Hallo Karl, hallo Günter
Vielen Dank euch beiden für die interessanten Ergänzungen. 
LG
Benjamin
Beiträge von ibex
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Hallo zusammen
Ich habe tatsächlich bei der Messung bzw. bei der Berechnung des Q-Wertes einen Bock geschossen (war erst meine 2. systematische Messung). Ich hatte den nicht für jede einzelne die ermittelt, sondern im Schnitt
.Jetzt nochmal, aber gründlich und einzeln gerechnet. Abwurf hatte ich nicht mehr, deshalb Quetschpräparat der Lamellenschneide.
Wenn du willst, kannst du meine Datei im Anhang verwenden. Da kannst du die Sporen eintragen und hast dann eine übersichtliche Darstellung. Ich bevorzuge die Schreibweise wie im Dokument "6.3 µm (5.7–7.2 µm) × 6.0 µm (5.3–6.8 µm), Q = 1.05 (0.95–1.15), 35 Sporen gemessen", aber das kannst du sonst ja noch so anpassen, wie du willst. Ich verwende LibreOffice, denke aber, dass es auch in Microsoft Office problemlos funktioniert.
Cortinarius ist bezüglich der Sporen eine sehr dankbare Gattung. Am einfachsten ziehst du einfach etwas Haarschleier (Cortina) unterhalb der Lamellen am Stiel ab und kannst diesen dann direkt unter dem Mikroskop untersuchen, ohne auf einen Sporenabwurf zu warten. Sporen im Quetschpräparat der Lamelle zu messen ist nicht zu empfehlen, da auch unreife Sporen enthalten sein können.Tricholomopsis Vielen Dank für die ausführlichen Informationen. Ich hoffe diese Ungenauigkeit im FAN 8 bei den genannten Arten ist da die Ausnahme und nicht die Regel. Normalerweise sollte es doch ein genaues und gutes Werk sein, oder? Übrigens finde ich es toll, dass du wieder so häufig hier im Forum unterwegs bist und uns mit deinem Fachwissen zur Seite stehst, vielen Dank dafür.
Vielleicht können die Gattungsspezialisten ja noch etwas zum Fund oben sagen, sonst wird es wohl einfach eine unbekannte Telamonie bleiben.
LG
Benjamin
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Hallo Steffen
Mit etwas Verspätung auch von mir noch alles Gute, vor allem aber viel Glück und Gesundheit zu deinem Geburtstag.
LG
Benjamin
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Hi Eddie
Vielleicht wäre für dich auch das Buch Essbare Pilze und ihre giftigen Doppelgänger: Pilze sammeln - aber richtig von Hans E. Laux und Andreas Gminder interessant.
Wichtig ist hier, dass du es unbedingt gebunden und nicht als eBook kaufst, weil es so gebunden ist, dass du Pilze direkt miteinander vergleichen kannst.Hier kannst du es mal anschauen:
https://www.amazon.de/Essbare-…rageCustomerReviewsAnchorLG
Benjamin -
Hallo zusammen
Hallo zusammen,
macht es nicht komplizierter, als es ist:
Landry et al. 2021 - Repertoire Cortinarius Quebec schreiben, dass der Holotyp von C. suberythrinus in der its mit C. vernus var. nevadavernus identisch ist.
Also, wie oben geschrieben wird er, soweit ich gesehen habe, im Flora Agaricina Neerlandica Volume 8 (2024) als Cortinarius inops mit den Synonymen C. suberythrinus, C. vernus var. nevadavernus, C. tenebricus, usw. bezeichnet. Vielleicht ist man sich da noch nicht einig und es gibt verschiedene Ansichten. Da bin ich aber überfragt, da könnten vielleicht die Cortinarien-Spezialisten Uwe Cortinarius , Hias Matthias oder Günter Mykollege_Günter etwas dazu sagen.
C. vernus findest du (auch wenn der Name verwirrt) im Herbst.
Laut FAN 8 stimmt diese Aussage aber nicht:
Cortinarius vernus:"HABITAT & DISTR. - Ectomycorrhizal. Especially in roadside verges and parks.
Associated with Quercus, Fagus, and Tilia. Fairly common in the Netherlands and Flanders.
Widespread in Europe, also known from North America, eastern Asia, and New Zealand.
Sept.-Nov., also reported in spring."
Die Erscheinungszeit für Cortinarius inops (C. suberythrinus, C. vernus var. nevadavernus) ist laut Buch sehr ähnlich:
"Sept.-Oct., elsewhere also recorded from Spring."Alles anzeigenDas Gleiche jeweils für die Breite. Das ist Mobbing für Brillenträger.
Kann aber natürlich sein, dass ich da beim Ablesen einen systematischen Fehler gemacht habe, werde ich die nächsten Tage mal überprüfen, heute komme ich nicht dazu.
LG Michael
Edit: Pilze Mitteleuropas sagt 7,5-8,5 x 5,0-6,0
Das würde also passen.
Normalerweise solltest du am Mikroskop auch mit Brille arbeiten können. Ob das bei deinem Modell auch geht, weiss ich leider nicht genau. Vielleicht kannst du Augenmuscheln für die Okulare kaufen, damit das klappt. Das kann dir aber hier sicher jemand genauer sagen.
Bezüglich der Sporen ist es nicht unbedingt die Grösse, sondern der Q-Wert, der nicht dazu zu passen scheint. Vielleicht kannst du ja nochmal bei ein paar Sporen auf den Q-Wert achten.LG
Benjamin -
Hallo zusammen
Also wenn ich nach der makroskopischen Beschreibung im FAN 08 gehen würde, wäre ich eigentlich auch bei C. vernus. Am Fundort stand auch eine Eiche, die im Buch als Begleitbaum (neben Linde und Buche) für C. vernus aufgeführt wird, während für C. inops (C. suberythrinus) Weide und Pappel aufgeführt sind.
Was allerdings nicht so richtig zu passen scheint sind die Sporen:
Laut FAN 08:
C. vernus: (6.0-)6.5-8.0(-8.5 ) x (4.5-)5.0-6.0, Q = ( 1.2-)1.3-1.4(-1.5)
C. inops (C. suberythrinus): (8.0-)8.5-9.5(-10.0) x 5.5-6.5(-7.0), Q = 1.4-1.5(-1.6)Vielleicht kannst du dir die Sporen ja nochmal genau anschauen und messen, Michael.
LG
Benjamin
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Servus Hias, servus Christoph
Vielen Dank für eure Antworten. Also morphologisch passt das eigentlich schon sehr gut zu deinem Fund. Daher werde ich es wohl vorerst mal dabei belassen. Das Exsikkat habe ich ja eingelagert, falls eine Sequenzierung in Zukunft doch nochmal Sinn ergeben sollte.
Vielen Dank für die interessanten Links und Infos, Christoph, die werde ich mir sicher noch anschauen.
LG
Benjamin -
Hallo zusammen
Die Steinbock-Kitze üben sich schon im Klettern:
Grüsse aus dem Bündnerland
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Hi Raphael
Lacrymaria scheint mir sehr plausibel, aber nicht die "normale" lacrymabunda.
Ich wäre bei Lacrymaria pyrotricha oder glareosa, letztere wäre typisch in diesem Habitat und so früh im Jahr.
Interessant, danke für die Info, von diesem beiden Lacrymaria-Arten habe ich bisher noch nie etwas gehört. Schön, dass man hier immer wieder etwas dazulernt.
LG
Benjamin
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Hi Grafei
Also bei den Bildern mit schwarzem Sporenpulver und dunkler Ringzone käme mir noch der Tränende Saumpilz - Lacrymaria lacrymabunda in den Sinn.
LG
Benjamin -
Hi Michael
Zur Köhlerschen Beleuchtung kannst du dir sonst vielleicht auch mal dieses Video anschauen:
Köhlersche Beleuchtung in 10 SchrittenUm ein optimal ausgeleuchtetes Bild im Mikroskop zu erzeugen wird es vor jedem Gebrauch geköhlert. Die köhlersche Beleuchtung ist nach Prof. August Köhler (1...www.youtube.comLG
Benjamin
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Servus Hias
Vielen Dank für deine Antwort. Da habt ihr ja wirklich einen ausgezeichneten und detaillierten Artikel geschrieben, den ich mit grossem Interesse gleich komplett gelesen habe.
Wie ich sehe hat daran auch Christoph Tricholomopsis mitgearbeitet. Wirklich toll, dass ihr uns mit eurem Fachwissen hier unterstützt, vielen Dank.Also soweit ich daraus herauslese, bin ich nicht der einzige, der diese gloeopleren Hyphen als Cheilozystiden interpretiert hat.
Das hat vermutlich schon öfters zu Fehlbestimmungen von Clitocybula lacerata als Clitocybula abundans geführt. Ob Clitocybula abundans in Europa überhaupt vorkommt, ist noch nicht geklärt. Und sehr interessant ist auch folgendes aus dem Artikel:Der von Antonín et al. (2019) ermittelte phylogenetische Baum legt nahe, dass es mit Clitocybula lacerata nah verwandte kryptische Arten gibt, zu deren Abgrenzung weitere Studien erforderlich sind. Die Autoren empfehlen aus diesem Grund, Clitocybula lacerata vorläufig als Artenaggregat zu behandeln.
Mein Fund entsprach von den Merkmalen her übrigens etwa dem Fund der Kollektion 2017-11-05 aus dem Artikel. Hier ist noch ein Foto:
Sporen (20 gemessen): 5.7 µm (5.1–6.5 µm) × 5.2 µm (4.8–5.6 µm), Q = 1.10 (1.04–1.19)
Denkt ihr ich sollte meinen Fund auch noch sequenzieren lassen? Oder macht das im Moment eher keinen grossen Sinn?
Vielen Dank und LG
Benjamin
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Hallo zusammen
Ich bin gerade noch ein paar Funde vom letzten Jahr am durchgehen und manchmal bleibe ich wieder stecken, da ich etwas wieder nicht so richtig verstehe.
Z.B. habe ich das folgende Foto der Lamellenschneide von Clitocybula lacerata gemacht:Also dachte ich mir, tipptopp, hier habe ich eine schöne Cheilozystide.
Dann schaue ich aber ins PdS und lese dort unter C. lacerata: "Zystiden keine beobachtet." Oben auf der Seite sehe ich dann C. abundans und sehe Cheilozystiden, die wie die meinen aussehen, aber makroskopisch passt C. abundans eigentlich nicht zu meinem Fund.
Also schaue ich als nächstes ins Buch von Gminder/Karasch unter C. lacerata und dort steht "CH bis 75 μm lang". Super denke ich mir, das passt tipptopp, vielleicht ist das im PdS einfach ein Fehler oder es wurden bei diesen Fund einfach keine Cheilos gefunden.
Dann schaue ich ins Ludwig unter C. lacerata und lese: "ChZ. keine gefunden". Hm, denke ich mir, je mehr Literatur ich mir ansehe, desto verwirrter bin ich.
Als nächstes schaue ich ins Winkler/Keller und lese: "HymZ fehlend oder höchstens spärlich." Aha, denke ich mir, vielleicht treten Zystiden bei C. lacerata nur hin und wieder auf.
Dann denke ich mir, schaue ich doch am besten mal bei Hias Matthias auf seiner tollen Website nach. Ich finde dann schnell auch C. lacerata und wie ich auf den Fotos meine, Cheilozystiden. Aber dann lese ich den Text und Matthias bezeichnet diese nicht als Cheilozystiden, wie z.B. im Gminder/Karasch und wovon auch ich ausgegangen wäre, sondern als: "Gloeoplere Hyphen: überwiegend breit keulig, aber auch sehr schlank und fusoid bis subzylindrisch mit abgerundetem Apex, vereinzelt mucronat, sehr unterschiedlich groß, bei sehr großen schwer in ganzer Länge freizupräparieren" und weiter unten steht: "Cheilo- und Pleurozystiden: fehlend".
Kann mir evtl. jemand erklären, was genau der Unterschied zwischen Gloeopleren Hyphen und Cheilozystiden ist und wie ich erkennen kann, dass das solche und keine Cheilozystiden sind? Und warum bezeichnet sie z.B. Gminder/Karasch als Cheilozystiden? Gibt es da vielleicht sogar unterschiedliche Ansichten?
Vielleicht kann ja da jemand von euch mal etwas Licht ins Dunkel bringen.
Vielen Dank im Voraus und LG
Benjamin
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Hallo Stefan
Nachdem was ich über Linux gehört habe/weiß, sollte es doch Tools geben, wo Windows Programme auch auf Linux laufen. Ansonten kann ich dazu nix sagen. Ich nutze meinen Laptop für alle großen Anwendungen und mein Smart-Phone nur für Fotos und Internetzugang.
Ja, es gibt z.B. Wine, aber ich glaube kaum, dass die Kombination mit Access darauf zuverlässig läuft. Auch auf Mac dürfte es nicht laufen, da die Access Runtime windows-only ist. Man müsste wohl extra eine virtuelle Maschine mit Windows erstellen (und dazu noch eine Windows Lizenz erwerben). Björn boccaccio benutzt doch auch Linux und da ich vorher gerade gelesen habe, dass MykIS bei euch in Deutschland eigentlich die Standard-App zum Kartieren ist, kann er vielleicht etwas dazu sagen.
Wie überträgst du die Koordinaten der Funde in die Desktop-App, wenn du nicht mobil kartierst? Extrahierst du diese aus den Fotos?
LG
Benjamin -
Hi Christoph, hallo zusammen
Ich habe bei deiner Umfrage mitgemacht. Da wir in der Schweiz mit FlorApp ein offizielles Kartierungstool haben, das die Daten direkt an die Eidg. Forschungsanstalt für Wald, Schnee und Landschaft WSL übermittelt, würde ich zwar wohl eher nicht zur Zielgruppe gehören, dennoch finde ich deine Idee interessant. Da ich bisher nur mit FlorApp gearbeitet habe, kann ich nicht sagen, ob es schon andere gute Feldtagebuchs-, bzw. Kartierungsapps gibt. Gehört habe ich schon vom von Harald genannten iNaturalist oder z.B. Mushpits. Vielleicht kannst du dir diese ja mal anschauen, um zu sehen, ob sich die Entwicklung einer eigenen App lohnt.
Mal ganz ehrlich, braucht man so etwas?
Verstehe die Frage nicht ganz. Solche Apps nutzen doch ganz viele, um ihre Funde festzuhalten.
Mykis ist viel besser.
Ist das nicht etwas altbacken? Soweit ich gesehen habe läuft die App nicht mal auf einem Smartphone und ist eine reine Desktop-App. Zudem läuft sie offiziell nur auf Windows und nutzt Access als Datenbanksystem. Damit sperrt man alle Mac- und Linuxnutzer aus. Das finde ich heutzutage nicht mehr zeitgemäss. Solche Apps sollten allen einfach zugänglich sein und insbesondere auch auf dem Smartphone. Das ist zumindest meine Meinung.
LG
Benjamin
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Hi Schupfi
Die Werte kopiere ich dann in eine Excel-Vorlage, die ich mir erstellt habe, um automatisch den gängigen Sporenmaß-Output zu erhalten, kann man sich hier runterladen und ggf. anpassen.
Ist noch nicht ganz ideal - den N-Wert muss ich manuell eintragen, da ich nicht immer genau 30 Sporen messe. In Excel 2016 habe ich nicht rausgefunden wie ich es schaffe den letzten Wert aus Spalte A automatisch bei "N=" ausgeben zu lassen. Falls jemand weiß wie das geht, gerne Hinweis an mich.
Und falls über Zeile 37 noch leere Felder sind muss man die noch fix löschen, da sonst die Qav-Berechnung einen Fehler ausgibt.
Ich habe mir dafür auch eine Excel, bzw. Calc-Vorlage (ich nutze LibreOffice) erstellt. Die sieht relativ ähnlich wie deine aus. Damit du bei deiner Version beliebig viele Sporen messen kannst ohne etwas zu ändern, habe ich dir deine Datei mal etwas angepasst. Im Moment berücksichtigen die Formeln Werte bis zu Zeile 61. Mehr wirst du vermutlich sowieso nicht brauchen und falls doch kannst du es ja entsprechend anpassen. Bitte schau nochmal, ob alles funktioniert und kein Fehler enthalten ist. Ich konnte es auch nur im LibreOffice Calc testen, denke aber, dass es im Excel auch problemlos funktionieren sollte.
LG
Benjamin -
Clavariadelphus truncatus (S. 608)
- Sporenbreite (4.5-5.5 µm) dürfte falsch sein, mein Fund bei 29 gemessenen Sporen (5.8-7.0 µm). Auch die Literatur (PdS, Kibby, FoTE, Winkler/Keller) liegt im Bereich 5.5–7.5 µm.
Vielleicht noch eine kleine Anmerkung: Aus meiner Sicht wäre es besser, wenn hier in diesem Thread wirklich nur Beiträge zu Fehlern im Buch gepostet werden würden. Diskussionen zur Schriftgrösse, zum Nachdruck, usw. machen den Thread sonst aus meiner Sicht unleserlich. Für andere Kritik/Fragen kann man ja einen weiteren Thread eröffnen oder einen anderen bereits vorhandenen nutzen.
LG
Benjamin
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Hallo zusammen
Interessante Diskussion hier. Zum Glück scheine ich in Punkto Plagegeister bisher ziemlich Glück gehabt zu haben und blieb eigentlich ziemlich verschont (mal abgesehen von ein paar einzelnen Mückenbissen). Eine Hirschlausfliege habe ich noch nie gesehen und kannte sie gar nicht, bis ich hier im Forum mal davon gelesen hatte.
Ja, Hirschlausfliegen sind ein echter Horror.
Ich werde immer ganz panisch wenn ich merke, es ist eine in der Nähe, die versucht, mich anzufliegen.
Wie merkt man eigentlich, dass eine in der Nähe ist? Machen die ein bestimmtes Geräusch?
Aber noch VIEL schlimmer sind Bremsen, die einen mit einer unglaublichen Ausdauer verfolgen und danit den ganzen Tag versauen - vor allem, wenn sie es letztendlich schaffen, einen zu beißen. Das tut so weh!
Einen Bremsenbiss hatte ich als Kind mal und kann mich noch erinnern, dass das sehr unangenehm war. Ich bin in meiner Kindheit immer eine Woche auf einen Bauernhof in die Ferien gegangen und habe dann auf dem Hof mitgeholfen. Wir waren da immer viel auf den Wiesen unterwegs, da wir das Heu einbringen mussten und da gab es diese lästigen Biester auch. Seit damals, habe ich aber zum Glück keine Bekanntschaft mehr damit gemacht. Auch hatte ich noch nie einen Wespen- oder Bienenstich.
LG
Benjamin
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Hallo Günter
Interessante und hilfreiche Broschüre von Zeiss.
Was mich aber wundert, ist die folgende Aussage:Angeblich besteht bei Isopropanol das Risiko, dass Linsenkitt angegriffen wird.
Gibt es dafür eine Quelle, da Zeiss selbst ja sogar eine Empfehlung ausspricht Isopropanol zu verwenden, wie man z.B. hier lesen kann:
Microscope Cleaning & Maintenance: Expert Guide for Perfect Imaging | ZEISSMaster microscope cleaning techniques to achieve optimal Imaging. Learn to identify contamination and maintain your ZEISS Instrument.www.zeiss.comAus diesem Grund bin ich über diese Aussage etwas verwundert. Oder gilt das evtl. nur für ältere Zeiss Modelle, die schon 30 oder mehr Jahre alt sind?
LG
Benjamin -
Hallo Oliver
Ja, da gebe ich dir recht. Dass du im Moment andere Sorgen hast, tut mir wirklich leid, und ich hoffe sehr, dass es bald wieder aufwärtsgeht. Das Leben ist leider oft nicht einfach, und man wird immer wieder auf die Probe gestellt – manche mehr, manche weniger. Ich wünsche dir jedenfalls alles Gute und hoffe, dass sich deine Sorgen bald wieder auflösen.
LG
Benjamin -
Liebe Sabine
Mein Neid ist dir gewiss!
Mir fällt das überhaupt nicht leicht. Obwohl ich ein paar Fremdsprachen spreche, purzeln die lateinischen Begriffe immer wieder aus meinem Hirn (genauso wie 100 % dessen, was ich in meinen 3 Schuljahren Latein gelernt habe). Gattungen sind ein paar drin, und ein paar sehr häufige Arten, aber der Rest ist Schall und Rauch, und ich bin glücklich, dass ich das einfach im Internet nachlesen kann.
Das mit dem Neid kann ich gerne zurückgeben, wenn du gleich ein paar Fremdsprachen sprichst.
Ich halte mich für nicht sprachbegabt und spreche neben Deutsch (und ein paar deutschen Dialekten ) nur Englisch und dafür war ich mal 6 Monate in Australien und Neuseeland. Sonst verstehe ich ganz wenig Französisch (hatte ich in der Schule), spreche aber praktisch nichts. Wenn ich in der Westschweiz bin, spricht mein Gegenüber meist schnell Deutsch oder Englisch, so gut ist mein Französisch. 
Ich finde das Merken der wissenschaftlichen Namen hat eigentlich nichts mit Sprachbegabung zu tun, sonst würde mir das sicher nicht so leicht fallen. Tja, jeder hat seine Stärken und Schwächen und das ist auch gut so.LG
Benjamin
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Hallo Sabine
Das hatte ich anfangs begonnen, weil ich dachte, die bleiben, wohingegen die lokal bevorzugten deutschen Namen sich mit jedem Umzug ändern. Und dann wurde spätestens mit den Sequenzierungen alles neu durchgemischt, und selbst der Maronenröhrling heißt anders als damals.
Durch die Sequenzierungen und die damit gemacht Einteilung sollte das in Zukunft ja besser werden und es eigentlich immer weniger Änderungen geben, hoffe ich zumindest. Vieles ist ja auch schon seit Jahren gleich und wenn etwas ändert, ist es ohnehin normalerweise nur die Gattung und das Art-Epitheton bleibt gleich und passt sich höchstens ans Geschlecht der Gattung an, falls dieses wechselt. Früher hiess der Maronenröhrling statt Imleria badia eben mal Boletus badius oder Xerocomus badius.
Ich suche die lateinischen Namen raus, wenn ich denke, dass es für das Verständnis (meines oder das des Gegenübers) nötig ist.
Natürlich kann man sich immer die wissenschaftlichen Namen heraussuchen oder diese wieder zurückübersetzen lassen, allerdings finde ich das unpraktisch. Wenn ich in ein englisches Buch schaue, möchte ich direkt beim Lesen des wissenschaftlichen Namens wissen, um welchen Pilz es geht oder falls es ein eher unbekannter ist, möchte ich zumindest direkt die Gattung herauslesen können. Wenn ich nach einer Pilzbeschreibung suche, ist es doch viel praktischer, wenn ich direkt weiss, dass z.B. der Rauchblättrige Schwefelkopf Hypholoma capnoides heisst und ich nicht immer alles vor- uns zurückübersetzen muss. Auch beim Schlüsseln ist es doch praktischer, wenn ich nicht bei jedem möglichen Kandidaten zuerst schauen muss, wie der jetzt auf Deutsch heisst, sofern es denn überhaupt einen deutschen Namen dazu gibt. Und das geht weltweit in jeder Sprache, da die wissenschaftlichen Namen ja einheitlich sind.
Vielleicht noch als Anmerkung (bitte nicht als Kritik verstehen): Der Ausdruck lateinische Namen, den viele hier im Thread für die wissenschaftlichen Namen verwendet haben, ist eigentlich nicht ganz korrekt, da diese zwar latinisiert, aber nicht zwingend lateinisch sind. Sie bestehen zum Beispiel auch häufig aus griechischen Wörtern oder Eigennamen.
Das hilft aber nur, wenn du die Sprache allgemein verstehst. Wenn sich zu viele Begriffe mit unbekannter Bedeutung aneinanderreihen, wird das selbst mit interessiertem Zuhören nichts.
Ich denke, wenn jemand gut erklären kann und man interessiert ist, versteht man es auch ungefähr. Es muss ja nicht bis ins letzte Detail sein und man muss ja nicht wissen, wie jedes Enzym oder Stoff genau heisst, aber mich interessiert eben wie etwas grundsätzlich wirkt. Bei Ibuprofen würde mir z.B. eine Erklärung in der folgenden Art reichen: Ibuprofen blockiert ein Enzym, das schmerz-, entzündungs- und fieberauslösende Stoffe bildet. Wenn mich dann etwas noch genauer interessiert kann ich das ja noch im Internet nachlesen oder nachfragen, aber so weiss ich zumindest wie etwas ungefähr wirkt.
Aber ich möchte hier natürlich niemandem vorschreiben, wie er es machen soll. Ich finde die wissenschaftlichen Namen in vielerlei Hinsicht sehr praktisch und mir fällt es eigentlich auch leicht mir diese zu merken, da ich sie auch immer benutze. Aber jeder kann das natürlich handhaben, wie er es für sich persönlich für richtig hält.
LG
Benjamin -
Hallo Oliver
Bufotenin soll recht stabil sein, sollte zumindest das Kochen (nur 100°C) gut überstehen.
Das denke ich auch und könnte vielleicht ein Fehler in vielen Quellen (von einander abgeschrieben) sein, oder? Hier ist auch nochmal ein Link mit einer genauen Beschreibung zu Bufotenin: https://www.swgdrug.org/Monographs/BUFOTENINE.pdf
Ist Bufotenin etwa gar nicht das enthaltene Gift?
Doch, Bufotenin ist in Amanita citrina enthalten, dazu gibt es eine sehr aktuelle Studie: https://pmc.ncbi.nlm.nih.gov/articles/PMC12115419/
Darin steht unter anderem:
Structurally, buiotenine is very similar to psilocin (the active form of psilocybin), but differs in having a hydroxyl group on the C5 of the indole ring instead of C4 [59,103,107]. The possible hallucinogenic effects noted in the literature are still controversial; due to buiotenine not crossing the blood–brain barrier, it may lack hallucinogenic effects [107,110]. However, buiotenine is a promising candidate for treating rabies [107,111].
Oder ist das nur in Teilen des Pilzes vorhanden, z. B. in der Huthaut, und wird durch Kochen ins Kochwasser extrahiert, anstatt zerstört?
Laut meinem ersten Link oben ist es zumindest in der Form Oxalat-Hydrat sehr wasserlöslich und soweit ich verstanden habe, liegt es in Pilzen (hauptsächlich) in dieser Form vor (vielleicht kann das hier jemand genau erklären, dafür kenne ich mich leider zu wenig aus und ich weiss, dass hier einige Chemiker unterwegs sind). Dann würde, wenn die Pilze gekocht werden (um sie vielleicht einzumachen) vermutlich schon ein grosser Teil des Toxins von den Pilzen ins Kochwasser übergehen, das ja weggeschüttet wird.
Aber ich denke, selbst wenn man sie in der Pfanne zubereiten würde (z.B. als Sauce), wo das Toxin – da es ja anscheinend hitzestabil ist – nicht mit dem Wasser weggeschüttet wird, wäre es nicht gefährlich, da bei oraler Aufnahme die Bioverfügbarkeit wohl niedrig ist, sodass nur wenig ins Blut gelangt und dieses dann auch kaum die Blut-Hirn-Schranke überwinden kann (wie es auch in der Studie steht).
LG
Benjamin
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Hallo zusammen
Interessant die verschiedenen Techniken zu lesen. Ich schneide das Lamellenstück zwar auch meistens mit einer Rasierklinge an, nehme aber dann immer die Pinzette, um es zu entnehmen und platziere es auf dem Objektträger. Die Pinzette zusammen mit der Präpariernadel ist für mich sehr wichtig, da ich damit unter anderem das Präparat wie gewünscht ausrichte und platziere. Schnitte der Huthaut mache ich mittlerweile auch, wie es Björn beschreibt mit zwei aufeinanderliegenden Rasierklingen. Zuerst ist mir das irgendwie nie so richtig gelungen mit dieser Technik, jetzt finde ich es aber so meistens am besten.
Statt des Radiergummis nehme ich lieber einen Korkzapfen. Der Radiergummi hat bei mir manchmal leichte Flecken auf dem Deckglas hinterlassen (vielleicht hatte ich auch die falsche Radiergummi-Marke), ich komme aber mit dem Korkzapfen irgendwie auch einfach besser zurecht. Um kleine Luftbläschen zu entfernen nehme ich auf oft auch die Rückseite der Präpariernadel und klopfe damit leicht auf das Deckgläschen.
LG
Benjamin
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Hallo Oliver
so eine teure Pinzette würde ich aber keinem Anfänger empfehlen. Man stößt einmal leicht mit der Spitze irgendwo an und die Pinzette ist nicht mehr so spitz oder gerade evtl. verliert sie sogar eine Spitze.
Für mich ist € 44.90 noch im Rahmen, aber das muss natürlich jeder selber wissen. Wolfgang hat jahrelange Erfahrung und wenn er empfiehlt lieber etwas mehr Geld in eine gute Pinzette zu investieren, so denke ich, spricht er eben genau aus dieser Erfahrung und ich bin dankbar für solche Tipps. Ich habe bis jetzt auch immer mit einer günstigen Pinzette gearbeitet, würde mir aber hin und wieder etwas mehr Präzision wünschen. Ob es für einen Anfänger sinnvoll ist, kann ich nicht genau beurteilen. Was ich aber nicht verstehe, ist die Sorge, dass man leicht mit der Spitze irgendwo anstösst und diese dann nicht mehr spitz sein oder gar die Spitze verlieren könnte. Ich mikroskopiere zwar erst seit knapp 1.5 Jahren, habe aber doch schon etwa 200 Pilze untersucht und ich bin noch nie irgendwo mit der Pinzette angestossen, dass irgendwie die Spitze beschädigt worden wäre. Daher kann ich diese Sorge nicht ganz teilen.
LG
Benjamin
