch nie.
Pilz Nummer 1 hätte ich in dem Zustand vorsichtig wieder in den Wald geworfen, ich glaube da lohnt keine Spekulation mehr.
LG.
Huhu.
Ich würde dieses Jahr auf der Tribüne Platz nehmen, freue mich aber wie immer auf die Kopfnüsse.
LG.
Hi.
Danke an alle für die weiteren Hinweise, Links und Vergleichsbilder!
Die Nr. 17 habe ich noch rausbekommen - hatte stachelige Sporen, dürfte also C. helvola sein.
LG,
Schupfi
Hi.
Schöne Funde, Danke fürs Zeigen. Den fraglichen Milchling hätte ich wie Jörg, nicht beim
Rosascheckigen Milchling einsortiert. Für mich sieht das eher nach roter Milch statt rosa Lamellen aus und ich würde den bei den Reizkern verorten. L. sanguifluus hatte ich noch nie in der Hand, darf aber wohl so rötliche Töne haben.
Die im letzten Post sind typische L. controversus.
LG.
Das hier war mit so einer BresserCam (war beim Mikro dabei, keine Ahnung ob es da neuere Versionen gibt):
Der Bildausschnitt war enorm klein, was mich sehr genervt hat beim Sporen messen. Der Dreck oben rechts war inklusive und ging auch nicht weg.
Habe das Teil dann verschenkt.
Schnappschüsse bei denen ich nicht messen muss, mache ich auch mit Handy durchs Okular, reicht mir völlig und geht schneller.
Messungen nur mit dedizierter Mikro-Kamera.
LG.
Hi Karl,
die Übersetzung, die mir zuerst angeboten wurde war sehr kreativ...ich hab's jetzt nochmal durch DeepL geschickt, da macht der Text etwas mehr Sinn. 
LG.
Trockener Frostschneckling?
Hi.
Danke euch!
Die Sporen sind ein wenig klein für die Art, Form passt aber gut:
Die ChZ sind extrem vielgestaltig:
Ich denke ich packe die als G. xerophila in die Kartierung.
LG,
Schupfi
Hi.
Danke euch beiden!
Der linke FK war leider nicht sehr sporulierfreudig. Ich habe lediglich 4 Sporen im Abwurf finden können, alle hyalin (unreif?) zwischen 90-100um ohne Septierung.
Den Rest gucke ich im Winter dann nochmal an.
LG,
Schupfi
Hi.
Die hier ist mir heute auf einem mageren Rasen über den Weg gelaufen. Im Feld hatte ich keine wirkliche Idee, jetzt habe ich daheim rumgelesen und denke es ist eine Gattung, die ich noch nicht hatte.
Das hier waren die Pilze.
Bäume waren keine in der Nähe. Man sieht auf dem Foto aber eine gelblich verfärbte Schildflechte. Hier habe ich dazu was gefunden und vermutlich wird die Art Gamundia xerophila ja perspektivisch mal von G. striatula in der Nadelstreu unterschieden werden.
Kennt jemand Gamundia xerophila zufällig von eigenen Funden?
Schaue mir morgen noch die Sporen an und gucke nach Zystiden.
LG,
Schupfi
Hi Thorben,
den linken FK hatte ich nicht eingesammelt, da war sogar mir im Feld bewusst, dass das was anderes ist. Der Abwurf ist von einem der rechten 3 FK.
Bei den Mikrobildern ist die Größe nicht zwangsweise gut vergleichbar, da das erste mit Mikro-Cam gemacht ist und die danach nur durchs Okular geknipst mit dem Handy.
LG,
Schupfi
Hi.
Bevor der Frost zuschlägt habe ich mir heute noch etwas Material für den Winter gesammelt.
Unter anderem diese Kollektion Geoglossum, wegen schwindendem Licht nur fix abgelichtet und eingepackt. Beim Sichten des Fotos fällt aber auf, dass die ja schon sehr unterschiedlich aussehen, obwohl sie alle beisammen standen.
Sind das nur unterschiedliche Entwicklungsstadien? Hatte ja letztens scheinbar schon mal eine Mischkollektion erwischt...
Mit der Handlupe sieht man bei allen am Kopfteil winzige kleine Härchen, am Stiel sehe ich hingegen keine. Ist das dann trotzdem Trichoglossum?
Danke.
LG,
Schupfi
