Beiträge von Tricholomopsis

    Servus beinand,


    am Sprossenden Bärlapp (Lycopodium annotinum) und vermutlich auch an anderen Bärlappen, findet man immer wieder schwarze Blütenstände (Bärlappe haben botanisch gesehen offiziell bereits Blüten, da es sporenbildende Blätter an einer Triebspitze sind, aber das nur nebenbei). Das ist so auffällig, dass man Phaeosphaeria lycopodina quasi beim Vorbeigehen sofort finden kann:



    Unter der Lupe sieht man dann auf den geschwärzten Blättern sehr kleine schwarze Punkte, die geschnitten im Mikroskop so aussehen:




    Hier ein Ascus herausgequetscht:



    Und hier die Sporen:



    Ich hatte gemessen:


    19,6–21,4–23,3 × 5,7–6,4–7,1 µm


    Die Sporen sind bräunlich, dreifach septiert, also vierzellig, etwas gekrümmt, etwas asymmetrisch, die zweite Zelle ist am breitesten.


    Phaeosphaeria lycopodina steht in den Phaeosphaeriaceae, Pleosporales, Dothideomycetes, Ascomycota. Dementsprechend sind die Asci bitunikat. Wer mal in diese spannende Familie hineinschnuppern möchte, kann mit dieser häufigen und leicht zu findenden Art beginnen.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Cognacmeister,


    Athelia epiphylla s.str. (im Sinn von Jülich) hat aufallend zylindrische Sporen und ist damit gut zu erkennen. Dein Fund gehört sicher in den Formenkreis, also Athelia epiphylla s.l.

    Corticiaceae of North Europe fassen einige der Jülich'schen Arten, im Prinzip fast den ganzen Komplex zu Athelia epiphylla zusammen (was aktuell die meisten so machen). Da das aber alles m.W. noch nicht molekulargenetisch geprüft wurde und keine ausführliche, neue Bearbeitung existiert, ist das wohl mehr der Praktikabilität geschuldet. Wie viele Arten da real existieren, ist ungeklärt. Wie schon geschrieben kenne ich z. B. Athelia cf. salicum als Flechtenfresser, Athelia epipyhlla s.str. nicht, sondern wenn, dann als Algenfresser auf Detritus. Eine komplizierte Gruppe, da so merkmalsarm, aber dennoch ökologisch divers. Und das, was an Merkmalen vorhanden ist, ist dann entweder doch sehr variabel oder man kann zig Arten dadurch differenzieren. Mir ist das "Ei Draufhauen" auf den ganzen Komplex zu einfach, kann mir kaum vorstellen, dass das alles nur eine Art sein soll. Ich kann mich da aber natürlich täuschen.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Cognacmeister,


    du solltest sowas immer unter Ölimmersion, also bei 1000× mikroskopieren. Da sieht man einfach mehr. Ich meine immer noch, auf deinen Fotos Schnallen zu sehen (also bis ins Hymenium). Mit den kleinen Sporen, der Sporenform, der kleinen Basidien und der schmalen Szbiculumhyphen komme ich da eigentlich ganz klar auf Athelia bombacina.


    Kernfärbung – nein, Melzers oder KOH bringen da nichts. Eher Karminessigsäure, wenn man mit Eisen-III vorbehandelt (analog der siderophilen Granulation in den Basidien).


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus "Cognacmeister",


    wie kommst du auf Athelia binucleospora? Ich hatte dir letztens schonmal versucht zu erklären, dass die Bestimmung einer Athelia nicht einfach ist. Dein "Spinnweb" scheint sehr jung zu sein, aber du hast trotzdem Basidien gefunden (und Sporen).


    Ich sehe nur haufenweise (unscharfe) Mikroskopfotos, wieder keine Beschreibung, keine Sporenmaße, keine Basidienmaße, keine Maße der subhymenialen Hyphen, keine Maße der Subiculumshyphen. Ich sehe immerhin, dass die Subiculumhyphen etwas dickwandig sind und Schnallen dort auftreten. Die Basidienbasen haben keine Schnallen? Eine meine sie sehen zu können. Da fängt es schon an...


    Ich vermute zudem, du verwechselst Öltröpfchen in den Sporen mit Zellkernen. Die müsstest du erst anfärben, sonst kannst du die gar nicht sehen.


    Leider erklärst du nicht einmal, wie du auf die Idee kommst, dass es Athelia binucleospora sein soll. Du erklärst und beschreibst (wieder mal) gar nichts. Ich finde es toll, dass du dich mit corticioiden Pilzen befasst. Das ist ein spannende Gruppe und Athelia mag ich im Besonderen gerne, auch wenn es keine gute, aktuelle Bearbeitung der Gattung gibt. Aber hier kann ich einfach gar nicht helfen. Bis auf den Umstand, dass du, denke ich, weit daneben liegst. Ich sehe eher im ganzen Fruchtkörper Schnallen. Damit wäre das ganze Aggregat rund um Athelia epiphylla draußen, damit auch Athelia pyriforme und Athelia binucleospora.


    Wenn du Bestimmungshilfe haben willst, müsstest du folgendes Liefern:


    Sporenmaße (selbst gemessen, nicht nur Fotos von wenigen Sporen mit Meßstrecken)

    Sporenform (Beschreibung anhand dessen, was du im Mikroskop siehst, nicht nur ein paar Fotos mit sehr wenigen Sporen)

    Basidienmaße

    Hyphendurchmesser im Subhymenium

    Hyphendurchmesser im Subiculum (Basalhyphen)

    Schnallenverteilung im Fruchtkörper

    Welche Kristalle sind an den Basalhyphen zu finden, oder fehlen diese

    Gibt es Zystiden oder zystidenartige Strukturen?


    Ohne diese Vorarbeit: keine Chance...


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Armin,


    Lindtneria trachyspora ist bei mir gar nicht so selten, nur wächst die gerne unterirdisch. Lindtneria leucobryophila habe ich selbst erst einmal aufgesammelt – im Rahmen eines Kartierungsprojekts, bei dem ich alles, was corticioid war, mitgenommen habe. Der Fruchtkörper war bei der Aufsammlung blasser, nur schwach creme und die Sporen waren breiter. Ich würde der Ausprägung der Pigmentation aber nicht zu viel Gewicht geben.


    Ich wäre, ohne die Kollektion von dir selbst in Händen gehabt zu haben, gemäß des Artikels von Fraiture: https://www.researchgate.net/p…opsis_du_genre_Lindtneria

    wegen der Schnallen an der Basidienbasis bei Lindtneria leucobryophila oder L. flava. Fraiture unterscheidet diese beiden Arten anhand des Länge-Breite-Quotienten der reifen Basidien (und L. flava hat wohl etwas breitere Sporen). Ich würde mich nicht wundern, wenn da dann L. leucobryophila s.str. bei rauskäme.


    Hier gibt es eine Phylogenie von Lindtneria, aber ich komme leider nicht an die beiden Paper ran: https://phytotaxa.mapress.com/…le/view/phytotaxa.712.3.6 und https://phytotaxa.mapress.com/…le/view/phytotaxa.710.2.5


    Lindtneria ist eine spannende Gattung, nah mit Stephanospora verwandt (Stephanosporaceae, Russulales). Bei Lindtneria trachyspora habe ich nach Ektomykorrhizen gegraben (bzw. Prof. Agerer, der hat die Proben untersucht), aber leider kam bei zwei Stichproben nichts heraus (was nichts heißen muss). Ektomykorrhiza ist auf alle Fälle eine nicht außer Acht zu lassende, mögliche Ernährungsform.


    Ich würde an deiner Stelle nochmal Basidien messen und dann mit dem Schlüssel von Fraiture vergleichen.


    Toll finde ich, wie du die Rhizomorphen angeschaut hast (machen viel zu wenige). ich selber mikroskopiere da (bzw. generell) lieber in Wasser, ohne zu färben, da ich den Lebendzustand sehen möchte. Dass Zystiden an Rhizomorphen auftreten, ist nicht ungewöhnlich, sie werden nur kaum wo beschrieben. Die großlumigen Hyphen in den Rhizomorphen dienen dem Wasser- und Stofftransport.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus beinand,


    ich habe gestern noch eine Kollektion aufgesammelt, die jetzt schön lange Setae zeigt (aus Oberfranken, bei Bad Staffelstein). Beim Präparieren brechen die auch gerne mal ab.



    Hier ein Pycnidium mit schönen Setae (habe ich als Ganzes mit einer Präpariernadel vom Blatt abgehoben und als Ganzes mikroskopiert).



    Jetzt etwas nachgequetscht und unter Ölimmersion – das Haar ist an der Basis gebrochen, macht aber nichts.



    Hier noch eine reife Spore und eine Spore, die noch an der konidiogenen Zelle hängt (rausgequetscht).


    Und hier die "Makroskopie" unterm Bino.


    Die Haare sind gut zu erkennen. Dass diese einzelnen. sehr langen "Wimpern" gerne abbrechen, ist irgendwie klar. Schneidet man die Pycnidien, erwischt man die langen Haare eh nicht (ich jedenfalls nicht). Diese Pycnidien waren kaum reif, weshalb ich oben auch nur eine schöne, freie Spore zeige. Die Art ist wie gesagt sehr häufig und man findet sie regelmäßig, wen Efeublätter größere, braune, abgestorbene Bereiche zeigen, nicht so sehr auf den kleinen, runden, abgegrenzten Blattflecken.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus "Cognacmeister",


    Athelia acrospora ist das ganz sicher nicht, wenn man die Art anerkennen möchte. Die Sporenform passt überhaupt nicht. Die Bestimmung von Athelien ist entweder sehr einfach, wenn man sehr viele Arten synonymisiert - dann kommt bei deiner vermutlich Athelia epiphylla raus. Oder man versucht, Jülichs Konzept in seiner Monographie nachzuvollziehen. Dann muss man auf viele Details achten, vor allem aber auf die Sporenform. Zylindrisch, breit ellipsoid, eiförmig oder gar birnenförmig. Dann braucht man die Zelkldurchmesser im Subhmyenium im Vergleich zu den basalen Hyphen. Schnallenverteilung ohnehin.


    Du gibst (mal wieder) keine Beschreibung an, nur Fotos. Die Sporenmaße muss man sich selber anhand deiner Fotos zusammensuchen (sorry, einerseits zu wenig vermessene Sporen für saubere Durchschnittswerte und die Arbeit solltest du dir machen. Ich sehe aber die Form mancher Sporen, die irgendwo zwischen ellipsoid und eiförmig liegt. Athelia epiphylla s.str. hätte nach Jülich zylindrische Sporen, Athelia acrospora schmaler zylindrische Sporen mit spitzem Ende (daher der Name wegen des spitzen Endes).


    Die Gattung ist noch nicht molekular nachbearbeitet worden, viele Arten wurden beschrieben. Die Ökologie ist auch noch wichtig. Der Athelia epiphylla-Formenkreis beinhaltet Arten, die sich von Algen ernähren, manche sind auch flechtenparasitrisch und fressen da der Flechte die Algen weg (z. B. Athelia arachnoidea, sie aber leicht bestimmbar ist, aber ich habe das auch bei Athelia cf. salicum in Windwurfflächen im Bayerischen Wald beobachtet, dass es an den Flechten der umgestürztten Bäume zu einer Atheliablüte kam.


    Langer Rede kurzer Sinn: mach eine Athelia spec. draus. Und wenn du hier Bestimmungshilfe brauchst, dann wäre eine klare Beschreibug der gesehen Mikromerkmale hilfreich. Das betrifft auch andere Threads von dir.


    Na dann so wies aussieht finde I keine schnallen an den basidien also sollte jetzt nur mehr acrospora übrig bleiben auf aranzadi gibt's was dazu es sollte passen lg danke.

    Das gilt genauso für Atheila epiphylla, Athelia salicum, Atheila alnicola, Atehelia nivea, Athelia ovata, Athelia pyriformis oder auch Athelia cystidiolophora (die hat aber Cystiden, habe ich erst einmal selber gefunden) usw. Warum bleibt dann nur Atheila acrospora übrig? Allgemein: nur per Ausschluss, wenn es die eine nicht ist, muss es die andere sein, ist keine sichere Bestimmung.


    Noch kurz zu "aff." – da muss ich Björn korrigieren. "cf." (confer) bedeutet, dass die Bestimmung nicht sicher ist. Athekia aff. bombacina bedeutet, dass man sicher ist, dass es eben nicht Athelia bombacina ist, sondern davon getrennt etwas anderes, Athelia bombacina aber wohl die nahestehendste Art ist. "affinis" = nahe bei, "confer" = vergleiche mit (so gemeint, dass es das sein könnte). Insofern ist es ein deutliches Zeichen, wenn jemand bei einer Beschreibung "aff." wählt. Es ist dann eben nicht diese Art nach Meinung des Autors.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus beinand,


    makroskopisch erkenne ich da Cortinarius suberythrinus ehrlich gesagt nicht. Kurz zu Cortinarius inops. Ich kann das FAN nicht wirklich folgen. Der Typus von Cortinarius suberythrinus wurde sequenziert und unterscheidet sich von Cortinarius vernus in der ITS. Der Typus von Cortinarius inops wurde auch sequenziert, aber aufgrund des Materialzustands gab es dabei Probleme. Cortinarius inops ist eine alpine Art unter Salix, Cortinarius suberythrinus kenne ich von Populus, aber offenbar nimmt er noch weitere Laubäume, so auch Salix. Dennoch fällt es mir schwer, die beiden als identisch anzusehen (Makroskopie, Habitat...). Es ist möglich, dass Cortinarius suberythrinus konspezifisch mit Cortinarisu inops ist, diese These sehe ich aber noch nicht wirklich bestätigt.


    Cortinarius vernus wächst übrigens auch bei Picea im Bergfichtenwald (habe eine Kollektion sequenziert und so bestätigt). Ich habe sie schon in einem anderen Thread hier gezeigt, mache es der Einfachheit halber hier auch nochmal:


    Der Fund ist vom 25.5.2024 aus ca. 1100 m Höhe, Bergfichtenwald. Laut FAN soll er auch nur bei Laubbäumen vorkommen, was aber eben so nicht korrekt ist.


    Für mich ist die oben vorgestellte Telamonie ein Cortinarius spec. Vielleicht sagen aber die schon herbeigerufenen Spezialisten noch etwas dazu. Nebenbei bemerkt wundert mich auch ein Bisserl die Beschreibung von Cortinarius vernus in FAN. Es wurde ja schon früher Cortinarius petroselinus synonymisiert (bei FAN aber nur eine Varietät davcon...), der deutlich nach Petersilie riecht. Insofern sollte beim Geruch zumindest die Möglichkeit eines krautigen Petersiliengeruchs mit erwähnt werden. Die Kollektion aus den Bergen roch zumindest etwas würzig neben dem Pilzgeruch, schwer zu greifen. Und bei Cortinarius inops inkl. Cortinarius suberythrinus kommen gar keine rötlichen Töne in der Beschreibung vor, was der Originalbeschreibung von Cortinarius suberythrinus widerspricht. Selber schreiben sie aber, die Unterscheidung anhand der Merkmale sei sehr subtil, geben die Farbgebung aber deutlich unterschiedlich an. Für mich nicht wirklich nachvollziehbar. Es scheint eher, dass sie sich an die Beschreibung von Cortinarius inops bei Favre halten und die Beschreibung nicht passend zu ihrer Synonymisierung erweitern.


    Ich bleibe jedenfalls für mich erstmal dabei, Cortinarius vernus und Cortinarius suberythrinus als ähnliche Arten anzusehen und Cortinarius inops als eigenständige Art von beiden zu trennen.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Ria,


    klar, sorry, war ein reiner Schreibfehler bzw. Verwechsler. Ich meinte Ganoderma resinaceum, nicht G. adspersum. Letzteren wollte ich ja mit der doppelten Röhrenschicht ausschließen.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Max,


    Ganoderma resinaceum wäre einjährig. Ich meine, auf deinem Schnittbild zwei Röhrenschichten zu erkennen. Insofern wäre ich bei Ganoderma adspersum resinaceum (meinte ich natürlich) Für Perenniporia fraxinea passt mir die weinrötlich-braune Hutkruste nicht. Das oberste Bild erinnert aber u.a. wegen der gelben Kanten an Perenniporia. Ich denke dennoch, dass es eine Ganoderma sein müsste.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Thorben,


    deine Konidien erinnern mich an Camarosporium. Camarosporium astericola hat zum Beispiel ähnliche Konidien. Ich würde daher eher bei den Camarosporiaceae recherchieren. Du hast aber keine Maße angegeben, was den Vergleich schwerer macht. Wollemia als Wirt ist natürlich was Extremes bzw. was Spannendes.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus "Cognacmeister",


    vergleiche mal mit Calicium viride. Der "Pilz" färbt die Flechte nicht gelb, das ganze ist eine Flechte. Du hast hier die Fruchtkörper der Flechte. Mit einemhast du aber recht, es ist ein Pilz, denn Flechten sind lichenisierte Pilze. Wenn du die Überschrift klarer gestaltest ("Lärche" – den Baum kenne ich, hätte das Thema deshalb fast nicht geöffnet) und da mehr Infos gibtst, z. B. "Bestimmungshilfe bei einer Flechte (cf. Calicium)", dann schauen vielleicht auch Flechtenspezialisten drauf.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus beinand,


    heute habe ich einen wunderschönen Frühlingsspaziergang unternehmen können. Dackeldame Resi war wieder dabei. Da ich immer noch in der Genesungsphase nach einer Knie-OP bin, bin ich froh, endlich auch mal etwas längere Spaziergänge unternehmen zu können. Es wird immer besser. Und dann kann man sich nebenbei auch auf Pilze konzentrieren. Ich habe hierbei gezielt Scharbockskraut angeschaut und auf Blattflecken, Verfärbungen usw. geachtet.


    Ich fange mit dem Pilz an, der leicht zu bestimmen ist – Uromyces poae:

    Schon im Stehen/Gehen, von oben auf die Blätter schauend, sieht man gelbe Flecken. Dreht man die Blätter um bzw. rupft sie raus und schaut sie mit der Lupe an, schaut das so aus:



    Blattunterseits sieht man Spermogonien und Aecien. Oben ist noch ein Blattfleck, den ich gleich thematisieren werde.




    Hier sieht man göffnete, reife Aecien. Die flachen, dunkler und etwas schmutziger orangenen Kissen/Flecken dazwischen sind die Spermogonien. Oft sind die Aecien reundherum angeordnet, was ich anhand eines früheren Fundes kurz zeige:



    Die flachen, ornagefarbigen Flecken, die von den Aecien umgeben sind, sind wieder die Spermogonien. Hier sieht man es besonders gut, finde ich, daher das Foto vom letzten Jahr. Damit kann man Uromyces poae eigentlich schon mit der Lupe bestimmen. Sicherheitshalber schaut man sie aber die Aecidiosporen an. Die Sporenmaße, das Fehlen von sich ablösenden Plättchen an der Oberfläche und die feinwarzige Pberfläche bestätigen dann den Befund.


    Jetzt aber zur Mikroskopie:



    Die farblosen/farbarmen, stark ornamentierte Zellen Bilden den Rand der Aecien (was so schön kronenartig absteht). Die finde ich immer besonders hübsch.



    Hier in einer anderen Schärfeebene, um die Dickwandigkeit zu zeigen und nochmal in Aufsicht auf das Ornament.



    Die Aecidiosporen sind schön orangegelb gefüllt.



    Hier eine Aecidiospore links im Querschnitt, rechts in Aufsicht (feinwarzige Oberfläche).


    Und da ich immer neugierig bin, habe ich auch ein Spermogonium mikroskopiert:



    Faszinierend finde ich die Formenvielfalt der Konidien.


    Dass da ein Blattfleck zu sehen war, war ein Zufallsfund. Unterm Bino sah das dann so aus:



    Kleine, schwarze Buckel auf der Blattunterseite auf einem Blattfleck. Sowas mag ich. Klingt verrückt, ist aber so. Hier war die Präparation aber herausfordernd. Genau genommen bin ich gescheitert. Ich wollte dünne Schnitte durch die winzigen Flecke schaffen, um die konidiogenen Zellen zu sehen. Hat aber nicht wirklich geklappt. Schnitt ging, aber trotzdem waren die Konidienträger dicht gepackt, dass sie nicht gut zu differenzieren waren. Also quetschen... das hat sie dann zerrissen. Entweder dicht gepackt oder kaputt... Konidien habe ich reichlich gesehen, aber auch das war so eine Sache. Sie sind winzig, um die 2,0 – 4,0 × 0,6 – 0,8 µm, also winzig. Das bedeutet, sie drehen sich, zappeln, zucken... schwierig zu fotografieren. Die Maximallänge ist schwer zu erkennen, da sie sich gleich wieder aus der Schärfeebene drehen.Ein Beispielfoto:



    Ich habe mehrfach präpariert, bis am Ende keine schwarzen Punkte mehr übrig waren. Bei der Bestimmung komme ich wegen der winzigen Konidien und der schwarzen Pyknidien an Blattflecken auf die Gattung Asteromella. Der aktuelle Schlüssel von Klenke & Kruse führt mich dann zu Asteromella ranunculi (nur soll der auf anderen Ranunculus-Arten und nicht an Ficaria vorkommen). Sehr gut passen die Sporenmaße bei Klenke & Kruse, aber in der Bearbeitung von Ruszkiewicz-Michalska (2016) – siehe https://www.researchgate.net/p…ungi_Ascomycota_in_Poland – werden längere Konidien angegeben. Demnach würde Asteromella ranunculi 5–5,5(–6,0) × 1 µm große Konidien haben, die von Asteromella trolli würden etwas besser passen, aber Scharbockskraut ist keine Trollblume. Klenke & Kruse geben 2–3 × 0,7–1,5 μm als Maße für Asteromella ranunculi an, wobei an Scharbockskraut eine unbeschriebene Art vorkommen soll, deren Konidien mit 5–7,4 × 1,7–2 μm deutlich größer sind.


    Kurz gesagt: für mich unklar. Eine Asteromella sollte es aber sein...


    Jetzt zu dem Fund, bei dem ich Bestimmungshilfe erhoffe. Ich habe eine Botrytis an Scharbockskraut gefunden. An diesem Wirt geben Klenke & Kruse Botrytis ficariarum an (füher bekannt als Botryotinia ficariarum, bildet schöne, gestielte Becher als Hauptfruchtform). Im Gelände hatte ich auf diese Art schon spekuliert:



    Unterseits eines Blattflecks ist der dunkle "Schimmel" zu sehen. Bekannt ist z. B. Botrytis cinerea an Erdbeeren. Sieht im Prinzip genauso aus. Die Präparation war auch nicht einfach, da selbst bei der Tesafilmethode die Konidienträger sofort kaputt gingen. Einen habe ich aber, abgesehen von Lufteinschluss, hinbekommen:



    Und hier die Konidien (als Tafel zusammegestellt):



    Der Messbalken sind 10 μm


    Als Maße ergibt das (n = 30): 11,0–14,4–171, × 7,1–8,4–10,3 μm. Damit ist Botrytis ficariarum raus! Und Botrytis cinerea, die ja an alles mögliche geht, auch raus. Es gibt eine Botrytis euroamericana, die auch an diverse Wirte geht und die eher so große Konidien ausbildet. Ich habe daher erstmal nur für mich intern den Arbeitsnamen Botrytis cf. euroamericana gewählt. Ich habe leider nur ein einziges, betroffenen Blatt gefunden – für einen kleinen Beleg reicht es so gerade. Wenn ich das zum Sequenzieren gebe, ist kaum nich was übrig und daheim kultivieren kann ich nicht. Insofern kann ich nur indie Runde fragen, ob jemand hier schonmal so eine Botrytis an Scharbockskraut gefunden hat oder sowas kennt. Für sachdienliche Hinweise bin ich immer dankbar.


    Als letztes der Nicht-Pilz. Der war der häufigste Befall an Scharbockskraut auf meiner Runde: Peronospora ficariae, ein Oomyzet, also ein entfernter Verwandter der Braunalgen:



    Der weiße Rasen auf der Unterseite kommt auf dem Foto nicht so gut rüber. Man erkennt denBefall aber von oben durch blasse Blätter im sonst gesunden Bestand.


    Im Mikroskop ist es dann richtig nett:





    Liebe Grüße,

    Christoph


    Servus Jörg,


    ah, jetzt erinnere ich mich wieder –danke für die beiden Links auf die älteren Threads. Beim ersten war ich ja in der Diskussion beteiligt. Ich zeige einfach mal Cortinarius vernus s.str. (per ITS-Sequenz geprüft):






    Der Fund ist vom 25. Mai 2024 – hochmontaner Bergfichtenwald auf ca. 1100 m Höhe, südlich der Winklmoosalm auf der österreichischen Seite. Die Fruchtkörper zeigen zwar auch leicht weinrötliche Töne, aber lange nicht so deutlich, wie es Cortinarius suberythrinus zeigen soll.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Jörg,


    die Wasserköpfe sehen sehr nach Cortinarius suberythrinus aus (frühe Erscheinungszeit und diese deutlichen, weinrötlichen Töne). Wenn die Anatomie dazu passt... War denn eine Pappel in der Nähe? Hier würde es sich durchaus lohnen, eine Sequenz machen zu lassen.


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus Thorben und Karl,


    puh, dann scheint die Art ja wirklich richtig selten zu sein. Das würde den Wert der LBV-Fläche noch weiter steigern. Trotzdem kann man so kleine, gelbe Kügelchen sicher schnell übersehen, denke ich mir. Viel Glück im Depot :thumbup:


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Nach der jetzt gültigen Auffassung ist R. persicina jedoch die an Pappelarten gebundene Art, wobei wohl auch Weide noch in Betracht kommt.


    Servus Karl,


    ich möchte nur rein wissenschaftlich gesehen minimal widersprechen ;-). Russula persicina ist durch den Epitypus festgelegt. Eine Kollektion von Romagnesi vom 27.7.1953 dient als Epityous zur Farbtafel von Krombholz. Offenbar wurde dort kein Begleitbaum erwähnt. Bei allen der genannten Kolektionen (außer dem Typus) ist u.a. Populus erwähnt worden. Dass dieser Pilz damit aber immer nur mit Populus vorkommt, ist erstmal eine These, keine "gültige Auffassung". Gültig vs. nicht gültig gibt es nur hinsichtlich von Nomenklaturregeln. Was Artauffassung und Artinterpretation angeht, gibt es kein gültig oder ungültig, sondern verschiedene Thesen. Der These, die einem als am besten begründet erscheint, sollte man folgen. Dennoch kann diese These falsch sein.


    Ich möchte dem nicht widersprechen, dass Russula persicina mit Pappeln assoziiert ist. Demnach ist das, was ich bei Buche und v.a. Eiche als Russula persicina meinte zu kennen, wohl Russula rubrata?! (Etwas schade finde ich, dass zu dieser Art keine abgrenzende Beschreibung erfolgte, sondern auf andere Literatur qierverwiesen wird).


    Ob Russula roseocrema ein Synonym von Russula persicina ist, ist auch erstmal eine These. Ich will der These auch gar nicht widersprechen, aber auch hier gibt es eben oft unterschiedliche Interpretationsmöglichkeiten. Ich sehe einen Stammbaum, der nur auf der ITS beruht. Immerhin scheint sich der Holotypus von Russula roseocrema zumindest etwas (zusammen mit weiteren Kollektionen) von Russula persicina (in Bezgu auf die ITS) abzusetzen. Sollten andere Loci mit in die Phylogenie aufgenommen werden, kann sich das auch bestätigen (oder eben auch nicht). Die Ergebnisse der mikromorphologischen Untersuchungen des Holotypus werden im Artikel nicht gezeigt. Offenbar finden die Autoren keine nennenswerten Unterschiede zwischen in der Anatomie des Holotypus von Russula roseocrema und Russula persicina. Reproduzierbar ist die Aussage aber so natürlich (noch?) nicht. Vielleicht wird das ja später noch nachpubliziert.


    Ich möchte nur allgemein empfehlen, alle wissenschaftlichen Artikel als Thesen anzusehen. Kein Wissenschaftler kann wissen, ob er oder sie recht hat und das wird auch keiner behaupten, sage ich mal so. Deshalb tue ich mir schwer mit Aussagen über die Gültigkeit von Artinterpretationen. ITS ist nicht alles, aber eben ein Merkmal. Aber eben auch nur ein Merkmal. Sollte die Anatomie und Morphologie von Russula rubrata und von der Typuskollektion von Russula roseocrema modern aufbereitet publiziert werden, könnte ich mir besser eine Meinung bilden.


    Ich halte für mich fest, dass offenbar Russula persicina bei Salicaceae wächst. Ob sie aber nur bei Salicaceae wächst oder nicht doch auchandere Wirte nimmt, musssich erst durch deutlich mehr Aufsammlungen zeigen. Bei Mischbeständen von Begleitbäumen müsste man letzten Endes die Ektomykorrhizen prüfen. Ich erinnere mich noch, wie ich zusammen mit Ludwig Beenken eine offiziell nur mit Pappel wachsende Russula (ich weiß nicht mehr, welche Art, könnte aber in siner Dissertation nachschauen) auch an Eichenwurzelspitzen Mykorrhizen bildete. Ich selber habe (andere Gattung/Familie/Ordnung) von Rubroboletus rhodoxanthus Ektomykorrhizen an Zistrosen in Spanien gefunden (und auch publiziert). So klar ist da vieles nicht, was im Boden passiert.


    Kurz gesagt: spannende Ergebnisse. Für mich so noch nicht ganz nachvollziehbar, da außer per Sequenz nicht einfach prüfbar. Gültigkeit sehe ich aber keine.


    Liebe Grüße,

    Christoph


    P.S.: als Disclaimer – das ist weder besserwisserisch noch irgendwie böse gemeint, ich höre den Begriff "gültig" nur immer wieder ("der jetzt gültige Name ist..." oder der "laut Mycobank gültige Name ist..." – ohne Bezug auf Nomenklatur, sondern in Bezug auf angenommene Synonymiesierungen). ;)

    Servus Peter,


    ich habe keine Ausgabe der Pilzkunde von Arxm kann aber vielleicht doch etwas helfen. Arx selbst hat Volucrispora aurantiaca im Jahr 1970 in die Gattung Tricellula umkombiniert:


    Tricellula aurantiaca (Haskins) Arx, The genera of fungi sporulating in pure culture: 216 (1970).


    Wenn du nach einer Begründung dafür suchen willst, ist dieses Buch folglich die Quelle, in der du nachschauen solltest. Dass er dann den Namen in seinen späteren Büchern übernimmt, ist klar.


    Hier für die generelle Recherche ein Link zur Publikationsliste von Arx: https://www.studiesinmycology.…fulltext/index.html?i=124


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus beinand,


    im Rahmen eines kleinen Kartierungsprojekts eine LBV-Fläche bei Fürstenfeldbruck habe ich diese kleinen, gelben Kissen auf morschem Kiefernholz gefunden:



    Ich dachte an Dendrodochium citrinum, aber der Blick ins Mikroskop zeigte keine kugeligen, sondern ellipsoide bis kurzzylindrische Konidien:



    Also handelt es sich um Dendrodochium pinastri.


    Die Konidienträger stehen dicht gepackt senkrecht von der Oberfläche der im Inneren gelatinösen Kugeln ab:



    Schaut man genau hin und quetscht einzelne Konidienträger heraus, erkennt man, dass sie an der Spitze verzweigt sind:




    Dendrodochium pinastri ist anhand der Konidienform und der verzweigten Konidienträger leicht von Dendrodochium citrinum unterscheibar. Bei dieser Art sind die Konidien nämlich fast kugelig und die Konidienträger sind unverzweigt.


    Zur Systematik:


    Wir befinden uns bei den Sordariomycetes und hier in der Ordnung der Hypocreales, da in der Familie Bionectriaceae. Eine Hauptfruchtform zu Dendrodochium pinastri ist m.W. nicht bekannt. Falls sie gefunden wird, wird sie folglich wohl nectrioid aussehen, also rot bis gelb-pustelig sein.


    Ich hatte Dendrodochium pinastri erst einmal gefunden, habe aber bei mir auch nur sehr wenige Kiefern. Wer in Kiefernwäldern an morschem Holz sucht, wird die Art vielleicht häufiger finden?! Bei Pilze-Deutschland wird nur ein Fundpunkt genannt (ich muss meinen Fund auch noch kartieren, danns ind es deren zwei). Mein Fund stammt aus dem Winter: 30. Januar 2018 (im Winter schaut man vielleicht eher auch nach solchen Winzlingen, da wenig Großpilze ablenken), Rothschwaig bei Fürstenfeldbruck, Beleg-Nr. CH2018013003


    Viel Erfolg beim Suchen,

    Christoph

    Servus beinand,


    am 9.4.2022 habe ich, neugierig, wie ich bin, bei einer Exkursion des Vereins für Pilzkunde München ins Isartal bei Pullach, südlich von München, einen kleinen Buchenast/-zweig mitgenommen, auf dem schwarze Kissen erkennbar waren:



    Als ich das dann im Mikroskop angeschaut habe, war ich überrascht von der Schönheit der Konidienträger:



    Irgendwie knuffig!


    Hier sieht man die Sporenbildung besser.




    Es ist eine häufige, aber wenig beachtete Art. Interessanterweise ist sie mit Mollisia ventosa recht nah verwandt, gehört also zu den Helotiales. Ich habe sie leider nicht nachträglich nass gemacht, was ein Aufquellen der schwarzen Kissen ergeben hätte.


    Maren Kamke (hier im Forum ja auch aktiv) hat die Art 2022 im Boletus vorgestellt: https://www.pilzforum.eu/attac…23-06-sp-cheirospora-pdf/

    Crous et al. (2015) – FUSE 1 sei zudem empfohlen: https://www.researchgate.net/p…1c1BhZ2UiOiJfZGlyZWN0In19


    Mycobank nennt als Autoren für Cheirospora botryospora (Mont.) Berk. & Broome, Ann. Mag. Nat. Hist. 5: 455 (1850). Dem widersprechen Crous & Schumacher in Crous et al. (2015: 92), die als Kombination Cheirospora botryospora (Mont.) Fr., Summa veg. Scand.: 508. 1849 angeben und dies so begründen:


    "The commonly cited combination “C. botryospora (Mont.) Berk. & Broome” was never proposed by the authors (Berkeley & Broome 1850), as they in fact cite the combination proposed by Fries (1849), which is valid. However, they do cite the incorrect page, namely p. 499, whereas Fries proposed the combination on p. 508. Because of this error, subsequent workers assumed Fries never introduced the combination, and erroneously attributed it to M. J. Berkeley & C. E. Broome."


    Liebe Grüße,

    Christoph

    Servus beinand,


    letzten Sommer war Stefan Climbingfreak bei mir zu Besuch und wir haben u.a. gemeinsam Phytos gesucht. Einer der Funde war Blumeria dactylidis an Dactylis glomerata:



    Man erkennt schön das Myzel auf dem Blatt, aber es waren kaum Konidienketten zu erkennen, alles mehr filzig. Im Mikroskop sah es daher auch nicht ganz so toll aus, denn die Konidien waren etwas "schrumpelig", was bei Mehltaupilzen schnell passiert:



    Die Bildung der Konidien in Ketten war zumindest feststellbar.


    Das Primärmyzel von Blumeria dactylidis soll sich beim Reifen in Richtung ocker bis ockerbraun verfärben, das Sekundärmyzel, das dann die Chasmothecien bildet, ist und bleibt wiederum weiß bis grauweiß. Ich muss die Art (wie so viele) mal genauer beobachten und in verschiedenen Entwicklungsstadien finden und anschauen.


    Die Gattung Blumeria wurde von Liu et al. (2021) überarbeitet und dabei u.a. Blumeria dactylidis neu beschrieben. Sie kommt v. a. auf Dactylis glomerata vor, kann aber auch Alopecurus aequalis, Anthoxanthum odoratum,

    und Lolium multiflorum besiedeln. An Alopecurus kann aber auch Blumeria hordeum wachsen, die sonst auf Hordeum spp. vorkommt.


    Liu et al. (2021) stellen auch einen Schlüssel der Gattung Blumeria vor. "Spannend" ist der Schlüsselpunkt 4:


    "4a. Bristle-like curved-falcate hyphae of the secondary mycelium remaining colorless; on Dactylis spp. (occasionally also on other hosts, such as Alopecurus aequalis, Anthoxanthum odoratum,

    and Lolium multiflorum) ............................... Blumeria dactylidis


    4b. Bristle-like curved-falcate hyphae of the secondary mycelium usually pigmented with age, yellowish, ochraceous, golden brown to brownish Complex of morphologically indistinguishable species, in part with overlapping hosts ranges (identification with certainty only possible by means of sequence analyses):

    Mainly on Avena spp. ..................................................................... Blumeria avenae

    Mainly on Bromus spp. ................................................................... Blumeria bulbigera

    Mainly on Hordeum spp., occasionally on Agrostis, Alopecurus, Bromus, Leymus, Pseudoroegneria, Triticum ................................ Blumeria hordei

    Mainly on host belonging to Poaceae tribe Triticeae, occasionally on Brachypodium, Milium, Phleum .............................................. Blumeria graminis s. str.

    Mainly on hosts in tribe Triticeae, including Aegilops, Elymus, Hordeum, Pascopyrum, Psathyrostachys, occasionally on Apera ..... Blumeria americana"


    aus Liu et al. 2021: 161


    Unsere Kollektion haben wir anhand des Wirts bestimmt, da offenbar an Dactylis nur diese eine Art vorkommt.


    Literatur:

    Liu M, Braun U, Takamatsu S, Hambleton S, Shoukouhi P, Bisson KR, Hubbard K (2021): Taxonomic revision of Blumeria based on multi-gene DNA sequences, host preferences and morphology. Mycoscience 62: 143–165.


    Online hier zu finden: https://www.researchgate.net/p…1c1BhZ2UiOiJfZGlyZWN0In19


    Liebe Grüße,

    Christoph