Beiträge von Clavaria

Hallo nochmal

Ich hab wegen der KOH-Reaktion noch etwas recherchiert.

Harri Harmaja beschreibt in seinen Clitocybe-Studien (Karstenia 10) die Reaktion wie folgt:

"In C. squamulosa and C. bresadoliana, the pileus

surface (and that of the stipe, though less

distinctly) immediately turns deep chestnut

brown with KOH, in both the fresh and

dried condition. This is the only reaction so

far discovered which has distinct practical

importance, for in the other species of the

difficult section Infundibuliformes, such as

C. gibba (often very similar to the two

species named), the KOH reaction of the

cap surface is negative (the cap colour may,

of course, darken somewhat owing to the

tissue absorbing the liquid, KOH)."

Die stark dunkelbraune Verfärbung mit starkem Kontrast gilt also als positiv.

Nicht positiv wäre, wenn der Hut durch die Flüssigkeit "ein wenig dunkler" wird. In dem Fall müsste man mit klarem Wasser wohl einen ähnlichen Effekt erzielen.

Gruss Raphael

Eine echte Farbtonänderung mit KOH habe ich bei Trichterlingen noch nie gesehen, diese eine Art die weinbraun wird scheint eine Ausnahme zu sein. All die Arten, die mit KOH dunkelbraun werden, sind frisch irgendwo zwischen creme und hellbraun. Nach meinem Verständnis gilt das (bei Trichterlingen) bereits als positiv. Negativ bedeutet keine nennenswerte Verdunkelung oder Änderung.

Bei Cortinarien ist das wohl anders definiert.

Gruss Raphael

Ja sogar recht eindeutig...

Doch, das geht notfalls auch. Mit Melzer wirken die Sporen dann vermutlich nicht glatt, aber ungefähre Masse kriegst du trotzdem hin.

Hallo,

I. catinus kann auch raus, ist nach Ludwig KOH-negativ, und hat nie eine so auffallend samtig-filzige Hutoberfläche:

I. splendoides soll auffallende Gelbtöne haben, würde ich auch rausnehmen.

I. meridionalis ist (zumindest nach der Original-Beschreibung von Bon) eine mediterrane Art unter Zedern und anderen Nadelbäumen.

Um I. bresadonala sicher auszuschliessen müsstest du im Präparat wenigstens ein paar wenige Sporen finden.

Das ist bei Trichterlingen oft sehr schwierig, am ehestens findest du welche wenn du mit Kongorot oder Baumwollblau färbst.

Ich bleibe beim bisherigen Favorit, Infundibulicybe squamulosa.

Gruss Raphael

Ach, ich hab ja I. squamulosa vor zwei Jahren auch gefunden. Passt ganz gut, inklusive dem leicht gerippten Rand:

Die dunklen Pünktchen waren Pflanzensamen.

Gruss Raphael

Hallo Romana

Schwierig... wie viele Sporen hast du gemessen? Wenn die im Schnitt 5 µm breit sind, ist das für Ps. niveobadia etwa zu breit. Ich würde mindestens 20 Sporen messen.

Hast du noch mehr Bilder von den Pleurozystiden? Die sind in der Gruppe sehr wichtig.

Grössenangaben für Cheilozystiden (auch die kleineren Parazystiden) sowie die Pleurozystiden würden auch helfen.

Gruss Raphael

Hallo,

Ich möchte auch nicht so recht an I. costata glauben.

Im Winter habe ich einen experimentellen synoptischen Schlüssel für Clitocybe s.l. gebaut.

Schön, dass ich den hier ausprobieren darf

Folgende Kandidaten bekomme ich anhand der makroskopsichen Merkmale:

Infundibulicybe bresadolana:

Deine Exemplare sind dafür eigentlich blass, ist aber anhand der Fotos schwer zu beurteilen.

Die Abbildung bei PdS ist gemäss Ludwig I. costata.

Die Art ist sehr selten, aber das schützt sie nicht davor gefunden zu werden.

Infundibulicybe squamulosa:

Bei jungen Exemplaren müssen die Hutschuppen noch nicht so deutlich sein. Das ist für mich im Moment der wahrscheinlichste Kandidat.

Infundibulicybe costata:

Aus oben genannten Gründen gefällt mir der nicht so richtig.

Über die Sporenmasse könnte man mindestens eine der Arten noch ausschliessen.

Gruss Raphael

Hallo,

Makroskopisch würde ich es Tarzetta catinus s.l. nennen.

T. cupularis müsste innen etwas heller als aussen sein.

Wenn die bei Buchen gewachsen sind, stehen die Chancen gut dass es Tarzetta catinus s.str. ist.

Gruss Raphael

Hallo Lukas

Sehe ich auch so.

Gruss Raphael

Zitat von Beorn

Sobald jemand weitere Bilder der Art hier ergänzt, wird auch das Gesamtbild vollständiger.

Na das mach ich doch gerne - siehe mein anderer Thread von heute. Hier fürs Portrait ein paar mehr Bilder.

Theoretisch müsste der Thread umbenannt werden, die Art heisst inzwischen: Rhizocybe pruinosa (P. Kumm.) Vizzini, P. Alvarado & G. Moreno 2015

Standort: Aminona CH, 1700 m.ü.M., auf gemischten Nadelresten (Fichte, Lärche)

Hut jung bereift (oben links)

Mycelstränge

Sporen 6-7 x 2.5-3 µm

HDS mit riesigen Schnallen

Gruss Raphael

Hallo Claudia

Die Fruchtkörper sind teilweise schon recht alt, da könnte es schwierig werden.

Ich würde es jetzt wohl trotzdem versuchen, wenn ich gerade keine besseren Kollektionen habe.

Zumindest Sporen, Zystiden, HDS und Schnallen kann man ja mal gründlich untersuchen und ein wenig herumschlüsseln.

Das aber unbedingt mit den neueren Schlüsseln (Örstadius, Voto oder Melzer, wie oben erwähnt).

Wozu das führt zeigt sich dann... vielleicht eine Sackgasse, oder es reicht für eine halbwegs verlässliche Bestimmung, wenigstens bis in ein Artenaggregat.

So oder so lernst du etwas dabei. Wenn du es nicht schaffst, darf das einfach nicht in Frust ausarten

Gruss Raphael

Hallo zusammen

Heute gab es nur eine kurze Runde im montanen Nadelwald, nahe bei Crans-Montana.

Da schmelzen gerade die letzten Schneereste. Nachdem es keinen Frost und viel Regen gab, ist da jetzt richtig viel los.

Die grosse Vielfalt noch nicht, aber man muss trotzdem schauen wo man hintritt.

Pilztechnisch fühlt man sich mindestens einen Monat zurückversetzt:

Strobilurus esculentus in rauhen Massen, ich hätte mich satt essen können.

Mycena plumipes in gleicher Masse wild durchmischt, beim Sammeln hätte man also an jedem Fruchtkörper schnuppern müssen.

Die ersehnten Lorcheln liessen sich leider nicht blicken. Aber dafür dieser Trichterling, nach dem ich schon eine Weile Ausschau halte:

Rhizocybe pruinosa (früher Clitocybe pruinosa oder radicellata)

Typisch: Die weissen, kräftigen Mycelstränge und natürlich das frühe Auftreten im montanen Nadelwald

Es regnet jede Nacht, darum ist die mehlige Hutoberfläche wohl schlecht ausgeprägt. Oben link am kleinen FK kann man es aber erkennen.

Sporen bis 7 µm, was sie klar von der Schwesterart Rh. vermicularis unterscheidet.

Die zweite hier vorkommende Art, Rhizocybe vermicularis, habe ich letztes Jahr in der gleichen Gegend gefunden:

Hier sind die Sporen deutlich kürzer. Leider habe ich damals keinen Sporenabwurf gemacht.

Zu Hause im Garten fand ich dann tatsächlich Gold:

Conocybe aurea, das Gold-Samthäubchen.

Natürlich musste das auch unters Mikroskop, obwohl die Farbe eigentlich kaum Zweifel offen lässt:

Sporen in KOH

Cheilozystiden

HDS mit Pileozystiden

Lecythiforme Kaulozystiden

Lg, Raphael

Hallo Hias

Vielen Dank für die Verwirrung

Immerhin bin ich froh, dass ich wohl mit meiner Bestimmung soweit richtig liege, wie sich das morphologisch beurteilen lässt.

Ich bin noch daran eine Auslege-Ordnung der neueren Psathyrella-Literatur zu machen. Danach brauche ich eine Reihe von guten Kollektionen, wirklich in die Thematik einarbeiten kann ich mich nur am lebenden Objekt.

Den kleinen Fk habe ich gestern nicht mehr untersucht, war zu spät. Der wuchs keine 10 Zentimeter von den anderen entfernt, ganz alleine. Aufs Foto hab ich ihn dann zur Sicherheit drauf genommen, dachte aber auch eher an einen Tintling. Im Netz fand ich später albescens-Abbildungen mit ähnlichen kleinen FK, aber wie verlässlich diese Bilder sind weiss ich nicht. Heute Abend weiss ich mehr.

Gruss Raphael

Hallo zusammen

Es macht mir halt Spass, an so schwierigen Pilzgruppen herum zu tüfteln.

Damit habe ich natürlich längst nicht immer Erfolg und gewiss kommt auch die ein oder andere Fehlbestimmung dabei raus.

Bisher habe ich darauf verzichtet, solche Funde sequenzieren zu lassen, in der Schweiz sind da die Möglichkeiten sehr begrenzt.

Beim WSL wird zwar sequenziert, aber nicht kommerziell, da müsste ich immer um einen Gefallen bitten.

Ich denke inzwischen ernsthaft darüber nach, mir in den nächsten Jahren selber das nötige Equipment zum Sequenzieren zu beschaffen, damit ich da von niemandem abhängig bin.

Aber vielleicht ist das für einen Hobbymykologen doch eine Nummer zu gross...

Was ich bisher mache ist noch längst nicht auf dem Niveau der genannten Namen.

Aber Interesse an einem Austausch ist natürlich da. Vielleicht kann ich zumindest ein paar spannende Kollektionen beitragen.

Gruss Raphael

Hallo zusammen

Heute Abend habe ich mal wieder eine kleine Runde gemacht. Da ich mich dieses Jahr intensiver mit Psathyrella beschäftigen will, war ich gezwungen diese hier mitzunehmen:

Das sieht mal nach Ps. spadiceogrisea agg. aus. Sie wuchsen auf Holzresten (vermutlich irgendwelches Gebüsch, schwer zu sagen).

Auffallend sind die faserigen Velumreste am Hutrand und die geschwollene, striegelige Basis.

Sie bleichen hygrophan bis praktisch weiss aus.

Die Sporen haben einen deutlichen Keimporus, sind 7.8-9.2 x 4.5-5.2 µm, teilweise etwas zugespitzt und nicht wenige etwas phaseoliform.

Die echten Cheilozystiden sind nur verstreut vorhanden, recht vielgestaltig, schnell kollabierend.

Dazwischen sehr viele, recht grosse Parazystiden.

Pleurozystiden waren spärlich, aber an jedem Lamellenfragment gab es welche. Die dargestellte Form war die häufigste, manche auch angedeutet kopfig.

Apikal oft mit schwachen Inkurstationen.

Nach zwei schweisstreibenden Stunden meine ich, dass ich sie nach Voto et al. 2019 bestimmen konnte:

Psathyrella albescens Hesler & A.H. Sm. 1972

Die Art ist aus Nordamerika beschrieben, wurde genetisch aber auch in Europa nachgewiesen.

Vermutlich gar nicht so selten, aber meistens bleibt es halt bei Ps. spadiceogrisea agg.

Die morphologischen Unterschiede zwischen Ps. albescensa und Ps. spadiceogrisea sind sehr fein, bei Voto et al. sind sie hervorragend beschrieben.

Ich meine alle Unterschiede an meiner Kollektion wiederzufinden.

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Dann noch ein paar alltägliche Funde, für alle die ich jetzt gelangweilt habe.

... und die Kronenbecherlinge waren auch am Start, aber noch nicht reif, die durften dort bleiben.

Gruss Raphael

Zitat von Schupfnudel

Zitat von PhilEsc

Ich glaube du solltest in deiner Software (Bresser Mikrocam Lab?) irgendwas bei der Belichtung rumklicken und mit der Beleuchtung spielen.

Bresser CamLabLite heißt die Software. Und die Helligkeit war am Anschlag in der Software - mehr ging nicht. Ich gucke mir das die Tage nochmal genauer an auch unter der Ölimmersion wenn ich da den passenden Putzkram habe. Nochmal zur Frage mit der Sporenmessung - macht ihr das in der 40x Vergrößerung? Damit ich das gleich richtig einstelle, kann mir vermutlich einen Objektträger mit mikrometrischer Skala leihen dafür.

LG.

Hallo,

Ich messe unter dem 40x oder 100x Objektiv, je nachdem.

Sporen unter 100x, ist exakter. Zystiden etc. meistens unter 40x, da kommt es meistens nicht auf plus/minus 1 µm an und die Dinger sind oft fast zu gross fürs 100x.

Einfach vor der Messung in der Software das richtige Objektiv wählen, umrechnen tut die dann selber (keine Ahnung ob das jede Software macht).

Gruss Raphael

Hallo Felli

Danke - immerhin, geteiltes Leid ist halbes Leid

Ich lasse sie noch etwas nachreifen und schaue mir die Sporen dann nochmal an.

Deutlich Ockerfarben hatte die Kollektion auch, das Foto oben ist zu hell.

Ich werde es wohl bei Tarzetta cf. ochracea belassen.

Gruss Raphael

Hallo Schupfi

Schön dass du anfängst zu mikroskopieren.

Zur Kamera kann ich nicht viel sagen, da kennen sich andere besser aus.

Aber ich schick dir eine PN mit einem Dokument, das du vielleicht hilfreich finden wirst.

Gruss Raphael

Zitat von mollisia

Hallo Raphael,

ist es sicher dass es eine Discina ist? Könnte das vielleicht auch eine Pachyella oder gar Peziza sein? Ich denke zwar eher nicht, aber mach doch mal den Jod-Test der Schläuche, um das ausschließen zu können.

beste Grüße,

Andreas

Alles anzeigen

Hallo Andreas

Habe ich gemacht, war negativ. Ich geb denen noch etwas Zeit und hoffe auf richtig reife Sporen.

Gruss Raphael

Hallo Christoph

Diese Studie ist ja der Grund für meine Verwirrung

Dort sind die morphologischen Merkmale teilweise sehr stiefmütterlich behandelt, bei ihrer Darstellung von T. catinus sind nicht einmal die Sporenmasse erwähnt.

Die neu beschriebenen Arten sind hingegen dort gut dokumentiert und ich konnte die meisten ausschliessen. In die engere Auswahl kommen catinus, pseudocatinus agg. und ochracea - aber bei genau diesen drei sind die morphologischen Unterschiede noch nicht klar herausgearbeitet (falls es überhaupt verlässliche Unterschiede gibt).

Anhand der Sporen neige ich zu T. ochracea, zumal van Vooren et al. in der Studie die Beschreibung von Boudier zitieren und seine Darstellung von T. ochracea bestätigen. Die Art ist wohl auch nicht selten, sondern wurde meistens nicht von T. catinus getrennt. Daher hatte ich gehofft, dass sich hier schon jemand damit herumgeschlagen hat.

Gruss Raphael

Hallo zusammen

Hier habe ich noch eine Tarzetta-Kollektion. Wenn ich die jetzt nach PdS bestimmen würde, wäre es Tarzetta catinus, und die Welt wäre in Ordnung.

Aber "leider" wurden da vor anderthalb Jahren einige neue Arten beschrieben oder umkombiniert (van Vooren et al. 2019), und da schwimme ich etwas...

Was ich zum Fund sagen kann:

- Standort: Auf nackter Erde mit etwas Moos, bei Fichten

- Innenseite wie die Aussenseite gefärbt

- Sporen 20-23 x 12-13 µm

Um zwischen T. catinus, pseudocatinus agg. und ochracea zu unterscheiden, fehlt mir die Literatur.

Eigentlich habe ich "nur" die Original-Beschreibung aus Boudier's Icones mycologicae zu T. ochracea und seine Interpretation von T. catinus.

Meine Sporenmasse passen dort besser zu T. ochracea (20-25x11-13 µm) als zu T. catinus (23-25x14-15 µm).

Aber nur darauf will ich mich nicht verlassen.

Kann mir da evtl. jemand weiterhelfen?

Sporen in Lugol

In Baumwollblau

Gruss Raphael

Hallo Matthias

Also 1 und 3 halte ich eindeutig für G. ocior. Die Blindschleiche hast du auch richtig bestimmt (auch mikroskopisch abgesichert?)

Bei 2 bin ich unschlüssig, ich habe auch schon öfter an den beiden Arten rumexperimentiert aber habe es nicht geschafft mir den richtigen "Blick" für diese unregelmässigen Zystiden anzueignen. Antonin&Noordeloos heben genau die Zystidenform als wesentliches mikroskopisches Merkmal hervor. Für mich ist es aber bei beiden Arten einfach nur ein Wirrwarr.

Die HDS-Struktur ist wohl auch leicht anders, damit habe ich aber dasselbe Problem.

Die Farben helfen auch nicht immer weiter:

- dryophilus kann feucht dunkler sein als helle Exemplare von ocior.

- ocior kann auch weisse Lamellen haben, dryophilus (alt) auch blassgelbe Lamellen.

Es kann helfen, wenn du ein Exemplar austrocknen lässt.

Beide sind hygrophan, aber ich habe den Eindruck dass dryophilus stärker ausblasst, bis creme, während ocior deutlichere Brauntöne behält.

Ob das immer so ist weiss ich nicht, dazu habe ich es nicht systematisch genug untersucht.

Gruss Raphael

Hallo zusammen

Ich habe gestern diese Gyromitra (Discina) gefunden, und die macht mir nun Schwierigkeiten:

Sie wuchs in einem schlammigen Erdloch zwischen diversen Laub- und Nadelresten, nach meinem Gefühl aber terrestrisch:

Ich nahm zuerst an, dass ich die erst nachreifen lassen muss, konnte aber doch schon scheinbar reife Sporen finden.

Zuerst in Lugol, dann in Baumwollblau. Sie sind so etwa 18-22x7-10 µm gross, mit 2-3 Tropfen, und etwas rauh.

Die Enden sind bestenfalls etwas verdickt, aber auf keinen Fall mit Anhängseln wie G. ancilis, nicht einmal so Knöpfe wie G. geogenia.

Nach dem Schlüssel von Tricholomopsis lande ich bei G. melaleuca - aber dafür sind mir die Fruchtkörper viel zu hell (vgl. Abbildung in PdS).

Ich lasse sie auf jeden Fall mal nachreifen, evtl. zeigen die Sporen ja doch noch Auswüchse.

Aber vielleicht hat ja bis dahin jemand eine Idee.

Gruss Raphael

Hallo,

Bei Fotos ist das immer eine Frage der Belichtung, aber der neue Abdruck wirkt doch deutlich dunkler als der erste.

Nicht ganz so dunkel wie erwartet, aber es passt z.B. gut zur Farbe wie sie bei PdS dargestellt ist.

So würde ich es jetzt als Candolleomyces candolleanus s.l. durchgehen lassen.

Gruss Raphael