Beiträge von KaMaMa

    Hallo,


    An einer großen, fast freistehenden Linde auf dem Hohenstaufen (670 müNN) am Rande der Ostalb leuchtet eine weißliche Krustenflechte aus dem dunklen Moos.

    Bild 1 Alte Linden mit tief rissiger Borke an den Stämmen nahe am Waldrand


    Die Flechte ist weißlich und bildet weißliche, leicht grünliche Sorale aus.

    Bild 2 Thallus am Rand wartzig krustig, innen sorediös


    Bild 3 Detailbild


    Bild 4 Detailbild, Thallusrand rechts ev. schwach gezont


    Bild 5


    Bild 6 Kleineres Exemplar


    Ein Krümel wandert mit nach Hause.

    Bild 7 Randbereich bleibend ohne Sorale, hier Moos überwachsend. Die Warzen brechen sorediös auf. Die Sorale wachsen zusammen.


    Bild 8 Weitere Soredien nahe am Rand


    Der Thallus und die Soredien reagieren nicht, höchstens schwach gelb: K-/+ gelblich, C-, KC-/+ gelblich, P-.

    Unter UV leuchtet der Thallus mit bloßem Auge betrachtet deutlich weißlich bis leicht grünlich.

    Unter dem Stereomikroskop fotografiert sieht das folgendermaßen aus, man erkennt lila, grüne und gelbe Stellen dicht an dicht:

    Bild 9 Thallus mit UV beleuchtet: lila, grün gelb => mischt sich makroskopisch zu bläulich weiß


    Die Stelle, die mit KOH benetzt wurde, leuchtet unter UV kräftig rot

    Bild 10 Wird bei Flechten kaum beschrieben, ist aber hier sehr auffällig: K/UV+ rot


    Mit Grünalgen-Partner, erst distinkten, aber stellenweise zusammenfließenden Soralen (vgl. Bilder 3-6), einem warzigen Thallusrand ohne Sorale, den negativen Färbereaktionen lande ich mit dem Schlüssel in DFD für sterile, sorediöse Krusten (C-) bei Ochrolechia turneri (Sorale scharf begrenzt, teilweise diffus zusammenlaufend, zuletzt einheitlich sorediös, auf nährstoffreicher Rinde, freistehende Bäume, auch im Wald) bzw. Ochrolechia microstictoides (dünn, bald großflächig mehlig bis körnig sorediös, auf saurer Rinde, vermehrt im Wald).

    Der Pertusaria/Ochrolechia-Schlüssel selbst bietet ferner die Eigenschaft "UV+ bläulichgrün mit orangem Stich" (Bild 9) und führt damit zu O. turneri.

    Die Beschreibung der UV-Fluoreszenz könnte mit dem, was Bild 9 zeigt ganz gut beschrieben sein.


    Ich meine, dass hier Ochrolechia turneri vorliegt. Was meint ihr?

    ""An rissiger Borke ... oft an Tilia, ... z.B. an Waldrändern"


    LG, Martin

    Hallo Felli ,


    ja die kleinen Feigen sind im angefeuchteten Zustand wie kleine Wassersäckchen.

    Man kann sie im Ganzen mit der Nadel aus dem Substrat heben und unter das Deckglas bringen. Wenn man denn ein bissle mit der Nadel in der Nähe auf deas Deckglas drückt, quatscht das Hymenium sofort oben oder seitlich heraus.


    Ich bin gespannt, ob du tatsächlich hierzu etwas herausbekommst.

    Falls es dich interessiert, kann ich dir sehr gerne das Probenmaterial zukommen lassen.


    Bilder:

    Bild 23 Platzende Fruchtkörper (erstellt mit Video to GIF Maker)


    Ich habe ferner versucht, "vollreife" Asci aufzuzeichnen, Asci, in denen man septierte Sporen erkennt:

    Bild 24 in Wasser


    Bild 25 in Wasser, Asci schraubig angeordnet, ich sehe 6-7 Gänge / Umläufe


    Bild 26 Gefärbt in Lugol (J-), keine Reaktion


    Bild 27 isolierter Ascus (Lugol)


    Bild 28 (= Bild 4) Gefärbt in K/J, ohne Reaktion, hier leigen die Sporen etwas unordentlicher


    Bild 29 Gefärbt in Annilinblau (Lactophen-Annilinblau-Säurefuchsin)


    Bild 30 Anasomosierende Paraphysen (Annilinblau)

    Hallo Felli ,


    ich habe durch einen der geschlossenen Fruchtkörper einen, wenn auch etwas dicken, Querschnitt hinbekommen.

    Allzuviel ist wohl nicht zu erkennen:

    Bild 9 Querschnitt - in Wasser


    Bild 10a


    Bild 10b


    Bild 10c keine Algen an Stiel / Substrat erkennbar


    Keine wesentliche Veränderung beri Zusatz von 3% KOH:

    kein Verfärben, Entfärben, Auflösen; K/J negativ, nur Gelbfärbung des Cytoplasmas (vgl. Bild 4ff.


    Bild 11 nach K/J-Färbung, leicht gedrückt


    Am nächsten Morgen habe ich Wasser nachgefüllt und habe die Probe aus Bild 11 gequetscht, um die bisher nicht sichtbaren Komponenten sichtbar zu machen.

    Das ging leider zu leicht, denn so zermatschen wollte ich sie nicht im ersten Schritt:

    Bild 12 Gleicher FK, gequetscht - Übersicht 40x


    Bild 13 (gleiche Orientierung wie Bild 12) 100x

    Die Dicke der braunen Hülle scheint von unten nach oben abzunehmen.


    Bild 14 (gleiche Orientierung wie Bild 12) 100x


    Bild 15 (gleiche Orientierung wie Bild 12) 400x, Die Innenwand der FK-Hülle ist mit einer fasrigen, hyalinen Schicht ausgekleidet.


    Bild 16 (gleiche Orientierung wie Bild 12) 400x


    Bild 17 (gleiche Orientierung wie Bild 12) 400x


    Bild 18 (gleiche Orientierung wie Bild 12) 400x



    Bild 19 (gleiche Orientierung wie Bild 12) 400x



    Bild 20 (gleiche Orientierung wie Bild 12) 400x


    Die offenen "Fruchtkörper" sind wohl nur leere Hüllenreste ohne Asci, ohne Sporen.

    Die geschlossenen schwarzen FK schießen bei leichten Druck das Hymenium durch eine entweder bereits vorhandene, oder durch den leichten Druck entstehende kleine Öffnung am Scheitel heraus. Drücke ich noch mehr, platzen seitlich auf halber Höhe weitere Hyphen heraus.


    Bild 21 Drei FK-Reste und ein vitaler FK, der sich schon bei leichtem Druck auf des Deckglas durch eine Pore entleert. Alle Fruchtkörper sind gestielt.


    Bild 22 FK-Mündung mit ausgetretenem Hymenium


    Ich fürchte nur, das hilft auch nicht wirklich weiter - was meinst du dazu?

    Du hattest Patellaria angedeutet, eventuell meinst du P. atrata? Das scheint nicht gut zu passen, schon aufgrund der Stiele...


    Die von oben offen wirkenden FK sind alt und leer, von den Abmessungen scheinen sie Stiel und untere Hälfte der FK-Hülle zu sein (Bild 21).

    Entweder handelt es sich doch um einen pyrenocarpen Pilz oder um Apothecien mit sehr enger Öffnung.

    Ein typisches, weit offenes Apothecium liegt jedenfalls nicht vor.


    LG, Martin

    Hallo Felli,


    die fragst nach der Konsistenz. Ein bisschen schwierig zu beantworten bei der Größe der FK.

    Ich hatte den Eindruck, dass sie prall gefüllt wie Ballons waren, da sie auf dem Deckglas im Wasser platzen, als ich mit der Präpariernadel dran kam.

    Beim Ausdrucken des Deckglases wurden die Asci aus den FK herausgeschleudert.

    Was soll ich sagen, sie sind winzig und reagieren entsprechend schnell.

    Grüße, Martin

    Hallo,


    ein weiterer Fund, der mir Schwierigkeiten bereitet.

    Letzte WE stand eine Pappel am Wegrand im Wald, und ein Blick mit der Lupe zeigte viele weißlich berandete Fruchtkörper im tiefen Borkenriss:

    Bild 1 Borkenriss mit kleinen Fruchtkörpern direkt links des brauen Rissen erkennbar


    Die Probe, die ich mitgenommen habe, besitzt schwarze, kurz gestielte Fruchtkörper mit breiten Köpfen.

    Ist der Fruchtkörper geschlossen, sind die Asci im Inneren noch in der Entwicklung.

    Später öffnet sich der blasige Kopf und legt die reifen Asci frei. Der Rand der Fruchtkörper ist dann hell gesäumt.

    Bild 2a Links unreife, schwarze Fruchtkörper noch ohne Öffnung; oben rechts alte, geöffnete Fruchtkörper mit weißlichem Rand.

    Die Fruchtkörper sind sehr klein, der Durchmesser liegt bei ca. 300 µm, die Höhe mit Stiel irgendwo bei 500 µm.

    Sie sind zudem dünnwandig und platzen leicht auf.

    Der Stiel selbst hat einen Durchmesser von 100-150µm.


    Bild 2b Reife/überreife Fruchtkörper mit weißem, gekerbtem Rand


    Eine Quetschprobe von einem geschlossenen Fruchtkörper zeigt schlanke, keulige Asci mit Haken und einige wenige frei schwimmende, noch einzellige, gekrümmte Sporen:

    Bild 3 Asci mit Sporen und freischwimmende, gekrümmte Sporen

    Die Asci messe ich um 110-120 x 15 µm, unreife, einzellige Sporen liegen bei ca. 26-27 x 4,5-5 µm (Krümmung nicht berücksichtigt).

    In anderen Asci liegen 4-zellige, vermutlich reife, ebenfalls farblose Sporen.


    Das Hymenium reagiert J- (gelb) und in K/J- (gelb bis schwach orange).

    Sucht man, findet man in den Asci 4-zellige Sporen. Die Septen sind gut nach Färben in Lugol erkennbar:

    Bild 4 Hymenium in K/J gefärbt. 3-septierte Sporen erkennbar.

    Asci wahrscheinlich 8-sporig.

    Es ist kein amyloider Appikalapparat vorhanden, keine Okularkammer.


    Bild 5 Weitere Asci mit 3-septierten Sporen


    Bild 6 Gequetscher Fruchtkörper in Wasser mit Lugolzusatz, der Asci freisetzt.


    Bild 7 Anastomosierende, septierte Paraphysen oder Paraphysoide (Probe nach K/J-Behandlung), Durchmesser um 1,5 µm.


    Weit geöffnete Fruchtkörper mit weißem Rand scheinen überaltert und liefern keine verwertbare Daten, keine Asci, keine Sporen.


    Auf der weißen Oberfläche des Substrates (oder Thallus? vgl. Bild 2b) sind Trentepohlia-Algen zu erkennen.

    Es ist unklar, ob sie zum Pilz gehören, oder nur zufällig am gleichen Ort vorkommen.

    Ein Schnitt durch das Substrat zeigt jedenfgalls keins grüne Algenschicht - wobei es schwierig sein könnte, orange Algen in einer braun-orangen Rinde zu erkennen.

    Grünalgen sind wohl nicht in größerer Zahl im Substrat vorhanden:

    Bild 8 Schnitt durch Substrat (Rinde)


    Derartige Pilze werden - egal ob lichenisiert oder nicht - oft in der Flechtenliteratur mit behandelt.


    Einen Versuch ist es wert:

    # Setze ich eine pyrenocarpen Fruchtkörper voraus (von gestielten Pertithecien habe ich allerdings noch nie gehört und ein Stiel widerspricht meiner Meinung nach dem Sinn eines bis auf eine Pore geschlossenen Fruchtkörpers, der meist in den Thallus eingesenkt ist), lande ich beim weiterführenden Schlüssel für Leptorhaphis/Cresporhaphis/Celothelium, einer Gruppe nicht eindeutig lichenisierter Pilze mit gekrümmten, 1-4-zelligen Sporen, Hymenium u.a. J+gelb, Asci 8-16-sporig. L. epidermidis z.B. scheint sehr häufig in Form kleiner schwarzer Püntchen in/auf weißer Birkenrinde vorzukommen, da muss ich mal darauf aufpassen. Die Arten sind sehr wirtsspezifisch und auf eine Baumart beschränkt. Klingt nach leichtem Spiel, aber leider passen die Beschreibungen der Arten letztlich gar nicht, die FK sind ungestielt und natürlich eingesenkt.


    # Falls die FK als Apothecien gelten, gelange ich leider zu keiner vielversprechenden Flechten-/Pilzgattung.


    Weiß jemand vielleicht Rat?


    LG, Martin

    Blatt- und nadelbewöhnende Flechten sind meist klein und unauffällig, sie werden deshalb leicht übersehen.


    Pieter P.G. van den Booms Büchlein "Foliicolous lichens and their lichenicolous fungi in Macaronesia and altantic Europe" ist ausschließlich diesen Flechten gewidmet.

    150 Arten werden behandelt, darunter 109 Microflechten (Krustenflechten), 29 Makroflechten (Blatt-/Strauchflechten) und 12 lichenicole Pilze - darunter 10 neu beschriebene Arten.

    Bestimmungsschlüssel sind enthalten.

    Die Arten werden in alphabetischer Reihenfolge beschrieben, meist mit farbiger Abbildung (Makroaufnahmen, auch Mikroskopaufnahmen) und Fundstellenangabe.

    Enthalten in der Reihe Bibliotheca Lichenicola, Band 111 (2021).


    Fontispiz


    Beispiel Doppelseite zu Bryostigma-Arten


    DinA5, Softcover.

    Hallo nochmal!


    Ich denke, das Rätsel ist gelöst.


    Gestern kam eine neues Büchlein mit der Post: Pieter van den Booms "Foliicolous liches and their lichenicolous fungi in Macaronesia and atlantic Europe". 150 Arten (darunter 109 Krustenflechten) werden im Buch besprochen und ein dichotomer Schlüssel ist begegeben.

    Beim ersten Durcharbeiten lande ich wegen der makroskopisch von mir als schwarz eingestuften Apothecien bei der Gattung Catillaria (u.a. C. nigroclavata), was aber wegen der anderen Parpahysen schon nicht passen kann. Die Wahl dunkelbrauner Apothecien ohne Thallusrand führt dann wieder zu Fellhanera, was nicht stimmen kann...


    Wähle ich anstatt sitzender Apothecien in Schlüssel die alternative Abzweigung "Ap. level with the thallus, immarginate", gelange ich zu Arthonia und Bryostigma.

    Randlos sind die Apothecien, aber liegen auf einer Ebene mit dem Thallus? Wenn ich Bild 5 und 6 heranziehe, sind die Apothecien tatsächlich ähnlich größ wie die größten Thallusgranulen und enden teilweise in der gleichen Höhe.

    Nächste Entscheidung: Sind die Apothecien globos oder nur konvex? Ich möchte meinen, dass die größeren Apothecien korrekt als konvex beschrieben werden müssen.

    Dann lande ich bei "Ap. 0.05-0.24 mm diam. , dark brown to often black, ascosp. 8-12(14) x 2,5-4 µm. Bryostigma muscigenum".
    In GB und F auf Koniferennadeln nachgewiesen.


    Zurück zu W-H-S: Hier wird eine Arthonia muscigena geführt. Bei Italic werden Arthonia muscigena und Bryostigma muscigenum als Synonyme für Bryostigma lapidicola genannt.

    Bemühe ich den Arthonia-Schlüssel im W-H-S sollten gelten: Auf Pflanzenmaterial lebend (Rind, Holz), Sp. 2z, Ap. unbereift, Ap. rundlich, Ap. R-, coccoide Grünalgen (!), Paraphysenenden mit brauner Kappe (?), Sp. kleiner als 16µm, Hyp. hellbraun, Ap. basal verengt sitzend, gewölbt, randlos, bis 0,3mm, Epihym. grünlich braun (!), Hym. farblos, 25-30µm, Thallus körnig.

    Bis auf die braunen Paraphysenkappen kann ich alles so bestätigen.


    Zu B. lapidicola weiß Italic noch folgendes zusätzlich: "forming < 5 mm wide patches", "paraphysioids very scanty", "Ascospores 1-septate, hyaline, ovoid to clavate, 8-12(-14) x 2.5-4(-5) μm, often with a slightly pointed end, thick-walled."

    Die etwas gespitzeten Sporenenden sind vorhanden, die Sporenform asymmetrisch ("keulig", "sohlenförmig"), Papaphysen kaum zu finden.


    Die französische Seite ergänzt zahlreiche gute Mikrofotos und weiß zur Jod-Reaktion bei B. lapidicola (AFL): "hyménium I- a été observé dans l’Orne et dans le Finistère (où existe également le chémo à hyménium normal, I+ rouge).", d.h. die J+ rote, hemiamyloide Reaktion ist bei dieser Art bekannt.


    Eigentlich passt alles: die Sporenform, Sporengröße, die kleinen dicken Asci mit der deutliochen Okularkammer, hemiamyloides Hymenium, usf.

    Ein paar Kleinigkeiten, wie z.B. braune Paraphysenenden, Thallus K/J+ blau, könnte ich noch überprüfen, aber das spare ich mir vorerst.

    Andere Flechten warten!


    LG, Martin

    Hallo Bernd,


    erstaunlich, was du alles an Stecknadeln aus der Borke herauszauberst.


    Ebenso erstaunlich, wie viele unterschiedliche Stecknadelflechtenarten im gleichen Lebensraum nebeneinander coexisitieren.

    Gibt es da womöglich eine Sukzession?


    LG, Martin

    Hallo Matthias,


    Danke vielmals für das interessante Paper.

    Ich glaube fast, du hattest mir schon einmal nahegelegt, es zu lesen. Jedenfalls finde ich eine Kopie davon in meinem Taeniolella-Ordner.

    Ich habe das Paper geradde durchgeblättert, in der blöden Meinung, so einen auffälligen Pilz würde ich anhand der sehr guten Zeichungen und Fotos im Paper erkennen.

    O Gott, die beschriebenen Arten sehen ja alle fast gleich aus! ==Gnolm4 ==Gnolm6


    Ich muss nochmal an die Probenpräparation, wahrscheinlich habe ich einfach zuviel Material genommen und sehe nicht alles Wichtige.

    Jedenfalls weiß ich jetzt zumindest, dass das, was ich als Phragmosporen interpretiert hatte, in Wirklichkeit die Konidiophoren sind, die ich vergeblich gesucht hatte. ==Gnolm8

    Das ist ein großer Schritt in die richtige Richtung.


    Morgen geht's weiter.

    Aber erst mache ich einen Ausflug.


    Viele Grüße und nochmals Danke!

    Martin

    Hallo Matthias!


    Ja, genau das ist auch meine Beobachtung.

    Sie steht halt nur im Widerspruch zur Angabe für die Gattung Fellhanera im Wirth ".. Hymenium farblos, J+blau ..", Itlaic zu F. viridisorediata: "hymenium colourless ... I+ blue; ...with a K/I+ blue apical dome containing a darker blue, tubular ring-structure, and an amyloid coat...", BLS zu Fellhanera "Hymenium colourless, I+ blue".


    Das stört mich halt ein wenig bei der Zuordnung. Oder schreibt einer vom anderen ab und niemand prüft das, ob es stimmt? Ansonsten wird immer J+ rot bei hemiamyloiden Proben angegeben.


    Sehr schöne Tafel übrigens, gefällt mir gut! Du beobachtest offenbar viele einzellige Sporen bei F. bouteillei.


    LG, Martin


    PS: Interessant finde ich, dass die rot-violette Färbung, wenn ich den Objektträger übernacht stehen lasse, Tags darauf verschwunden ist und einer schwachen, graublauen Färbung Platz macht; offenbar nimmt über etliche Stunden Luftkontakt die Menge an wirksamem Jod ab und die bläuliche Färbung der hemiamyloiden Probe tritt zutage. Einen deulich blauen Tholus sehe ich aber nicht. Gibt man nochmals Lugol dazu, färbt sich die Probe sofort wieder zurück um nach rot-violett.
    Das hatte ich noch nicht beobachtet, normalerweise entsorge ich die Probe mit dem Objektträger noch am Abend.


    Bild A1: Links Färbung nach K/J => violett / Mitte: gleiche Probe eine Nacht später => blau / Rechts: Erneute Zugabe von Lugol: wieder violett

    Hallo!


    Auf altem Harzfluss einer Tanne (?) finden sich neben Fruchtkörpern von Sarea difformis und Lepraria incana (türkis, R-, K/UV+ orange) auch dicke, braune Polster, die fast ausschließlich aus unverzweigten Zellketten bestehen.

    Diese Lager bestehen aus meist 4-5-zellige, aber auch um kürzere (bis 1zellige) oder längere Zellketten (Phragmosporen).

    Es finden sich keine Längssepten, keine Verzeigungen.

    Die Oberflächen der Sporenketten sind teils glatt, teils stark rissig ornamentiert.

    Die Durchmesser der stets unverzweigten Ketten liegt bei 5 µm, die Hyphenwände sind sehr dick (knapp unter 1µm), die Septen schwach eingeschnürt.


    In unmitelbarer Nähe dieser braunen Hyphenlager befindet sich meist auch Lepraria incana, weshalb ich einen lichenicolen Pilz vermuten möchte.

    Einen lichenicolen Hyphomyceten voraussetzend und den Schlüssel von Diederich et al. (Lichenicolous Fungi, Volume 2 · Hyphomycetes) benutzend, gelange ich zur Gattung Taeniolllela, das scheint mir soweit vernünftig.

    Dann wird es schwierig, die Flut von Hyphomyceten-Fachbegriffen ist für den Einsteiger schwer zu durchblicken.


    Für den Wirth L. incana wird fakultativ Taeniolina scripta angegeben, deren Hyphen allerdings verzeigen.


    Was könnte das für ein Pilz sein?

    Lässt er sich weiter eingrenzen?


    LG, Martin


    Bilder:

    Bild 1 Alter, trockener Harzfluss an Tanne


    Bild 2a Braunes Hyphenpolster


    Bild 2b


    Bild 2c


    Bild 3 in Wasser, 1000x


    Bild 4


    Bild 5


    Bild 6


    Bild 7


    Bild 8


    Bild 9


    Bild 10


    Von einen großen Lager (um 2 mm), jetzt in Öl gebettet, lassen sich auch andere Hyphen finden, die ev. zur Konidiophore gehören.

    Heller, dünnere Wandung, Durchmesser nur um 3µm, Septen viel weiter auseinander gelegen:

    Bild 11


    Bild 12


    Bild 13


    Bild 14


    Bild 15

    Hallo zusammen,


    beim folgenden Fund, bin ich mir nicht sicher ob die Bestimmung passt, vor allem wegen der roten Reaktion des Hymeniums auf Lugol.

    Trotzdem vermute ich eine Fellhanera cf. viridisorediata.

    Vielleicht liege ich aber komplett daneben?


    Zur Beobachtung:

    Bild 1 Ein Waldweg im Herzen der Schwäbisch-Fränkischen Waldberge, mit einer Tanne an der Böschung...


    Die untersten Äste besitzen überwachsene Nadeln. Das will untersucht werden!

    Bild 2 Tannenwedel mit hellen Stellen auf den Nadeln


    Bild 3 Vermutlich keine Hinterlassenschaft von Vögeln, oder?

    1-2-3 Zweiglein eingesackt.


    Bild 4 Erstmal nichts Spektakuläres unter der Lupe, dann ein erstes, winziges, schwarzes Apothecium mit gelb-grünem Thallus!


    Bild 5 Eine andere Tannennadel auf dem zweiten Ästchen besitzt viele dieser Apothecien!

    Die Tannennadel ist etwas 2 mm breit. Der Thallus ist gelblich sorediös.


    Bild 6 Die Apothecien sind rein schwarz, die Scheiben gewölbt, uneben.

    Sie sitzen verjüngt auf dem Thallus auf.

    Einen Rand (Excipulum), insbesondere einen hellen, erkenne ich nicht.

    Die Fruchtkörper sind winzig, die größten darunter messen knapp 120 µm.

    Der Thallus reagiert R-, UV-.


    Bild 7 Apothecium in Wasser in Aufsicht.

    Die blasigen Strukturen bis zum Rand sind die Asci.

    Auch hier noch kein Fruchkörperrand (Excipulum) erkennbar.

    Der Photobiont sind coccoide Grünalgen.

    Im Zentrum stammt die Braunfärbung vom Hypothecium, der bläuliche Schimmer randlich stammt vom Epihymenium.


    Bild 8 Das Auflicht enthüllt nichts wesentlich Neues, nur einige Hyphen sind seitlich besser zu erkennen


    Bild 9 Dünnschnittversuch (in Wasser) - das Hypothecium ist dunkelbraun.

    Auch hier kein deutlicher Rand / Excipulum erkennbar.

    Kristalletest im polarisierten Licht: keine vorhanden.


    Bild 10 Gequetscht in Wasser zeigt sich ein braunes Hypothecium und ein bläuliches bis bräunlich schimmerndes Epihymenium.

    Dazwischen ein farbloses Hymenium mit dicken, keuligen Asci (um 20 x 10 µm).

    Die Asci sind 8-sporig, was nach Färben in K/J viel besser zu erkennen ist (siehe Bilder 14/15).


    Bild 11 Hymenium nach Lugolzugabe => rot-violett, ganz sicher nicht blau (nur zu allererst in starker Verdünnung)

    Betroffen sind Asci, die Hymenialgallerte und die Hyphenmasse rechts im Bild, die zur Algenschicht gehören könnte.


    Bild 12 Durch das Quetschen werden etliche Sporen frei.

    Das Hymenium ist mit Lugol violett eingefärbt, die Sporen gelblich.

    Die Sporen sind sohlenförmig (birnenförmig?), d.h. eine Zelle etwas größer und rundlicher als die zweite Zelle, die schlanker und länglicher ist.

    Das Septum ist schwach eingeschnürt.

    Die Sporen messen 8,0-10,0 x 3,0-3,5 µm.

    Das Epihymenium reagiert K-.

    Es entfärbt sich bei Zusatz von 3%iger KOH, ebenso wie das Hypothecium.


    Bild 13 Nach Spülen und Zusatz von Lugol reagiert das Hymenium erst K/J+ bräunlich orange.

    Dia Asci wirken bläulich.


    Einen Tag später dominiert die blaue Färbung:

    Bild 14 Hymenium K/J+ blau mit rötlichen Resten (1d Einwirkdauer).

    Die Asci sind erkennbar 8-sporig, die Okularkammern sind gut erkennbar.

    Apikalstrukuren sind allerdings nicht eingefärbt.


    Erneuter Zusatz von einem Tröpfchen Lugol färbt alles orange ein:

    Bild 15 K/J+ orange-rotes Hymenium.

    Eventuell hat vorhandesnes Rest-KOH die J-Konzentration soweit abgesenkt, dass das hemiamyloide Hymenium blau erschien (?). Die Erhöhung der Jodkonzentration liefert eine klare orange-rote Reaktion.


    Paraphysen kann ich nicht auflösen, nicht in Wasser, Lugol auch in BWB gefärbt nicht eindeutig, wenn überhaupt sehr, sehr wenige.


    Substrat und die 2-zellige Sporenform führen meiner Meinung nach zu Flechten der Familie Pliocarpaceae (Fellhanera, Fellhaneropsis, Byssoloma), entsprechende Gattungsschlüssel dann immer zu den gleichen Verdächtigen:

    Wirth-Hauck-Schultz: 1* Hyp. blassbraun - 6 Thallus sorediös / mit Soralen - 7 F. viridisoretdiata: Ap. mit deutlich hellem Rand ? / 7* F. boutteilei: Ap. rosa bis ocker (passt nicht)

    Italic: 1* mit Ap. - 2 Ap. schwarz => F. christianensii (Hym. J+blau, Ap.rand heller, Sporen 4-8-zellig,...) passt gar nicht.

    bzw. 2* Ap. nicht schwarz (Durchlicht ja bläulich/bräunlich) => F. bouteillei / F. viridisorediata

    Lücking ("Foliicolous Lichens in the Black Forest, Southwest-Germany", carolinea, 67, 2009): 1a Apothecien - 2b Sporen nicht 10x länger als breit - 3b nicht Scoliciosporum curvatumm Sporen nicht mondsichelförmig - 4b Ascosporen 2-zellig - 5a Sporen 2-zellig, Ap. dunkelbraun, Th. mit diffusen, grünlichen Soralen => F. viridisorediata

    British & Irish Lichens / Key to genera of Pilocarpaceae => F. bouteillei / F. viridisorediata


    Auch wenn die Beschreibung nicht 100%ig passt, ich stolpere also dauernd über Fellhanera viridisorediata.

    Kennt jemand die gefundene Flechte bzw. Fellhanera viridisorediata und möchte hierzu etwas sagen?

    Jede Anmerkung nehme ich dankend an, denn alles ist letztlich lehrreich. ==Gnolm13


    LG, Martin

    Hallo Paulis,


    solche Fomfom-Städtchen kann man mittlerweile kaufen. Sie werden aus dem Pilz geschnitten und nach oben herausgeschoben.

    Die Fensater und Türen werden noch irgendwie hineingebrutzelt.

    Das hat Hans hier im Forum schon einmal vorgestellt.

    Allerliebst!


    LG, Martin

    Oh, ich wollte nicht sagten, dass ich kein Wachstum erkenne. Vielmehr scheint ein zusätzliches An- und Abschwellen durch Feuchtigkeitsaufnahme und- abgabe überlagert zu sein. Die Größenänderung durch Änderung des Feuchtigkeitsgehaltes ist stark oder gar stärker als da Wachstum selbst von Frame zu Frame.


    Klare Worte zu finden und sich angemessen auszudrücken ist immer schwierig. ==Gnolm4


    Bzgl. der Caloplaca: Meinem Verständnis nach wächst der Thallus am Rand, was kann ich in der Thallusmitte erwarten? Nur am Rand kann die 2D-Kruste sich vergrößern und seinen Algen zusätzliche Fläche bieten. Dickenwachstum bringt nichts, aufsteigende Lappen etc. hat die Kruste nicht. Um sich zu vergrößern und nicht selbst überwachsen zu werden, muss sie am Rand zulegen. In der Thallusmitte steht anschließen Platz für die Vermehrung zur Verfügung (Fruchkörpe, Isidien, Sorale).

    Wächst sie nicht, wird sie überwachsen, gefressen oder geht aus anderen Gründen irgendwann unter (Krankheit, Parasiten, Phys. Effekte). Nur wenn sie unaufhörlich weiterwächst, ist auf Dauer die größte Chance für erfolgreiche Vermehrung gegeben.


    In der Mitte passiert wenig. Manchmal stirbt die Flechte hier sogar ab und wächst nur am Rand nach außen weiter (z.B. C. cirrochroa u.a.)


    LG, Martin

    Hallo Peter,


    sehr hübsche Idee und schön umgesetzt!


    Bei den vielen der beobachteten Krusten scheint wenig zu passieren. Das An- und Abschwellen durch Befeuchtung dominiert gegenüber dem Wachstum.

    Die kleine Phaeophyscia (?) hingegen gibt richtig Gas und man kann prima ihre Entwicklung in deiner Bilderfolge verfolgen.


    LG, Martin

    Hallo,


    ich frage mich schon lange, wie schnell eigentlich unsere heimischen Krustenflechten wachsen. Man liest für Krustenflechten von wenigen Millikmetern pro Jahr, während Blatt- und Bartflechten erhebleich schneller wachsen können.


    Gestern habe ich eine schöne, leicht identifizierbare Stelle mit Variosporen fotografiert, die ich im April von 2 Jahren (2023) bereits aufgenommen hatte.

    Damals war die alte Weinbergsmauer am Ortsrand noch von Brombeeren überwachsen und in Halbschatten getaucht.

    Das Haus am Ende der Sackgasse, wo die Flechte wohnt, war seit Jahren leer gestanden.

    Bild 1 Variaporen im April 2023


    Gestern war ich wieder einmal dort und musste feststellen, dass die Brombeeren zurückgeschnitten waren und im Haus am Ende der Straße eifrig gebort und gehämmert wurde. Die neuen Bewohner richten sich das alte Haus her.

    Die Varisporen sind jetzt im grellen Sonnenlicht ausgesetzt, was sie aber sicher nicht stört.

    Bild 2 Variosporen im Mai 2025


    Ich hatte eigentlich keinen Vergleich im Sinne, aber jetzt am Rechner, finde ich das spannend. 2 Jahre, da sollte man einen Unterscheid sehen, oder? Auf den ersten Blick ist kein Unterschied festzustellen.


    Ich wähle zwei Bildausschnitte, in denen zwei Flechten dicht benachbart sind, da sich die Lücke hier aus zwei Richtungen schneller schließt und ein Vergleich leichter fallen sollte:

    Bild 3 Bildausschnitte


    Bild 4 Bildausschnitt oben - die kleine Lücke zwischen den beiden Thallus schließt sich allmählich.

    Die Verluste durch Schneckenfraß sind nicht unerheblich, überwiegen vermutlich den Zuwachs.


    Bild 5 Bildauschnitt unten - auch hier scheint sich die Lücke zu schließen. An anderer Stelle (ganz oben) fehlen auch ganze Lappen, die vor 2 Jahren noch da waren.


    Was hier fehlt, ist ein Maßstab.


    Für Variospora flavescens wird eine typische Lappenbreite von 1(-1,5) mm angegeben, für V. aurantia etwa die doppelte Breite. Die Breite der Lücke hat sich vielleicht um 1-2 Lappenbreiten verjüngt.

    Mehr als einige wenige Millimeter für jeder der benachbarten Flechten kann es damnach nicht sein. Damit scheinen 1-2 mm Wachstum pro Jahr durchaus realistisch zu sein.


    Ich hoffe für die Flechtlein, dass sie noch viele Zentimeter älter werden dürfen. Allerdings ich fürchte, dass die alte, wacklige Mauer bald entfernt werden wird. Die neuen Bewohner haben sich diesbezüglich geäußert, als ich ihnen erklärte, was ich hier mache. ==Gnolm2


    LG, Martin

    Wow, Maximillian!


    Diese schöne ungestielte Nadelflechte habe ich bisher nicht finden dürfen.

    Ende Juni bin ich wieder in den Alpen - mal schauen, was mir alles über den Weg wächst.


    LG und Gratulation zum tollen Fund! ==Gnolm8

    Martin

    Hallo Ernst,


    Danke für den Tipp!

    So steht es auch in dem von dir fotografierten Buchauszug (Die Flechten BWs?).

    Schiefer gibt es hier nicht. Basalt wird auch genannt, gibt's hier auch nicht. Ich habe bisher nicht darüber nachgedacht, aber Gleisschotter besetzt wohl meist aus Basalt. Der hohe Schwermetallanteil durch den Metallabrieb der Laufreifen und Schienen macht das Gelände natürlich noch interessanter in puncto Flechten.

    Die Höhenlage und Besiedlungsdichte spielen sicher auch eine wichtige Rolle. BW ist hier im Neckarraum ziemlich dicht besiedelt.

    Alte Industriebrachen znd Tagebaugelände wären sicher auch nicht schlecht.

    Na ja, ich habe das in im Hinterkopf und schau weiter, wo es vielleicht ähnliches hier im Odenwald / nördl. Schwarzwald gibt.


    LG, Martin

    Aha,

    entlang von Bahngleisen auf von Eisenost überzogenem Schotter vorkommend?

    Hat so etwas heute noch Gültigkeit? Ich hätte gedacht, dass die DB alles mit Gift besprüht, um die Vegetation fernzuhalten.


    Alte, kleine Bahnhöfe und Gleisanlagen fand ich früher immer spannend. Leider lebe ich seit geraumer Zeit nicht mehr in der Nähe davon. Ob sich ein Abstecher flechtenmäßig lohnen würde?

    Was meint ihr?


    LG, Martin

    Hallo Ernst,


    bei derartig unvollständigen, teilweise widersprüchlichen Angaben ist es natürlich schwierig zu einem Ergebnis zu kommen.


    Vielleicht meldet sich ein erfahrener Forent zum Thema.


    LG, Martin

    Hallo Ernst,


    zuerst: ich kenne die Flechte nicht.

    Mit den Beobachtungen, die du nennst, gelange ich im dt. Schlüssel ebenso (recht eindeutig) bis zur Verzweigung S. evolutum / S. saxatile.

    Die Fotos sind stark vergrößernd und daher fehlt Tiefenschärfe. Ich würde nicht alle Bilder so stark vergrößern, da geht mehr Detail verloren, als man gewinnt.

    Ich vermisse ein Übersichtsfoto vor Ort im Habitat, in Gesamtansicht. Das ist immer sehr hilfreich.


    Das Wissen um das Habitat könnte hilfreich sein. Oft ist es bestimmungsrelevant. Schiefer ist ein metamorphes, urspr. feinkörniges (Ton)Gestein und kann aus allem möglichen hervorgehen.

    Ich lese zu beiden Arten:

    S. evolutum auf kalkfreiem Silikat (sauer), an schattigen, erdinkrustierten, bemoosten Flächen; hochmontan-alpin. Selten in der montanen Stufe. An der Basis reicht verzweigend - sehe ich nicht, da würde wieder ein Übersichtsbild helfen.

    S. saxatile wie S. vesuvianum, also auf basischem Silikat (Basalt), auch im Tiefland und oft mit S. vesuvianum vergesellschaftet.


    Vielleicht hilft dir auch eine weiterführende Recherche zum vorliegenden Schiefer weiter.


    LG, Martin


    Ach, ja:

    die Beschreibungen bei AFL sind ganz gut gemacht:

    Stereocaulon evolutum

    Stereocaulon saxatile