Hallo allerseits, diese Keule hatte Matthias vor langer Zeit untersucht und als C. pullei bestätigt. Seitdem kommt die Art an der gleichen Stelle immer mal wieder, in diesem Jahr auffallend spät. Zum Vergleich/Kontrast mit der anderen rotbraunen Art (Clavaria cf. fuscoferruginea), habe ich nochmal einen zum Absporen mitgenommen
5-5,8-7*3-3,3-4, Q~1,6-1,75-2, teilweise verfärben die Sporen in BWB und vereinzelt gibt es Sporen mit Blase/Tropfen
LG, Bernd
Hallo allerseits,
mittlerweile bin ich dazu gekommen, den Sporenabwurf anzuschauen. Nicht wesentlich abweichend 5,5-6,2-8*2,5-3-3,5 µm, Q~1,7-2,1-2,6
Weitere Fotos und ein vollständiges Belegexemplar, die helle Bereifung der frischen Exemplare liegt m.E. an der extrem dichten Belegung mit Sporen
mit rund 90 mm größer als in der Literatur genannt, aber bei einer Handvoll Funden wird jeder neue Fund in dem einen oder anderen Parameter das Spektrum erweitern
ob der kleine im Vordergrund auch dazugehört, jung, alt, unterentwickelt? oder gar was anderes ist, hab ich nicht geprüft. Da die Büschel wachsen, gehe ich davon aus, dass der dazugehört.
Der sterile Teil ist nur sehr kurz, hier ist der Übergang leidlich zu sehen
das vorgestern schon gezeigte, verdrillte, ältere Exemplar
LG, Bernd
N'abend,
war mal wieder auf der Wiese schauen. die Entolomas sind lange durch, Hygrocybe war bescheiden in diesem Jahr. Aktuell stehen allerlei Cuphophyllos in der Landschaft, besonders viel auch die duftende. Von den Zungen sind noch alle 4 Arten da. Und einige wenige Keule und Korallen. Clavaria pullei an üblicher Stelle aber in kleiner Anzahl. 50 m weiter eine weitere dunkle, rotbraune Clavaria, ähnlich in der Färbung wie pullei, aber deutlich kräftiger und variabler in der Wuchsform - was auch am Standort liegen könnte. Denn pullei steht im hohen Gras und hier ist es eher kurz. Kurzer Blick durchs Glas zeigt, dass die größeren Sporen sehr lang und schmal sind, Q>2, womit pullei raus ist und greletii nicht mehr beerücksichtigt werden muss. Nach Kautmanova et al. 2012 kommt mit Q ~2 eigentlich nur noch Clavaria cf. fuscoferruginea in Frage. Wenngleich mir die Pigmentierung "Pigments dark, intracellular, present in hymenium only, incrustations absent" nicht ganz zu passen scheint.
ganzer Pilz, auf dem Foto leider kaum noch zu sehen, dass die großen Sporen so lang sind, die kleineren haben natürlich niedrigere Q-Werte
meistens 4-sporig
Wasser
Sporen so 6,5*3. Zur Variabilität sage ich was, wenn der Abwurf da ist - falls es interessiert.
gleiche Stelle mit anderem Fokus
LG, Bernd
Hallo Andreas, also die helle Rinde sieht schon aus wie Fichte. Und das Holz, als wäre es von Wildschweinen (?) entrindet worden. Die dunkle Rinde wäre dann harzgetränkt. Meine Idee, dass es Apfel oder Kirsche hätte sein können, scheint damit zu entfallen.
LG, Bernd
Hallo Andreas,
an Fichte glaube ich bei dem Stubben nicht. Ich denke eher an ein belaubtes Hartholz. Die Schnittfläche ist dunkel und nicht mehr ganz frisch, aber immer noch glatt. Abgesehen von Löchern, wo die Fasern ausgerissen sind. Der rechte Rand zeigt Spuren eines Bruchs, möglicherweise abgesägt nachdem der Baum abgebrochen war (Schneelast, von anderem Baum mitgerissen?) Oder das Wegsägen erfolgte nicht ganz normgerecht, wogegen aber die Löcher sprechen.
LG, Bernd
N'abend,
liege ich hier richtig mit Cantharellus cinereus? Allerdings ganz untypisch, wenn man der Literatur Glauben schenken darf, in einer frisch durchforsteten Fichtenschonung, laut Forstkataster 42 Jahre alt. Die Eichenblätter sind von der anderen Seite des Fahrwegs hergeweht. Da steht kein Laubbaum in der Nähe.
Danke für's Anschauen und ggf. Bestätigung oder Korrektur.
LG, Bernd
Hallo Karl, das erscheint ja durchaus plausibel. Allerdings entwickeln sich die Sporen doch nicht alle gleichzeitig und es ist schwierig, einen Vorgang zu entwerfen, der die trotzdem alle gleichermaßen betrifft. Das müsste dann schon irgendein Befall sein - habe ich nicht festgestellt. Oder aber (eu)genetisch. Andererseits bringt es nicht viel, Unbekanntes mit anderem Unbekannten erklären zu wollen. Momentan ist "unbekannte Art" gleichwertig mit "bekannte Art mit unbekannter Entwicklungsstörung". Ich schaue mir morgen noch das an, was ich auf der Magerwiese und im Wald für cookeanum halte.
LG, Bernd
Hallo Wolfgang, willst du damit sagen, dass die Sporen erst braun werden und danach wachsen und dann erst reif sind? Nahezu alle Asci voll mit braunen Sporen ist doch normalerweise ein Zeichen der Reife - oder etwa nicht?
Was ich mir ja vielleicht vorstellen könnte, wäre so eine Art Notreife, dass das Wachstum unterbrochen wurde, bevor die Sporen ausgewachsen waren, und dann per Notreifung die nicht fertig gewachsenen und septierten Sporen ausfärben - verhalten sich Belege so, die man zu früh, im unreifen Stadium entnimmt? Kann man die in der Feuchtkammer zur Notreifung bringen? Trocken sicher nicht?
LG, Bernd
N'abend,
Von der Wiese habe ich kürzlich 2 schwarze, in enger Nachbarschaft stehende Erdzungen eingesteckt, eine etwas breitere #1 und eine betont schlanke mit relativ kurzer und schmaller Laffe #2 - also makroskopisch eher nicht wie cookeanum ausschauend. Meine Erwartung war, dass die zur gleichen Art gehören, aber ach ...
Ähnlich ging es mit 2 braunen Zungen aus engster Nachbarschaft im Wald, die dann mikroskopisch nicht mehr zusammenpassen, aber erst mal zu der untypischen schwarzen #1.
Foto von vor Ort gibt es nur von der schlanken.
#1 hat sehr kurze Sporen, also jedenfalls für einen Geoglossum, die Asci sind so 160-200*15-22 µm, 8-sporig, Sporen 28-38-51*6-7-8 [9,5], Q~3,5-5,3-8,5 (aus dem Abwurf), variabel septiert, bis zu 7
Paraphysen variabel, selten gebogen, die Endzelle meist kugelig verdickt, bis zu 9 µm breit, mit oder ohne Septum
Abwurf
in Melzers
Mit dem aktuellen (2026) Schlüssel von FoTE verglichen - es gibt nichts, was auch nur nahe kommt. 1→7→8→21→30→36→37→39→40→46→47 und da verlassen sie ihn, denn nun braucht man entweder Qav ~8,5 oder mehr. Wobei die Schlüsselfragen immer unschwer und eindeutig zu beantworten sind. Daneben hat der Schlüssel den Vorzug des bildlichen Begleitmaterials, so dass man schnell drüberscannen kann. Die Arten mit den kurzen dicken Sporen G. dunense und G. heuflerianum stammen aus ganz anderen Biotopen und werden als winzig beschrieben.
Bei #2 sind die Sporen deutlich größer und länger 53-63-72*6,5-7,3-8 µm, Q ~7-8,6-10,3 (Abwurf), fast immer mit 7 Septen
Melzers
die Sporen sind eingebeult, wie an Luft im Abwurf, die Spitzen der Paraphysen sind auch sensibel
bei Asci mit unreifen Sporen verfärbt sich das Innere, die Spitze ist aber nicht blau (abgesehen von Beugungserscheinungen) - gilt das dann als J+ oder nicht?
Wenn ich versuche den zu schlüsseln, so fragt 39 nach der Sporenlänge
ZitatSpores on average shorter than 65 µm (full interval 30-66 µm). . . . . . . 40
Spores on average longer than 65 µm (full interval 60-100 µm). . . . . . . 52
da müssen dann beide Wege gegangen werden. →40→46→47 und dann ist man mit Q bei der erst kürzlich beschriebenen Art, die deutlich kleiner wäre.
ZitatSpore [Qav] ≈ 8.5; spores remarkably thick-walled. Fruitbody 4-16 x 6-25 mm,
blackish; stem ± scaly; asci I+, 150-170 x 10-20 µm, 8-spored; spores 50-60
x 6-7 µm, mostly 8-celled but also 4-5-celled and often with one 4-celled
spore in each ascus; paraphysis tips club-shaped, bent to curved; on cal-
careous soil; very rare (Slovakia) . . . . . . . . . . . . Geoglossum calciphilum
Andererseits 52→53→54 wo da G. uliginosum passen würde - was man aufgrund von Biotop aber wohl überspringen kann. Bliebe cookeanum, naja, der hätte dann nochmal deutlcih längere und schlankere Sporen. Also auch eher eine Schlüsselei ins Leere.
Während die Sporen beider Exemplare sich erheblich unterscheiden, wirken die Paraphysen gleich. Gibt es irgendwelche Mechanismen, wo die Sporen retardieren und sonst die Entwicklung normal erfolgt? Vielleicht ist es aber wirklich eine andere Art, dann müsste man weitere Exemplare mit diesem Eigenschaftsset finden.
LG, Bernd
Hallo Ulla, vielen Dank für deine erste Einschätzung. Gestern hatte ich noch einen der verbleibenden Exemplare unters Glas geschoben, weil ich doch den Verdacht hatte, der könnte noch nicht reif sein. Der sieht nun schon wieder etwas anders aus. Die Lagerung erfolgte nicht verschlossen, sondern im offenen Glas, dass voll mit nassem Torfmoos ist und obendrauf und damit ganz gut feuchtgehalten, das Schleimpilzchen. Temperaturmäßig ist aktuell drinnen wie draußen ähnlich herbstlich.
die Sporen sind nun weitaus unregelmäßiger und mit etlichen extrem großen Exemplaren
Das Torfmoos sieht auch sehr schick aus.
Aus Lettland wurde letztes Jahr eine Diachea muscorum gezeigt als Erstfund für's Baltikum, an Sphagnum. Das hatte ich in Erinnerung, als ich diesen Beleg eingesteckt hatte. Nachdem ich nachgeschaut hatte, wie die denn nun hieß und was die für Mikros zeigt, war aber klar, dass es die nicht sein kann.
LG, Bernd
Hallo Wolfgang, es gab dort 20 m weg eine einzelne junge Esche, die ist aber schon 10 Jahre hinüber und kaum mehr relevant. Für Esche auch untypischer Boden, kalkhaltiger Sand und Kies in hügeliger Lage. An Laubbäumen sind eigentlich nur Ahorn und Eberesche vorhanden. Jüngere (~30 a) Eichen so 20...25 m entfernt. Bei der gelben Clavaria gar nichts, abgesehen von kleinere Ebereschen, sonst nur Hasel im 20 m Umkreis. Wobei der Wald sich langsam vom Fichten-Kiefern-Wald in einen Ahorn-Wald verwandelt, überall wo sich eine Lücke auftut.
LG, Bernd
Guten Abend,
einen Schleimpilz habe ich noch von der kürzlichen Tour im Hochmoor. An genau einer Stelle einige wenige gelbe Punkte im quatschnassen Torfmoos
etwas näher betrachtet, ja, das darf mit
[an eingen Stellen gab es an anderen Moosen solche gelben Dinger, das könnte ein Plasmodium dieser oder einer anderen in Einzelsporangien wachsenden SChleimpilzart sein - das habe ich nicht mitgenommen, also nur eine Vermutung
]
Auflicht am selben Tag, die Köpfe haben einen Durchmesser von 0,6...0,7 mm
am Folgetag
+2 d
dieses Exemplar wächst auf einem Zweiglein von Besenheide, das wurde dann in Wasser mikroskopiert
die Hülle ist aufgebröseöt, der Stiel anscheinend auch oder ich hab ihn nicht an der richtigen Stelle abgetrennt, das Substrat wollte nämlich mit unters Glas
Hülle
Sporen 9-11*8-10 µm mit Blasen/Tropfen im inneren - denn wie Musterung außendrauf sieht mir das nicht aus. Capillitium nur in kurzen Abschnitten gleicher Dicke, unregelmäßig besetzt mit Granulat
Dem letztens erwähnten Schlüssel folgend komme ich zu Badhamia viridescens. Dazu finde ich mikroskopische Vergleichsbilder in einer holländischen Studie (M. de Haan 2016), die mich nicht übermäßig überzeugen, aber schon irgendwie passen könnten. Kann es sein, dass die Sporen mit diesen Blasen/Tropfen auch noch nicht ganz reif sind?
Danke fürs Anschauen und evtl. Bestätigung oder Alternativvorschläge.
LG, Bernd
Hallo, Schwefelporling passt schon. Der ist grellgelb/orange, wenn er jung ist und verfärbt sich beim Altern hin zu weiß. Dein Exemplar ist da mittendrin.
LG, Bernd
N'abend, danke Ulla für die Bestätigung. In Lettland gibt es weitaus mehr Interesse für Schleimpilze, ich habe jetzt deren Bilder zur Art durchgeschaut - die dort auch im frühen Stadium als eindeutig bestimmbar angesehen wird, wenn im passenden Biotop und Aussehen. Und meine Fotos aus entsprechenden Biotopen aus den fraglichen Zeiträumen. Schon Ende August 2025 bin ich fündig geworden - das habe ich so schon öfter gesehen, nur selten fotografiert. Ähnlich sieht es in Lettland aus, weitaus mehr Fotos vom Plasmodium als vom reifen Schleimi.
Damit hat der nun auch einen Namen.
LG, Bernd
Hallo Björn,
Dein Bild sieht schon sehr gequält aus, Da kann man fast die Photonen zählen. Signal-Rausch-Abstand im Keller. Und die Helligkeit so hochskaliert, dass das Fleisch im Schnitt "überbelichtet" ist. Da die Objekte hier alle mehr oder weniger in einer Ebene sind (bei geeigneter Positonierung), steht das Problem der Tiefenschärfe hier doch gar nicht. Man sieht, was es ist, dafür reicht aber der ebene und damit tiefernschärfenunproblematische Schnitt und die Farbe der Kappe.
LG, Bernd
Es soll Leute geben, denen tut es weh, wenn sie bestimmte Bilder anschauen 
Der Jürgen hat das schon verstanden und seine Frage war rhetorischer Natur.
LG, Bernd
Hallo Jürgen,
da hast du jetzt aber kein sehr schönes Beispiel gewählt. Ganz abgesehen davon, dass das Bild so eng beschnitten wurde, dass man nun eine Fußverletzug hat, sind die Pilze alle mehr oder weniger gleich alt und bringen keinen Mehrwert. Gab's da keinen mit noch intaktem Velum? Oder braucht man das nicht für die Bestimmung von Schleierlingen? Ein Schnitt? Schnitte, welche die Verfärbung nach x Minuten und ggf. nach Anwendung diverser Chemikalien zeigen. Müsste man, rein pilztechnisch, alles separat aufnehmen und dann die Bilder nebeneinander platzieren. Wo ist der Unterschied, ob man nun ein Bild mit Pilz von unten und Pilz von oben nebeneinander hat, oder ob man stattdessen 1 Bild mit Pilz von unten neben 1 Bild mit Pilz von oben hat? Höchstens darin, dass sich aufgrund wechselnder natürlicher Lichtbedingungen die Farben ändern könnten. Aber diesbezüglich bevorzugst du ja das künstliche Ausleuchten bei minimal kleiner Blendenöffnung, womit dieses Argument hinfällig würde. Dein Bild ist zudem auch ziemlich klein, so wie man es speichersparend auf einer Webseite publiziert oder mit 300 dpi druckt. Das Argument, man könnte ja hollywoodesque nahezu unendlich reinzoomen und sich die Details dann anschauen, entfällt also auch. Und spätestens für die Mikrobilder brauchst du doch wieder andere Bilder.
Der Hauptzweck der Blende ist die Regulierung der Lichtmenge, zusammen mit der Einstellung der Belichtungszeit. Dass die Größe der Blendenöffnung auch die Tiefenschärfe beeinflusst, ist ein Nebeneffekt ... Die Belichtungszeit aus der Hand liegt bei etwa 1/50 s für das Normalobjektiv, bei Tele braucht man kürzere Zeiten, Weitwinkel kann etwas länger. Das variiert je nach Tattrigkeit des Fotografen. Gut, diesen Nicht-Verwackel-Parameter kann man natürlich durch Stativ und Fernauslöser verlängern. ISO ist durch den Film vorgegeben, bzw. den Sensor. Und es ist nicht so, dass man alle Parameter wahlweise verstellen kann, ohne dass man an anderer Stelle Abstriche hat. Höhere Empfindlichkeit entspricht einer größeren Körnung im Film bzw. größeren Teilen des Sensors, die zu einem Pixel zusammengerechnet werden (oder wie konkret die Algorithmen ablaufen, es gibt mehrere Optionen), man verliert also an Auflösung. In natürlicher lichtarmer Umgebung bleibt einem also gar nichts anderes übrig, als die Blende zur Erhöhung der genutzten Lichtmenge einzusetzen. Dass man tagsüber bei den hochgezüchteten Sensoren auch mit kleinster Blende und erträglicher ISO fotografieren kann - ja, klar, geschenkt - das führt dazu, dass der Normalverbraucher am Fotoapparat gar nicht mehr weiß, was was macht und wozu da ist.
Ansonsten schlage ich vor, wenn es dir wehtut, meine Bilder anzusehen - unterlass es einfach, du musst meine Beiträge nicht ansehen.
Ich habe auch das Gefühl, dass deutsch nicht Deine Muttersprache ist. Ich kann einigen Deiner Argumentationen ehrlichgesagt nicht folgen.
Das Problem bei der Kommunikation beruht nicht nur darauf, dass beide Seiten die gleiche Sprache nutzen, sondern auch im Umfeld der Sprache, dem Soziolekt, dem Kenntnisstand. Da gibt es Assoziationen, Zitate, Stilmittel usw. die nicht allen geläufig sind. Fachtermini sowieso, da bin, hier im Forum, ich normalerweise derjenige der schwimmt.
LG, Bernd
N'abend,
aus dem Hochmoor, in Torfmoos wachsend, stamt die braune Arrhenia mit etwas filzig wirkendem, glatt gerandeten Hut. Hut ca. 20...24 mm, Stiel ca. 45*3 mm.
Lamelle Durchlicht, 3-4-sporig, Schneide fertil, aber auch mit unspektakuläre, basidienähnlichen vermutlich Cheilozystiden besetzt.
Sporen 6-8,5-10*3-4-5 µm, Q~2, Schnallen oft und gut zu sehen
HDS, so etwa sieht auch die Stielbekleidung aus
Der beste Kandidat ist ME Arrhenia umbratilis/fusconigra/telmatiaea, ich habe aber die Arbeit von 2024 nicht, mit der die alle synonymisiert wurden.
LG Bernd
Hallo allerseits,
aus dem Hochmoor, an Wollgras im Cluster wachsen, stammt dieser helle, graue Schleimpilz. Erkennbar schwarzes Sporenpulver. Klein, die einzelnen Sporangien so bis 0,4 mm.
Auflicht
Das Capillitium besteht aus weißen verzweigten Strukturen, die sich im Wasser im Quetschpräparat ziemlich zerlegen. Die Sporen sind einzeln, nicht in Clustern.
Wasser, Sporen (ohne Musterung) 10-12 µm
das halte ich für die Reste des Capillitiums
Nach Martin & Alexopoulos in der online Fassung Rojas & Lado 2021 komme ich zu Badhamia lilacina, die einzige Art, wo auch die Abbildung der Sporenmuster passt.
Das dazu passende gelbe Plasmodium habe ich im Moor an ähnlichen Stellen auch schon öfters gesehen. Ob daraus wirklich FK dieser Art entstanden sind - nun, so lange hab ich dann doch nicht gewartet.
LG, Bernd
Ah ja, die Tiefenschafe, üble Viecher das
Hallo Thomas, auch hier wieder die Frage, welche Eigenschaft des Pilzes, die du (technisch) zum Schlüsseln brauchst, nicht zu sehen ist. Wenn es dazu keine sachliche Antwort gibt, bleibt die Ästhetik des Bildes. Aber vermutlich hast du FE5B auch nicht zur Hand.
Mein Argument steht, dass man die einzelnen Fragen der Schlüssel jeweils mit einzelnen Makrobildern für genau diese Frage beantwortet. Für den Gesamteindruck ist Tiefenschärfe irrelevant. Das Problem, dass man in einem Bild alle Eigenschaften erfassen muss, steht eigentlich nur im Verlagswesen, wenn gedruckt wird und man beschänkten Platz hat. Das gilt nicht für eine Webseite. Und normalerweise nutzt man für "alle Eigenschaften in einem Bild" größere Kollektionen von Pilzen.
Falls es interessiert, ich habe mit einer Praktica FX das Fotografieren gelernt. ISO-Einstellung erfolgte durch Wahl des Filmes. Schärfe und Auflösung dann noch mal bei der Wahl der Härte des Papiers. Ich bin durchaus nicht automatikgeschädigt. Und man musste mit Film sehr sorgfältig fotografieren, weil man oft erst Wochen später sah, was daraus wird. Denn man setzte die Chemikalien ja meist nicht an nur für einen einzelnen Film. Und man hatte nur Platz für 36 Bilder auf einer Rolle - im Normallfall.
LG, Bernd
Hallo Jürgen,
wir sind hier doch in einem Pilzforum, nicht in einem Fotoforum. Wenn es um Schlüssel geht, so gibt es eine Reihe von Fragen zu Lamellen, Sporengröße, Hutbeschaffenheit usw. usf. Nichts was man in irgendeiner Weise auf ein einziges Foto bringen kann, zentraler Hutbereich und Lamellenansatz etwa. Dafüt gibt es die entsprechenden Fotos. Theoretisch, wenn man eine große Kollektion hätte, könnte man diverse Exemplare nebeneinanderlegen und dann ein Foto mit oben, unten, alt und jung machen. Nur leider habe ich selten solche Kollektionen. Insbesondere bei Entoloma. Wenn ich 20 Entolomen finde, gehören die zu 12 Arten, oder 13. Nächste Woche zu 14. 5 Arten davon wahrscheinlich unbeschrieben.
Erstnachweise für mein Land habe ich zu Dutzenden. Mindestens eine unbeschriebene Art habe ich auch schon gefunden. Den ersten Beleg haben die Profis verbummelt. Die zweiten Belege (Nadel im Heuhaufen) hatte ich Matthias R geschickt. Die sind also auch verschollen, in diesem Fall verständlich. Einen dritten Fund würde ich wahrscheinlich stehen lassen.
Die Gattungsspezialisten haben nicht wirklich Interesse. Zumindest kriege ich so gut wie nie Rückmeldungen, wenn ich denn mal was versende. Rückmeldungen beschränken sich auf solche von engagierten Amateuren. Wie ich erwähnte, ich bin offen für Anfragen von den Spezialisten. Wenn irgendwas gebraucht wird, kann ich Belege sammeln und auch publikationstaugliche Fotos anfertigen.
Ich fotografiere seit weit über 40 Jahren. Schwarz-weiß habe ich noch selber die Filme und Bilder entwickelt. Wie ich bereits erwähnte, die Wahl der Blende ist stilistischer Natur, du darfst einem gelernten Physiker durchaus zubillligen, Grundkenntnisse der Optik zu haben.
Warum verlinkst du denn nicht einfach mal eine eigene Fotostrecke, wie du dir die Darstellung einer Art vorstellst, idealerweise an einer Entoloma? Das Lernen am Beispiel ist, finde ich, immer noch die beste Methode. Deine Postings im Forum geben dazu leider gar nichts her.
Das Fotografieren von Pilzen gehört zu den Pilzen. Da kannst du Vorschläge unterbreiten. Die Biotope, in denen Pilze wachsen, gehören zu den Pilzen. Da kann ich Vorschläge unterbreiten. Warum soll das eine ein gutgemeinter Ratschlag sein und das andere harsch?
Hast du FE5B? An welcher Stelle geht es im Schlüssel nicht weiter? Das Foto dafür liefere ich nach, 2 Pilze stehen bestimmt noch an der Stelle.
LG, Bernd
Hallo Jürgen,
so richtig klar ist mir nicht, was dir fehlt. Außer dass dir die Fotos nicht gefallen (aber dafür gibt es doch den Fotowettbewerb mit messerscharfen gestackten Bildern). Ich habe den Pilz unter "Pilze allgemein" gepostet, weil ich die Farbe des Stiels schick fand, schicker Stil. Ist die Stielfarbe zu sehen? Keine Bestimmungsanfrage, weil, eh hoffnungslos. Als ich kein Mikroskop hatte, kam immerhin ständig der Kommentar, ich bräuchte ein Mikroskop ... Du hast vermutlich FE5B auch nicht zur Hand, dann hättest du vielleicht erwähnt, welche Eigenschaft, die im Schlüssel abgefragt wird, bei mir nicht zu sehen oder nicht beschrieben ist. Eventuell wäre der Pilz ja in dem Büchlien enthalten, aber bei dem Tempo mit den Neubeschreibungen ist das eher unwahrscheinlich. Warum sollte man einen Pilz super-duper dokumentieren, wenn man ihn nicht mal benamsen kann und nicht können wird? Eine Neubeschreibung werde ich sicher nicht anfertigen. Auch kein Buch verfassen demnächst oder eine sonstige Veröffentlichung mit unbenamsten Pilzen. Die meisten Belege fliegen ohnehin in den Kompost oder kommen zurück in Wald/Wiese.
Würde jemand einen konkreten Pilz brauchen oder Fotos davon - normalerwiese sind meine Fotos alle in der Nähe gemacht und die meisten Arten finde ich wieder. Auf Wunsch könnte ich von konkreten Pilzen bestimmte Bilder machen. Da ich aber auf einem Einzelhof wohne und es in alle Richtungen Unmengen an Pilzen gibt, ist es schlicht unmöglich, die alle hochwertig abzulichten, zeitlich und vom Speicherplatz her. Was ich kann und auch mehrfach hier gezeigt habe, ist das Dokumentieren von Zeitreihen zur Entwicklung von Pilzen, eben weil viele davon in nächster Nähe wachsen.
Hast du schon mal darüber nachgedacht, aufs Land zu ziehen? Dir Wald und Wiese zu kaufen und 30 Jahre so zu bewirtschaften, dass dort viele Pilze (und anderes Zeug natürlich) wachsen? Sobald dies der Fall ist, darfst du mir gern wieder mit Ratschlägen zum Fotografieren kommen - falls du dann noch Zeit findest für Fotoapparat und Mikroskop.
LG, Bernd
Hallo allerseits, danke für die vielen Hinweise und Links. Ich habe jetzt die Originalbeschreibung gelesen. Da die lateinisch ist, ist es offensichtlich, dass der lateinische Begriff "funGicola" ein erheblicher Bestandteil dieser Beschreibung ist. Es steht also da, an ganz prominenter Stelle, dass der auf Pilz wohnt (evtl. alt, nicht mehr bestimmbar, aber Pilz). Es steht da, auf Rindenstücken von A.b. - es steht aber nicht da, ob abgefallen am Boden, oder am lebenden Baum und in welcher Höhe. Und was auf der Rinde sonst noch so alles war. Jemand der im 19. Jh. Arten beschrieb, konnte mindest so gut Latein wie der Durchschnittswissenschaftler heute Englisch. Warum hätte er irreführend einen solchen Namen vergeben sollen? Wenn man willkürliche Namen braucht, dann nimmt man Ortsnamen oder Personennamen. Meines Erachtens steht -cola ("lebend") in Namen für eine obligatorische Eigenschaft - die Art ist immer dort anzutreffen (was natürlich bei einem Beleg schwer zu vermitteln ist, dass das geprüft wurde), während das griechische -phila "liebend, mögend", wie in (beide Teile wieder griechisch) bryophila "moosliebend" etwas schwächer ist und eine Tendenz anzeigt. Kommt denn T. bryophila gelegentlich auf Moosen vor? Doch wohl schon?
Beim ersten Mikroskopieren hatte ich natürlich nur ein Stückchen von oben genommen. Und damit den Unterbau gar nicht dabei.
Das reiche ich jetzt nach. Links wären in grau die dicken Skeletthyphen, dann das Büschel heller Fasern auch mit Schnallen und rechts der fertile Überbau
Der Flecken auf dem Pfifferling reicht nicht bis zum Boden. Wie soll das da mit der Mykorrhiza funktionieren? Hat der den gleichen Mykorrhizapartner und hat da eben mit angedockt? Wenn der Befall auch am Boden gewesen wäre, hätte ich den wohl gar nicht mitgenommen. Vielleicht ist er über ein Stöckchen oder eine Nadel hochgekrabbelt
Ja, der Apikulus wird in Melzers braun.
LG, Bernd
Hallo Armin, also ich hab ja nicht wirklich Ahnung von Pilzmikroskopie. Meine Hauptidee ist der Name "fungicola" = "auf Pilz lebend". Das machen Tomentella normalerweise nicht, meiner aber schon. Frank hatte eine Publikation "Tomentella alpina and other tomentelloid taxa fruiting in a glacier valley" 2011, (pdf im Web zugänglich), wo er den Typus der Art untersucht. Falls ich es nicht überlesen habe, fehlt darin aber eine Angabe auf welchem Pilz der denn gewachsen ist. Auch auf der Webseite stehen solche Angaben nicht. Ebenso fehlt abgesehen vom Foto des Typus Fotos der Art in situ oder wenigstens frisch. Ich finde auf Pilz wachsend schon eine sehr wichtige Eigenschaft bei der Festlegung/Bestimmung einer Art. Weder pilze-deutschland noch gbif listen die Art, aktuelle Funde scheinen knapp zu sein bzw. auch der Status der Art als eigene Art oder Synonym.
Was die Skeletthyphen anbelangt, so halte ich es für wahrscheinlich, dass die im letzten Bild gezeigten, deutlich dunkleren Hyphen damit gemeint sein könnten. Davon ab lasse ich mir gern erklären, was genau untersucht und gefunden werden soll. Falls Interesse besteht.
LG, Bernd
