Hallo Rainer,
ja, das sind Aecien von Phragmidium sanguisorbae an Sanguisorba minor.
Björn
Hallo Rainer,
ja, das sind Aecien von Phragmidium sanguisorbae an Sanguisorba minor.
Björn
Hallo zusammen,
beim Phytoparasiten bin ich mir relativ sicher, daß es sich um Uromyces acutatus handelt. Man erkennt hier deutlich Brauntöne, während die Sori von V. ornithogali eher ins Schwarze tendieren.
Björn
Da gibt's keine Phytos. Hab ich gestern schon alles abgesucht
Ich bin ansonsten ja auch nicht zum Spaß hier, sondern mach die ganze Woche über Physik.
Björn
Sächsisch besetzte Zone
Dresden um genau zu sein.
Björn
Hallo zusammen,
ich bin diese Woche in der SBZ, werde also nicht am Meeting teilnehmen.
Björn
Hallo zusammen,
ich ergänze mal einen Fund, den ich am 28.2.2026 im NSG Die Burg in Marl-Sinsen gemacht habe. Fundort ist ein feuchtes Waldstück mit Erlen und Eschen in Bachnähe
Fruchtkörper am Fundort
Detailaufnahme unter Mikroskop bei 40x und 100x Vergrößerung
Basidiolen mit Phloxin gefärbt
Sehr dicke Hyphen ohne Schnallen
Sporen in Wasser
Björn
Hallo zusammen,
nachdem ich mittlerweile wieder zu Hause bin, hab ich den Pilz aus dem Müll gefischt und nachdem der Duft der Orangenschalen, die direkt daneben lagen, verflogen war, konnte ich tatsächlich einen unangenehm-chemischen Geruch wahrnehmen.
Björn
ZitatHabich schonmal nicht. Davon abgesehen, dass ich mit dem Holzpilzkram schon immer auf Kriegsfuß stand, insbesondere wenns ums Mikroskopieren geht.
Phloxin kann man aber problemlos bei Andreas Gminder bestellen
Und zur Not kann man natürlich auch mit Kongorot färben. Ansonsten gilt hier wie bei allem: Übung macht den Meister. Auch wenn sich Rost- und Brandpilze natürlich viel bequemer mikroskopieren lassen als Rindenpilze ;-D
Björn
Hallo Harald,
bei Radulomyces confluens solltest du aber Schnallen finden. Meiner Erfahrung nach geht das am besten, wenn man ein kleines Stück Pilz erstmal in Phloxin (färbt nur den Zellinhalt, wodurch alles etwas übersichtlicher wird) gibt, wartet bis das Phloxin komplett eingetrocknet ist. Dann mit Wasser auswaschen und anschließend das gefärbte Stück Pilz in KOH geben. Da gerne kurz einweichen lassen und anschließend mit zwei feinen Nadeln noch mal so weit wie möglich zerzutzeln. Deckglas drauf (idealerweise hat man zu diesem Zeitpunkt einen relativ großen Flüssigkeitstropfen, so daß das Deckglas etwas aufschwimmt, das hilft meiner Erfahrung nach beim Klopfen im nächsten Schritt), mit einem Radiergummi draufklopfen (das erfordert etwas Übung zwischen es passiert nichts und alles ist Brei) und dann auf die Schnallensuche begeben.
Björn
Hallo zusammen,
das hab ich leider nicht gemacht (erinnere mich aber, daß Frank bei einem früheren Fund schon mal auf den Geruch hingewiesen hat). Jetzt bin ich auch gerade für ein paar Tage außer Haus... muß also auf den nächsten Fund warten und hoffen, daß ich mich dann daran erinnere.
Björn
Hallo zusammen,
ich möchte hier einen Fund von Aphanobasidium pseudotsugae vorstellen, den ich am 1.3.2026 im NSG Die Burg in Marl auf Pinus sylvestris gemacht habe.
Fruchtkörper am Fundort
Fruchtkörper bei 40x und 100x Vergrößerung unter dem Mikro
Sporen
7.3±0.6 µm × 4.2±0.3 µm, Q=1.7±0.2
6.2-8.6 µm × 3.7-5.0 µm, Q=1.5-2.1
Basidien viersporig, mit Basalschnalle, pleural, keine Zystiden beobachtet, Septen alle mit Schnallen
Björn
Hallo zusammen,
das sehe ich wie Jan-Arne. Damit hat der Pilz aber amyloide Sporen! Ganz allgemein würde ich bei Rindenpilzen empfehlen, erstmal einen Sporenabwurf zu machen. Wenn der nicht gelingt, kann das Ding direkt wegschmeißen und ist fertig
Beim Sporenabwurf kann man dann makroskopisch auf Amyloidität und Dextrinoidität prüfen, das geht meist besser als unterm Mikro. Außerdem weiß man dann, daß die Sporen, die man unterm Mikro sieht auch wirklich alle zum zu bestimmenden Pilz gehören.
Danach sollte man schauen, ob der Pilz Schnallen und oder Zystiden hat und wie diese so aussehen. Danach schlüsselt man sich einfach durch Bernicchia oder Larsson & Ryvarden und schon ist man fertig ![]()
Björn
Hallo Martin,
ja, das Programm rechnet Pixel in Mikrometer um. Im Normalfall ändert sich die Größe des Kamerasensors aber ja nur beim Kauf einer neuen Kamera, so daß man nur sehr sporadisch die Umrechnungsskala anpassen muß.
Björn
Hallo Martin,
ich habe bei meiner Fiji-Installation einen Ordner Fiji.app/plugins/Scripts/Analyze/Microscope Measurement Tools/, der die Dateien Choose_Microscope_Calibration.py, Draw_Measurement_-_Line.py, Microscope_Calibrations_user_settings.py und Microscope_Calibrations_user_settings$py.class enthält.
Vitus Schäfftlein hat übrigens in der Zwischenzeit die ganze Sache noch deutlich weiter optimiert. Die Microscope Measurement Tools braucht man dann gar nicht mehr und man kann nach dem Laden des ersten Bildes direkt losmessen. Außerdem hat er auch mein Auswerte-Script in Fiji integriert. Vielleicht findet er ja Zeit, seine Entwicklung hier mal genauer vorzustellen.
Björn
ZitatZum Glück gab es die in unserem Hotel und-Strand nicht.
Die findet man ja auch nicht im Hotel oder am Strand, sondern nur tief im Gebüsch!
Björn
ZitatUnd ich kann ihn nicht sehen!!! Sind das wieder hellgelbe Schichten auf weißen Schichten?
Nein, diesmal sind es winzige, weiße Glibberknubbel auf Holz ![]()
ZitatDie sind um diese Jahreszeit am Strand noch sehr selten anzutreffen...
Nur die Harten kommen in den Garten!
Björn
ZitatWenn man nicht weiss , dass das ein Ort ist , liest es sich wie eine Drohung
Ich zeige diesmal (fast) keine Phytoparasiten
Aber wie sich gerade herausgestellt hat, kann ich wohl einen Erstfund für Deutschland präsentieren.
Björn
Hast du denn schon Nacktbasidien gefunden?
Ich bin heute Abend dabei und kann ein bißchen was aus Horrem zeigen.
Björn
Hallo zusammen,
dank des von Christoph verlinkten Papers, das war nicht N. aurantia, aber einige andere Arten der Gattung zeigt, kann ich jetzt glaube ich auch benennen, welchen Unterschied ich makroskopisch zwischen Tremella und Naematelia wahrnehme. Die Fruchtkörper von Naematelia erscheinen mir immer etwas "stumpf", was die Oberflächenstruktur angeht.
Björn
Hallo Pilz_Neuling2020,
zunächst vorweg: Ich kenne Naematelia aurantia nicht aus eigener Anschauung, sondern nur von Bildern.
Fichte kommt mir als Substrat für beide Arten ungewöhnlich vor, ich habe T. mesenterica bis jetzt immer nur an Laubholz gefunden (In den Großpilzen Baden-Württembergs wird angegeben, daß die Art sehr selten an Nadelholz vorkommt).
N. aurantia sollte in der Tat immer bei Stereum wachsen, das Problem ist aber, daß der Wirtspilz im Zweifelsfall auch mal gerade nicht fruktifiziert, wenn der Parasit seine Fruchtkörper bildet. Alle Bilder, die ich bis jetzt von N. aurantia gesehen habe, hatten aber ein Stereum in unmittelbarer Nähe. Das mag aber auch daran liegen, daß Leute nur in dieser Konstellation einen näheren Blick auf die Naematelia geworfen haben, die sie sonst vllt. aus der Ferne als T. mesenterica abgetan hätten. Anhand der Fotos, die ich bis jetzt gesehen habe, bilde ich mir auch ein, daß die beiden Arten sich makroskopisch etwas unterscheiden, ohne daß ich das aber konkreter in Worte fassen könnte.
Dacrymyces-Arten bilden eigentlich deutlich kleinere Fruchtkörper als T. mesenterica und N. aurantiaca, da besteht eine Verwechselungsmöglichkeit eigentlich nur bei ganz jungen Zitterlings-Fruchtkörpern.
Björn
Hallo zusammen,
was die Häufigkeit von T. aurantia angeht, ist das wohl durchaus ortsabhängig. Gerade in wärmebegünstigten Regionen wie z.B. an der Mosel ist die Art gar nicht so selten.
Björn
Hallo Martin,
ich denke, daß es sich bei Nr. 1 um Sclerencoelia fraxinicola auf Fraxinus excelsior handelt.
Björn
Hallo Jörg,
vielleicht ist es ja auch ein Virus, der alle die gelöschten Exif-Daten direkt an Steffen schickt ;-D Da das ganze closed source ist, kann man das a priori ja nicht wissen.
Björn
