Hallo Jörg
Suillus placidus kenne ich gut und den kannst du hier aus meiner Sicht ausschliessen. Mein erster Gedanke war auch Suillus collinitus und ich glaube du hattest vor Ort eigentlich schon richtig eingetütet. 
S. bellinii kenne ich um ehrlich zu sein kaum.
LG
Benjamin
Hallo Karl
Vielen Dank für deine Einschätzung.
LG
Benjamin
Hallo zusammen
Vielen Dank für die Antworten.
Ja, ich denke das Gesetz wird von sehr vielen Pilzfreunden nicht ernst genommen.
Ehrlich gesagt ergibt es für Fruchtkörper ja auch nur sehr begrenzt Sinn. Leider muss man selbst studierte Biologen daran erinnern, dass die Entnahme eines Pilzfruchtkörpers den Pilz-Organismus nicht schädigt. Man schützt ja auch keinen Apfelbaum, indem man das Ernten reifer Äpfel verbietet. Natürlich ist die Sinnlosigkeit einer gesetzlichen Regelung keine Entschuldigung, sich nicht daran zu halten.
Vielen Dank auch dir Wolfgang, ich schätze deine Beiträge immer sehr. Dass das Gesetz zum Grossteil wenig Sinn ergibt sehe ich natürlich auch, aber es ist eben nun mal Gesetz. Ich finde die Schonzeit vom 1. bis 10. jeden Monat hier auch ziemlich sinnlos, dennoch ist es leider ein Gesetz und ich sollte mich daran halten. Wegen den Speisepilzen wäre es mir egal, aber es ärgert mich, dass ich in dieser Zeit keine Pilze zur Untersuchung entnehmen und damit vieles auch nicht kartieren kann.
Für Ausnahmegenehmigungen besonders geschützter Arten ist in der Regel die obere Naturschutzbehörde eines Bundeslandes zuständig. Wie die das handhabt, ist von Bundesland zu Bundesland sehr unterschiedlich. In der Regel wollen die Behörden als Gegenleistung eine Kopie der Untersuchungsergebnisse.
Das mit der Kopie der Untersuchungsergebnisse geht ja noch, dennoch kann ich mir gut vorstellen, dass das ein ziemlicher bürokratischer Aufwand ist, den sich nicht jeder antun will. Ich bin jedenfalls froh, dass die Liste an geschützten Pilzen bei uns überschaubar ist und ich z.B. Saftlinge jederzeit auch entnehmen und untersuchen darf.
Wenn dann der Fruchtkörper am Fundort belassen wird, war es bestimmt nicht erlaubt, den abzumachen, aber das kriegt ja normalerweise niemand mit.
Also wo kein Kläger, da kein Richter. 
Aber rein nach Gesetz wäre es illegal. Ich finde es ja auch schön, dass hier Funde präsentiert werden und es schadet sicher nicht im geringsten, wenn bei einer Gruppe Saftlinge mal einer entnommen und von unten fotografiert wird. Streng genommen darf ich während der Schonzeit nicht einmal ein kleines Stück Hut herausbrechen, um z.B. nach Cheilo- und Pleurozystiden zu schauen oder mir ein paar Sporen anzuschauen. Ich muss dann eigentlich ins benachbarte Österreich ausweichen. Ob es sinnvoller ist, dass ich dann dort kartiere, statt in der Schweiz? Ich denke nicht. Vielleicht versuche ich für nächstes Jahr mal eine Ausnahmebewilligung zu erhalten, aber bei unserem Kanton könnte ich mir vorstellen, dass das auch ein bürokratischer Kraftakt wird. 
Manche haben vermutlich eine Entnahmegenehmigung (ich habe beispielsweise seit einer Woche und bis Ende November dieses und nächstes Jahr eine für ein Heide-Naturschutzgebiet hier in der Nähe und werde bestimmt mal eine Frage einstellen). Die Genehmigungen sind unterschiedlich schwer zu bekommen. Mich käst es immer noch an, dass Hessen sehr streng ist. Denn der Wald, in dem ich als Kind immer gespielt habe, war damals ein Truppenübungsplatz und ist jetzt Naturschutzgebiet. Das würde ich gerne genauer erkunden und kartieren, aber meine Anfrage wurde abgelehnt - egal, was dabei herauskäme, würden sie den Pflegeplan sowieso nicht ändern, und deshalb finden sie das nutzlos.
Freut mich, dass du so eine Genehmigung erhalten hast. Das macht ja auch Sinn. Ich verstehe irgendwie nicht, warum du in Hessen keine erhältst, es sollte doch auch für sie interessant sein, was in dem Gebiet alles an Pilzarten wächst.
Manche der Beiträge stammen bestimmt aus Österreich oder der Schweiz, wo es mW solche Vorschriften nicht gibt (lasse mich gerne korrigieren).
Bei uns in der Schweiz gibt es zwar ein paar geschützte Arten, aber die sind überschaubar (12 Arten) und Saftlinge gehören nicht dazu. Für alle, die es interessiert, ist hier die Liste zu finden:
Vapko – Geschützte Pilze in der Schweiz
In Österreich weiss ich es gerade nicht, vielleicht kann das ja noch jemand ergänzen.
Und manchen ist es bestimmt einfach egal, weil sie die Vorschrift nicht kennen oder schwachsinnig finden. Und es präsentiert ja hier niemand ein Foto von einem Korb voller Saftlinge o. ä., sondern mal einen oder zwei Fruchtkörper.
Wo sie ja zu einem Grossteil aus meiner Sicht auch recht haben. Ich hoffe ich werde hier nicht falsch verstanden: Ich möchte nicht diejenigen kritisieren oder an den Pranger stellen, die hier hin und wieder ein paar Saftlinge präsentieren, im Gegenteil, ich lese die Beiträge ja auch gerne, aber mich hat es einfach mal interessiert was die Gründe dafür sind.
LG
Benjamin
Hallo Ditte
Hi Benjamin, also das hilft alles nicht weiter. Wichtig ist u.a. wie die Hymenialzystiden (am besten die Pleuros) in der Mehrheit ausschauen, dafür müssen viel viel mehr geprüft werden, dann wie die Caulos ganz oben, also direkt unterhalb der Lamellen aussehen usw. ich fürchte, das wird so nichts... ich kann das aufgrund der paar Bilder nicht einschätzen. Ich würde die Kollektion sequenzieren lassen.
Vielen Dank für die Antwort. Ja, das habe ich mir gedacht. Ich könnte natürlich nochmal verschiedene Pleuros anschauen, aber jetzt ist der Fund ja ohnehin mal zur Sequenzierung eingeschickt und ich habe noch einiges an anderen Arten, die auch noch Mikroskopiert werden möchten. Bezüglich der Caulos war ich eigentlich schon der Meinung, dass diese von ganz oben sind. Ich habe den Stiel herausgeschnitten und dann ganz oben eine dünne Schicht Stielhaut entnommen. Der Stiel war aber bei der zweiten Untersuchung schon getrocknet.
Was deine Frage zu der neuen Art angeht, die ich NICHT beschreiben werde:
Die Frage wurde zwar nicht von mir, sondern die von meinem Namenskollegen Benjamin Bihlerben gestellt, aber deine Antwort war auch für mich interessant.
Nachtrag: zu posterula sollte man die drei sequenzierten Kollektionen von Hias anschauen, da sind schöne für die Art typische Mikrobilder dabei, und die Sporen sind auch typisch. https://www.interhias.de/schwa…n/galerie/artenindex.html
Ja, die Seite von Hias ist wirklich sehr gut. 
Mir kommen die Sporen bei mir am Apex stumpfer (rundlicher) und daher etwas anders vor als bei den Fotos von Hias zu I. posterula, aber das ist nur meine Einschätzung.
Ich melde mich, wenn ich etwas neues weiss.
Vielen Dank und LG
Benjamin
Hallo zusammen
Man sieht doch unter anderem hier im Forum häufig, dass Saftlinge präsentiert und auch entnommen/untersucht werden. Mich würde daher mal interessieren, an was das liegt:
Wird das Gesetz von vielen nicht so ernst genommen?
Gibt es Ausnahmebewilligungen und erhält man so eine relativ einfach?
Dürfen Mitglieder eines Pilzvereins vielleicht ein, zwei Stück zwecks Bestimmung entnehmen?
Etwas von diesen drei Möglichkeit oder vielleicht eine Mischung aus allen muss es ja eigentlich sein, oder? Wäre schön, wenn mir das mal jemand erklären könnte.
Danke und LG
Benjamin
Guten Abend Sushi
Sehr gern. Der hat heute einen ziemlichen Lärm gemacht, bis ich ihn aber endlich mal gefunden hatte, dauerte es noch eine ganze Weile.
LG
Benjamin
Dreizehenspecht
LG
Benjamin
Hallo nochmal
Ich war heute nochmal am Fundort. Ich habe nochmal genau darauf geachtet, was in der Nähe wächst, aber werde nicht so ganz schlau. Es hat Preiselbeeren in der Nähe (bei den anderen Pflanzen bin ich leider nicht so gut im Erkennen) und folgende Pilzarten: Cantharellus cibarius, Tricholoma vaccinum, Cortinarius stillatitius, Clavariadelphus truncatus, Albatrellus ovinus, Tricholoma virgatum
Es wachsen Arten die saure Böden lieben und solche die basische Böden lieben, deshalb finde ich das Gebiet dort auch interessant. Hier hilft es so aber leider nicht gerade viel weiter. Jedenfalls habe ich den Fund gerade zur Sequenzierung eingeschickt und sobald ich etwas neues weiss, melde ich mich wieder.
LG
Benjamin
Hallo zusammen
Letzte Woche konnte ich noch einen schönen Saftling finden. Der Hut ist beim Kusstest etwas klebrig, der Stiel trocken. Der Geruch und Geschmack war für mich ziemlich neutral. Der Hut hat einen Durchmesser von etwa 3.5cm. Mit dem Schlüssel im Boertmann komme ich auf den Kirschroten Saftling - Hygrocybe coccinea. Das Lamellentrama müsste subregular sein und das meine ich unter dem Mikroskop auch so zu sehen (siehe Foto unten). Zur Sicherheit möchte ich aber doch gerne noch hier nachfragen, da ich weiss, dass sich hier viel Saftlingsfans bzw. -kenner tummeln.
Lamellentrama:
Vielen Dank im Voraus und LG
Benjamin
Hallo zusammen
Gibt es eigentlich irgendwo eine aktuelle und verlässliche Liste, welche Pilze wie belastet sind?
Im "Mykologische Notfalldiagnostik" von Flammer gibt es eine Liste "Mit Schwermetallen belastete Problempilze". Die Liste ist aber online nicht abrufbar und nur im Büchlein selbst du finden.
Mal lese ich, dass man Champignons nicht sammeln soll, mal, dass Steinpilze sich mit Quecksilber anreichern, Südwald lässt Semmelstoppel im Wald...usw
Auf der Liste im Flammer sind unter den 24 aufgeführten Pilzen 8 Champignons. Der Steinpilz steht übrigens wegen Quecksilber auch auf der Liste, allerdings mit dem Hinweis, dass es dort von der Bodenbelastung abhängig ist. Zudem enthalten Steinpilze viel Selen, was gut ist, da es, Quecksilber bindet und so dessen toxische Wirkung abmildert. Semmelstoppelpilze sind übrigens nicht auf der Liste. Ich denke diese sind eher radioaktiv belastet und das ist wahrscheinlich auch wieder gebietsabhängig, genau weiss ich es aber auch nicht.
Ist es nicht eher so, dass alle belastet sind und es einfach an der Verzehrmenge liegt, mit der man sich schützen kann?
Ja, eine gewisse Belastung haben eigentlich alle Wildpilze, daher gibt es ja auch eine Empfehlung zum Konsum von im Durchschnitt maximal 250g pro Woche. Dennoch sollte man sich überlegen, ob man wirklich so extrem hoch belastete Pilze, wie z.B. Agaricus urinascens oder ähnliche noch essen möchte und ob es das wirklich wert ist. Zu den Champignons hat übrigens Christoph mal einen hervorragenden Beitrag geschrieben. Der Beitrag ist nur noch über die Wayback Machine erreichbar, da das Forum umgezogen ist und ich nicht weiss, wo er im neuen Forum ist. Aber hier kannst du ihn lesen, einfach zum letzten Beitrag von Christoph runterscrollen: https://web.archive.org/web/20…de/index.php?topic=1765.0
LG
Benjamin
Hallo Kathl
Erstmal herzlich willkommen im Forum. Die Zeichnungen sehen wirklich sehr schön aus. Kannst du uns die Technik bitte noch etwas genauer erklären. Wie funktioniert das mit diesen Punkten, wo liegt die grösste Schwierigkeit, wie bist du auf diesen Stil gekommen, bzw. wie hast du das gelernt? Es interessiert mich, da ich diesen Zeichnungsstil bisher noch nicht kannte.
Viel Spass im Forum und LG
Benjamin
Hi Raphael
Vielen Dank für den schönen Beitrag, für den du ja einiges leisten musstest. Bei mir wäre pilztechnisch eigentlich ziemlich viel los, aber es ist Schonzeit. 
Am Sonntag gehe ich aber wahrscheinlich über die nahe Grenze und schau mich dort mal um, ist ja nur etwa 10min entfernt. Heute habe ich mal Ordnung mit meinen ganzen Exsikkaten gemacht und alle etikettiert, sonst verliere ich langsam den Überblick.
Ich hoffe du findest bald wieder mehr. Vielleicht haben wir ja in Escholzmatt mehr Glück.
LG
Benjamin
Liebe Ditte
Vielen Dank für deine tolle Antwort. Ich hätte jetzt nicht damit gerechnet, dass du so schnell hier bist.
Ich habe eigentlich schon versucht alle Merkmale so gut es geht abzugleichen. Aber ich bin ja auch noch Laie und hin und wieder eben ein bisschen ein Sturkopf. Gerne gebe ich noch ein paar Infos dazu:
Zuerst vielleicht zum Boden, ob basisch oder sauer. Das ist in diesem Gebiet nämlich oft nicht so einfach zu sagen, da es immer wechselt. Jedenfalls waren die Funde, die am nächsten lagen Albatrellus ovinus und Tricholoma vaccinum. Ich hab mal nachgeschaut, das sollte dann ja in diesem Bereich eher auf basischen Boden hindeuten, oder?
Pleurozystiden waren die meisten um die 50 x 14. Die Länge reichte von etwa 45-73, die Breite von 13-20. Hier noch ein Foto der längsten Pleurozystide, die ich gesehen hatte:
Hier noch ein Foto der Pleuros:
Gemessen habe ich etwa 6 Stück. Falls es helfen sollte, könnte ich aber sicher noch mehr messen.
Hier ist noch ein weiteres Bild der Cheilozystiden:
Ich habe noch ein paar Sporenfotos durchgeschaut und für mich wirkt der Apex da eigentlich immer stumpf, aber das ist nur meine laienhafte Einschätzung.
Ich habe gestern ja eine Weile nach diesen gegabelten Kaulos gesucht und mir sind dabei eigentlich keine besonders langen Kaulos aufgefallen. Ich habe dabei noch zwei Übersichtsbilder der Kaulos mit dem 10x gemacht. Ich weiss nicht ob das etwas hilft:
Soll ich noch weitere Infos sammeln? Noch mehr Pleuros oder Cheilos genau anschauen? Fall du noch etwas wissen müsstest, gib mir bitte einfach Bescheid.
Vielen Dank nochmal und LG
Benjamin
Hallo Raphael
Ich bin nicht sicher, ob die Kombination aus seqmentiert und gegabelt wirklich den Unterschied macht...
Aber das schreibt doch Ditte in der Antwort zu deinem Thread, oder?
Zitat von DitteGegabelte Zystiden kommen immer mal vor, aber das besondere bei cygnea ist ja die Verbindung mit diesen oft leicht dickwandigen segmentierten auffälligen hyphoiden Elementen.
Ich verstehe ihre Aussage so, dass die auffälligen Elemente septiert und gegabelt sein müssen. Es reichen keine einfachen, septierten Elemente, sondern sie müssen septiert und gegabelt sein, so wie eben der Ausschluss von I. posterula im Mycologia Bavarica steht:
Zitat von Mycologia Bavarica(I. posterula) hat fehlende segmentierte dünn- oder dickwandige, sich gabelnde Elemente bei den Caulozystiden
So hätte ich das verstanden und solche Elemente sehe ich in deinem Thread nicht. Hast du denn solche gefunden und dokumentiert? Auch sehen die meisten Kaulozystiden bei mir anders als auf deinen Fotos aus und die meisten haben Kristallschöpfe:
Tja, wenn ich von etwas überzeugt bin, verteidige ich meine Überzeugung meist ziemlich stark, ist aber nie böse gemeint. Ich glaube das haben andere User auch schon mitbekommen. Ansonsten müssen wir wohl entweder auf das Ergebnis der Sequenzierung oder auf eine Aussage von Ditte warten.
Jedenfalls danke ich dir nochmal vielmals für die Hilfe.
LG
Benjamin
Servus Hias
Vielen Dank, dass du dir die Zeit genommen hast dein Vorgehen zu beschreiben. Das hilft mir wirklich sehr und ich werde es in Zukunft auf jeden Fall mal so ausprobieren. Ich muss noch so viel lernen, aber solche Tipps helfen mir dabei immer Schritt für Schritt weiter.
LG
Benjamin
Hallo zusammen und danke für die Antworten
Hier hat Raphael diese Art gut Dokumentiert, bei ihm sieht man diese Gabelung sehr gut.
Ich denke auch das es passen könnte.
LG Andy
Danke Andy, diesen Thread habe ich mir gestern nachdem ich den Beitrag geschrieben hatte auch nochmal durchgelesen und mein Fund unterscheidet sich aus meiner Sicht aber zu Raphaels I. posterula. Ich gehe unten näher darauf ein.
mein Respekt, dass Du Dich an die aktuelle Front der Inocyben-Forschung wagst!
Jetzt hast Du eine begründete Hypothese.
Der logisch nächste Schritt wäre, diese Bestimmung mit einer unabhängigen Methode abzusichern, also eine ITS Sequenz anfertigen zu lassen.
Niemand wird Dir heute mit Sicherheit sagen können, ob verzweigte Zystiden nicht selten auch bei anderen Arten der Gruppe auftreten können, oder ob es vielleicht sogar noch weitere, bisher unentdeckte Arten in der Gruppe gibt.
Danke dir Wolfgang, es macht mir eben Spass Dingen auf den Grund zu gehen, auch wenn ich noch so viel lernen muss und vieles noch nicht verstehe. Ich denke schon, dass ich eine Sequenz machen lasse, I. cygnea wäre immerhin, soweit ich weiss ein Erstfund für die Schweiz (ausser Raphael kommt mir noch zuvor ).
In diese cygnea-Falle bin ich auch getappt
Diese zweiköpfigen Zystiden wirken wie ein arttypisches Merkmal, aber die anderen Arten können auch welche haben.
In dem Thread den Andy verlinkt, war es I. posterula und nicht cygnea. Und meine sambucella hatte auch welche.
Ditte schreibt im anderen Thread, dass die Gesamtheit der Mikromerkmale passen muss, die Makroskopie ist sekundär. Genau das macht die Gruppe so schwierig.
Vielen Dank auch dir nochmal für die Antwort, Raphael. Aus meiner Sicht sind es aber eben genau die Punkte, welche Ditte in dem von Andy verlinkten Thread aufführt, welche meine Hypothese von I. cygnea stützen. Mein Fund hatte weisse Lamellen. Dazu bitte die Fotos vom Fundort beachten, die anderen wurden erst 2.5 Tage nach der Entnahme gemacht. Hier sieht man es nochmal schön:
Dann möchte ich zu diesen gegabelten Elementen bei den Kaulozystiden kommen. Bei meinem Fund gibt es einfache zweiköpfige Elemente, wie in meinem ersten Foto vom letzten Beitrag. Im Mycologia Bavarica steht aber nicht nur, dass diese gegabelt sein müssen (um z.B. I. posterula ausschliessen zu können), sondern: "fehlende segmentierte dünn- oder dickwandige, sich gabelnde Elemente bei den Caulozystiden."
Im zweiten Foto sieht man aus meiner Sicht aber, dass diese bei mir vorhanden sind. Dort ist nämlich nicht nur eine einfache gegabelte Zystide zu sehen, wie im verlinkten Thread (zu I. posterula) oder in meinem ersten Foto, sondern man sieht ein gegabeltes und septiertes Element. Nach dem Lesen des Beitrags von Ditte habe ich es zumindest so verstanden, dass man für I. cygnea solche Elemente finden muss. Hier nochmal das Foto:
Dann möchte ich noch kurz auf den Hutdurchmesser zu sprechen kommen. Ich konnte zuerst leider nirgendwo eine detaillierte Beschreibung zu I. posterula finden, aber im Thread von Raphael ist dieser ja gut dokumentiert. Dort wird der Hutdurchmesser mit bis 2cm beschrieben, meine Pilze sind aber grösser und passen eigentlich genau in den für I. cygnea beschriebenen Rahmen von 20 - 45mm:
Zum Stiel wird erwähnt, dass dieser manchmal an der Basis verdickt ist. Auch das passt optimal zu meinem Fund.
Zu guter Letzt möchte ich noch kurz auf die im Artikel beschriebenen Fundorte zu sprechen kommen. Da ich direkt an der Grenze zu Österreich wohne, fand ich es schon auch noch spannend, dass alle dort erwähnten Funde in Österreich gemacht wurden, davon einer nur etwa 60km Luftlinie von mir entfernt in Rieden (Reutte).
Für mich spricht also hier wirklich sehr vieles für Inocybe cygnea. Ditte scheint momentan leider viel zu tun zu haben und ist leider nicht im Forum unterwegs, aber vielleicht wirft sie ja in nächster Zeit mal noch einen Blick hier ins Forum und kann noch etwas dazu sagen.
Danke nochmals und LG
Benjamin
Hallo zusammen
Vielen Dank für die Antworten.
Danke dir Raphael nochmal speziell für die ausgezeichneten Links, du hast mir damit wirklich sehr geholfen. Irgendwie möchte man sich einfach nicht mit Geophylla-Aggregat zufrieden geben.
Ich bin sämtliche bei Verwechslungsmöglichkeiten aufgeführten Pilze durchgegangen und habe versucht einen nach dem anderen auszuschliessen. Das hat dann so ausgesehen:
Inocybe bellidiana
→ falsches Habitat (Laubbäume), zu
zierlich
Inocybe cygnea → möglich, aber Geruch unauffällig (bei mir spermatisch) und Stiel schmaler
Inocybe
elysii →
andere Farbe, Sporen kürzer
Inocybe geophylla → eher nicht, da normalerweise keine gelbliche Tönung auf dem Hut
Inocybe
huijsmanii → falsches
Habitat (Laubbäume), zu
zierlich, keine Kaulozystiden
Inocybe
miranda →
falsches Habitat (Laubbäume), schmalere Sporen
Inocybe
nebularis → falsches
Habitat (Laubbäume), keine Kaulozystiden
Inocybe nivea → eher nicht, da zu zierlich
Inocybe
olivaceoviridis → Sporen kürzer
Inocybe
orionis → falscher
Geruch (schwach süsslich-aromatisch), Kaulozystiden kleiner
Inocybe posterula → eher nicht, da normalerweise keine gelbliche Tönung auf dem Hut
Inocybe sambucella → eher nicht, da oft komplett gelblich
Inocybe
oloris →
zu zierlich, Kaulozystiden unpassend
So hat meine Liste dann ausgesehen und ich wollte mir die fett gedruckten nochmal ansehen. Da Inocybe cygnea bei den meisten Merkmalen sehr passend erschien und für mich am vielversprechendsten aussah, wollte ich mir zuerst nochmal die Kaulozystiden ansehen und schauen, ob ich den zweiköpfigen Drachen irgendwo finde. Mit dem zweiköpfigen Drachen meine ich diesen Teil aus der Beschreibung der Kaulozystiden: "oft sich gabelnden hyphoiden, dünn- oder dickwandigen Elementen (siehe Mikrozeichnung rechts oben), teilweise mit Kristallen."
Habe ich mich vielleicht gefreut, als ich plötzlich folgendes Bild vor Augen hatte:
Damit schieden von den verbleibenden Kandidaten alle ausser Inocybe cygnea aus. Es passt fast alles perfekt, bis auf den Geruch, den ich bei meinem Fund als spermatisch wahrgenommen habe und zum anderen der Stieldurchmesser, der mit 2-3mm angegeben ist, bei mir aber eher 4-5mm ist. Ich hatte einen Pilz getrocknet, die anderen zwei dann erst etwa nach zwei Tagen im Kühlschrank untersucht. Kann es evtl. sein, dass der Geruch durch diese Lagerung intensiver geworden ist? Ich weiss nämlich, dass ich am Fundort kaum etwas gerochen hatte. Jedenfalls müsste sich mit diesen Kaulozystiden eigentlich Inocybe cygnea bestätigen lassen, wenn ich es richtig sehe, oder?
Vielen Dank nochmal und LG
Benjamin
Hallo zusammen, liebe Ditte
Kürzlich habe ich eine Gruppe Inocybe bei Fichte auf ca. 1800m gefunden und zur genaueren Untersuchung mitgenommen. Ich denke es müsste sich dabei um Inocybe geophylla handeln. Wenn ich denn richtig liege, würde mich interessieren, ob das dann I. geophylla s.str. wäre oder wieder nur eine Art aus dem Geophylla-Aggregat. Welche Arten gehören eigentlich zu diesem Aggregat oder ist das noch gar nicht genau definiert bzw. abschliessend geklärt? Hier mal die Fotos und mikroskopischen Details zu meinem Fund:
Sporen (29 gemessen): 9.0 µm (8.3–10.0 µm) × 5.6 µm (5.1–6.0 µm), Q = 1.62 (1.42–1.89)
Cheilozystiden:
Pleurozystiden:
Kaulozystiden:
Vielen Dank im Voraus und LG
Benjamin
Hallo Raphael
Alles anzeigenGute HDS-Schnitte sind m.E. eines vom schwierigsten. Je nach Konsistenz des Pilzes ist das eine ziemliche Herausforderung.
Oft funktioniert die gleiche Technik wie beim Lamellenschnitt, mit zwei aufeinanderliegenden (frischen) Rasierklingen.
Dabei muss man darauf achten, dass man wirklich schneidet und kaum drückt.
Und es gelingt halt längst nicht jedes Präparat.
Wir sehen uns ja in drei Wochen, dann üben wir das. Telamonien sind ein gutes Übungsobjekt dafür.
Vielen Dank. Dann bin ich ja beruhigt, dass das allgemein als ziemlich schwierig gilt und es nicht nur an meiner Unfähigkeit zu liegen scheint. Das mit den zwei aufeinanderliegenden Rasierklingen hatte ich auch schon versucht, aber das funktioniert bei mir eigentlich noch schlechter. Ich freue mich schon sehr auf den Kurs und dass wir das dann üben können.
Servus Hias
ja genau, über den Weißabgleich den Hintergrund neutralisieren. Ich habe gute Erfahrungen damit gemacht.
Ob das methodisch abolut korrekt ist, weiß ich nicht, aber ich denke, entscheindend ist, dass du es immer gleich machst, so dass du vergleichbare Ergebnisse hast.
Du kannst dir ja mal ein paar Dokus von mir durchschauen. Immer das letzte Sporenfoto ist in Melzers und mit neutralisiertem Hintergrund. Dadurch sieht man schon auf den Thumnails in der Übersicht sofort den Farbumschlag durch die dextrinoide Reaktion.
Super, vielen Dank. Das mit dem Weissabgleich werde ich nächstes Mal auf jeden Fall so machen. Bei dir sieht das ja super aus und man erkennt den Farbumschlag sehr gut.
Die HDS-Schnitte mach ich immer am Exsikkat, bei Telamonia sollte es aber auch bei Frischmaterial ganz gut funktionieren. Bei schleimiger Huthaut wie bei "Phlegmacien" oder vielen Milchlingen tut man sich am Exsikkat leichter, weil das Gewebe nicht "abhauen" kann. Ich mache die Schnitte mit nur einer Klinge und ohne Quetschen, aber da muss jeder seine eigene Technik herausfinden, die ihm am besten liegt.
Ich stelle mir das am Exsikkat eigentlich noch viel schwerer vor. Ich habe das einmal versucht und mir ist es damals sehr schlecht gelungen. Vermutlich sollte ich das doch noch ein paar mal üben. Eine kurze Frage noch. wie genau schneidest du das Stück HDS aus dem Exsikkat? Nimmst du den ganzen getrockneten Pilz/Hut und schneidest dann mit einer Rasierklinge senkrecht einen feinen Streifen heraus und legst diesen dann in KOH und mikroskopierst das dann? Falls du mir das noch ganz kurz beschreiben könntest wäre ich wirklich sehr dankbar.
Vielen Dank für die hilfreichen Beiträge und LG
Benjamin
Hallo zusammen
Vielen Dank für die tollen Beiträge, das hilft mir sehr.
Bei nur schwacher Dextrinoidität sind Vergleichsfotos, wie sie Benjamin erstellt hat, sehr nützlich, am besten (falls das technisch möglich ist) mit neutralisiertem Hintergrund. Feinere Unterschiede sieht man am besten am Sporenabwurf.
Du meinst einfach über den Weissabgleich den Hintergrund neutralisieren, oder? Das wäre bei mir problemlos möglich, habe ich mich aber nicht getraut, da ich dachte, dass ich dann die Farbe der Sporen mit verändere und so vielleicht keine richtige Einteilung mehr gemacht werden kann. Sollte ich also in Zukunft über den Weissabgleich den Hintergrund neutralisieren?
Und noch eine Anmerkung zur HDS-Struktur:
Es würde mich wundern, wenn die HDS bei der gezeigten Art wirklich "simplex" wäre. Ich wüsste auf Anhieb keine telamonioide Art mit einfacher HDS. Das Hypoderm kann man sehr leicht übersehen, wenn der Schnitt nur minimal zu dick ist. Auf dem gezeigten HDS-Fotos sieht man aber gut, dass keine grobe Inkrusationen oder Pigment-Placken vorhanden sind, was z.B. die Sektion Flexipedes ausschließt.
Vielen Dank für diese Anmerkung. Ich muss sagen, dass ich mir bei der HDS noch extrem schwer tue. Schon allein ein gutes Foto hinzubekommen, gelingt mir oft überhaupt nicht. Man muss ganz dünn schneiden, darf nicht zu viel quetschen, um die Struktur nicht zu verändern und muss dann das Gesehene noch richtig interpretieren. Kann man für die Interpretation (und vielleicht auch Präparation) irgendwo etwas nachlesen, damit man das Hypoderm erkennt oder hast du irgendwelche Tipps? Dafür wäre ich dir wirklich sehr dankbar.
Vielen Dank nochmal und LG
Benjamin
Vielen Dank. Es ist schon eine deutliche Reaktion zu sehen, vielleicht D3, oder was würdest du sagen?
LG
Benjamin
Hi Raphael
Vielen Dank für deine Antwort. Nein, FAN8 habe ich noch nicht versucht. Wie genau untersuche ich wie stark dextrinoid die Sporen sind? In Melzers unter dem Mikroskop?
HDS ist simplex:
Ich habe von der heutigen Tour den ganzen Kühlschrank voller Pilze. Eigentlich wollte ich doch noch ein bisschen netflixen und jetzt habe ich mir wieder so viel Arbeit ins Haus geholt.
LG
Benjamin
Hallo Petra
Danke für deine Idee, aber Cortinarius flexipes kenne ich schon, der Duft ist dort aber doch deutlich anders (nach Geranien). Vielleicht hat Günter noch eine Idee, aber vermutlich wird auch hier wieder nur eine Sequenzierung (hoffentlich) Klarheit bringen können.
LG
Benjamin
Hallo Raphael
Vielen Dank für deinen Input. Ich habe gerade mal alles zu Tr. badinensis durchgelesen. Das scheint wirklich super zu passen, nur die Sporen wären von der Länge her am unteren Ende. Die Cheilos und Pleuros passen aber optimal zu den Zeichnungen und Massen und auch die sonstige Beschreibung scheint sehr gut zu passen. Ich denke Klarheit wird aber nur eine Sequenzierung bringen. Ich denke ich schicke ihn mal zu Pablo, ich habe hier noch zwei, drei andere Sachen, die ich gerne Sequenzieren lassen würde.
LG
Benjamin
Hallo zusammen
Einen weiteren Fund habe ich vorgestern auf einem Baumstumpf gemacht. In der Nähe standen Fichten und Arven. Beim Schlüsseln komme ich zu Tricholomopsis flammula. Wäre schön, wenn ihr euch das mal anschauen könntet. Vielleicht kann Raphael Clavaria mal einen Blick darauf werden, da ich weiss, dass er T. flammula und auch weitere spezielle Tricholomopsis schon gefunden hat.
Sporen (34 gemessen): 7.0 µm (5.6–8.2 µm) × 4.6 µm (3.6–5.3 µm), Q = 1.54 (1.38–1.78)
Die Cheilozystiden sind zwischen 31 und 82 µm lang und zwischen 14 und 25 µm breit:
Ich habe auch zahlreiche Pleurozystiden gefunden. Im Beitrag von Raphael zu T. flammula habe ich gelesen, dass diese in Ammoniak knallgelb werden. Bei mir war das leider nicht so ausgeprägt: Einzelne schienen sich kaum zu verfärben, während andere aber auch deutlich gelb zu sehen waren:
Diejenigen, die sich deutlich gelb wurden, waren leider nicht so fotogen.
Vielen Dank im Voraus und LG
Benjamin
