Das ist ja interessant. Gilt diese Deklarationspflicht auch innerhalb der EU?
Exsikkate für Empfänger in den Niederlanden, Belgien und Spanien habe ich zuletzt einfach als Paket ohne Deklaration verschickt und noch nie ein Problem damit gehabt.
Beste Grüße
Hias
Servus Raphael,
die Spadiceogrisea-Gruppe ist in der Tat vermintes Gelände.
Es war ja vorher schon schwierig bis unmöglich, hier auf Art zu bestimmten, aber jetzt kommt noch dazu, dass sich die maßgeblichen neuen Fachartikel zu der Gruppe gegenseitig widersprechen. Voto et al. (2019) haben sich bei ihrem molekularen Konzept von P. spadiceogrisea an Örstadius (2015) orientiert, also wohl an seinen Kollektionen LO 92-01 und LO102-98. Die Epitypifizierung von P. spadiceogrisea durch Andreas Melzer (2018) in der Z.Mykol 84/1 haben sie offenbar ignoriert. Dieser Epitypus stimmt anscheinend genetisch mit P. albescens überein (habe gerade mal eine Blast-Anlalyse laufen lassen). Die genannten Kollektionen von Örstadius sind im phylogenetischen Baum von Wächter & Melzer (2020, Mycological Progress 19) jedoch bei P. cascoides verortet. Voto et al. wiederum stufen P. cascoides als Synonym von P. spadiceogrisea ein. Da kennt sich wirklich keine Sau mehr aus
Aber schaun wir uns lieber deine Schwammerln an. Ich denke, dass sie mit meinen Kollektionen 2019-01 und 2016-09 übereinstimmen könnten, wobei Letztere der von Melzer (2018) designierte Epitypus von P. spadiceogrisea ist. Der junge Fruchtkörper auf deinem ersten Foto gehört aber nicht zur Kollektion, oder? Der sieht mir eher nach einem Tintling aus, Coprinellus xanthothrix oder sowas in der Art.
Ob du deine Kollektion jetzt als P. albescens ss. Voto et al. oder als P. spadiceogrisea ss. Melzer bezeichnest, ist ja nicht so wichtig. Letztliche Sicherheit bringt in der Gruppe wahrscheinlich nur die Sequenzierung. Würde ich bei 2 Fk aber nicht machen.
Grüße
Hias
Servus beinand,
Andreas Melzer hat ja auch in zwei Artikeln in der Zeitschrift für Mykologie (2016 und 2018) umfangreiche, auch sequenzanalytisch unterfütterte Studien zur Gruppe um P. spadiceogrisea vorgestellt. Die Ergebnisse dieser Artikel wurden in der zitierten Arbeit von Voto et al. (2019) nach meinem Eindruck weitgehend ignoriert
. Andreas hatte zum Beispiel einen Epitypus von P. spadiceogrisea definiert.
So bleibt es nach wie vor ein Abenteuer, Psathyrellen aus dieser Gruppe zu bestimmen. Eine typische P. spadiceogrisea, die dem Epitypus gut entspricht, hätte ich gemäß Voto et al. (2019) als P. albescens Hesler & A.H. Smith schlüsseln müssen. Da hört sich der Spaß irgendwann mal auf
In Andreas Artikel in der ZfM 82/1 von 2016 (S.53) ist übrigens eine Kollektion von P. niveobadia mit Mikrofoto der Zystiden abgebildet, die Sebastians Fund makroskopisch ziemlich gut entspricht und exakt dieselben Auflagerungen an den Zystiden aufweist.
Beste Grüße
Hias
Das ist interessant. Ich habe schon ein paar Mal Lacrymaria auf blankem Schotter an der Isar gesehen, aber leider immer stehen gelassen.
Beim nächsten Mal nehme ich sie mit und schau sie mir genauer an.
Beste Grüße
Hias
Servus beinand,
zwar habe ich noch keine Lacrymaria mikroskopiert, aber ich würde mich hier Axel anschließen. Auf dem Sporenfoto ist das Ornament doch eigentlich ganz gut zu sehen. Und makroskopisch hätte ich überhaupt keinen Zweifel.
Grüße aus München
Hias
Servus Matthias,
Liimatainen et al. 2020: Mission impossible completed: unlocking the nomenclature of the largest and most complicated subgenus of Cortinarius, Telamonia
In dieser Arbeit (open source) wurden die meisten verfügbaren Typen der UG Telamonia sequenziert, meines Wissens vorwiegend die ITS, und die Sequenzen auch in GenBank hinterlegt.
Dadurch kommt natürlich extrem viel Bewegung in die Taxonomie. Es wird aber sicher noch einige Zeit dauern, bis diese Ergebnisse zu praktikablen Telamonia-Schlüsseln führen werden. Denn erst wenn genügend sequenzierte Kollektionen zur Verfügung stehen, kann man ja nach morphologischen Übereinstimmungen suchen. Theoretisch gibt es natürlich die Möglichkeit, eigenes Material sequenzieren zu lassen und dann in BLAST-Analysen mit den Ergebnissen der oben genannten Studie zu vergleichen. Aber ich kenne mich da selber zu wenig aus.
Zu den einzelnen Arten hat Andreas ja schon etwas geschrieben.
Vielleicht als Ergänzung zu C. casimiri: Kollektionen, die so aussehen wie deine, mit diesen typischen subzylindrischen großen Sporen habe ich bislang auch als C. casimiri bestimmt (s. Cortinarius Flora Photografica, CFP). Schaut man jetzt aber in die Studie von Liimatainen et. al., dann sieht man im Phylogramm, dass es in der Sektion "Megaspori" offenbar drei anerkannte Arten gibt. Die beiden in CFP abgebildeten Kollektionen sind nicht einmal dasselbe, wenn ich das richtig interpretiere, und von C. casimiri scheint kein Typus verfügbar gewesen zu sein.
Es bleibt also im Moment noch schwierig, aber wie du schon selber schreibst, mit irgendwas muss man ja mal anfangen, und der beste Anfang sind immer gut dokumentierte Kollektionen.
Beste Grüße
Hias
Servus beinand,
vielen Dank für eure Antworten und die nützlichen Links zu Literatur!
Der Hinweis von Raphael auf die in der Synonymie zu C. amarescens verschollene C. harmajae, die Peter Specht in der ZMykol ans Licht gebracht hat, ist wahrscheinlich ein Volltreffer!
Der Schwimmbad-Geruch in Verbindung mit den schlanken, in Seitenansicht etwas asymetrisch geformten Sporen (die Zeichnung von Lamoure zeigt exakt die Sporenform meiner Kollektion!) deutet sehr auf diese Art hin. In meinen Notizen hatte ich mir vermerkt, dass die Pilze nicht nur so riechen wie Entoloma nidorosum, sondern auch so aussehen, abgesehen vom größeren Braunanteil in den Hutfarben. Ich kann zwar leider kein Französisch, aber mit etwas Italienisch und einem französischen Wörterbuch bewaffnet habe ich mir die Originalbeschreibung von C. harmajae durchgelesen. Die Hutoberfläche beschreibt Lamoure als einfarbig graubraun und feucht-fettig, was gut passt. Von einer Ixocutis schreibt er zwar nichts, er hat aber offenbar auch nur einen Skalpschnitt angeschaut.
Bei der Beschreibung der Hygrophaneität neige ich zugegebenermaßen zum Schlampen. Die Pilzhüte, die zum Aussporen auslagen, haben sich aber sicher nicht völlig entfärbt, sonst hätte ich das schon vermerkt. Lamoure bezeichnet seinen Pilz zwar als hygrophan, schreibt aber - soweit ich das verstehen kann - auch nichts davon, dass sie nach cremeweiß entfärben, wie das zum Beispiel bei C. nitrophila der Fall ist. Leicht abweichend sind auch die völlig ungestreiften Hüte, Lamoure gibt 3-4 mm am Hutrand an.
Eben die schwache oder gar fehlende Hygrophaneität und der magere Standort sprechen wohl gegen eine Bestimmung als C. nitrophila. Die Kollektionen von Rubio, die Alexander verlinkt hat, sind schon auch interessant, bei seiner C. amarescens ist die Makroskopie recht ähnlich, bei seiner C. nitrophila die Mikroskopie.
Vorläufig werde ich die Kollektion mal als C. cf. harmajae ablegen und hoffe, dass sich irgendwann mal ein paar Mykologen dazu aufraffen, die Typen der Gattung zu sequenzieren, wie das die Cortinariologen bei Telamonia vorgemacht haben.
Die siderohile Granulation habe ich übrigens nicht getestet, aber immerhin die Gattungen Tephrocybe und Lyophyllum ergebnislos durchgeschlüsselt (Gröger 2006).
Beste Grüße
Hias
Servus beinand,
die folgende Aufsammlung von der Schwäbischen Alb (magere Wiese bei Kiefer, Eiche und Hainbuche auf Kalk) kriege ich nicht geknackt 
Meine Intuition und der Gattungsschlüssel von Gröger lassen befürchten, dass es sich um eine Clitocybe handeln könnte, was in Sachen Bestimmbarkeit sicher keine allzu gute Nachricht wäre.
Doch dank einiger auffälliger Merkmale habe ich doch die Hoffnung, dass jemand aus dem Forum diese Schwammerln erkennt. Vielleicht habe ich ja was ganz Banales übersehen.
Zur taxonomischen Fahndung ausgeschrieben ist also ein trichterlingsähnlicher Pilz mit deutlichem Chlorgeruch. Weitere auffallende Merkmale: schmieriger Hut (Ixocutis), irregulär längsfurchiger, hohler Stiel und sehr schlanke, subzylindrische inamyloide Sporen (6,9 x 3,1 µm, Q=2,25!).
Hier ein Link zur kompletten Dokumentation mit Mikrofotos.
Beste Grüße
Hias
Servus Bernd,
ja, z.B. für den Sporenabwurf von Mycena- oder Clitocybe-Arten verwende ich direkt Kongo/NH3.
Generell eben bei Gattungen mit farblosen Sporenwänden, die man in KOH nicht gescheit sieht. Ich weiß, das ist umstritten, es gibt auch die Meinung, dass man Sporen generell in Wasser anschauen und vor allem messen soll.
Grüße
Hias
Servus beinand,
bei der Exsikkat-Mikroskopie verwende ich fast aussschließlich KOH 3% (ohne Absaugen), die Präparate ziehen auch viel weniger Luft als mit H2O. Zum Anfärben Kongo/NH3, zumindest bei Sporenabwurfpräparaten ohne Vorquellen in KOH, bei Geweben kann man's auch ins KOH-Präparat einziehen.
Baumwollblau benütze ich nur zum Anfärben von Sporenornamenten bei Ramaria und Ascomyceten wie Scutellinia. Da wärme ich schon vorsichtig an, weil es die Färbung meiner Erfahrung nach spürbar beschleunigt.
Ansonsten: Zum Mikroskopieren von Exsikkaten würde ich eher ermuntern. Natürlich gibt es Nachteile, z.B. bei der Beurteilung von Lamellenquerschnitten oder tieferen HDS-Schichten und natürlich bei winzigen Pilzchen, die man als Exsikkat im Herbarbeutel suchen muss, aber die meisten Pilze lassen sich getrocknet fast genauso gut untersuchen wie frisch. Bei gelifizierten Strukturen (schleimige Huthaut z.B.) gelingen Schnitte sogar leichter. Und der größter Vorteil besteht natürlich darin, dass man in aller ruhe im Winter mikroskopiern kann, ohne dass gleichzeitig ein Dutzend andere spannende Frischpilze im Kühlschrank vergammeln.
Beste Grüße
Hias
Servus Bernd,
wie wär's mit Leratiomyces ceres?
Da sind die Sporen zwar auch zu groß, erklärt sich aber durch die 1-2-sporigen Basidien.
Grüße
Hias
Servus,
vergleicht mal mit Hygrophorus abieticola (früher pudorinus), ein im Spätherbst bei Tanne wachsender Schneckling.
Grüße
Hias
Hallo Raphael,
schöne Kollektionen!
Nach welcher Literatur bestimmst du deine Hebelömchen? Kollektion 2 sieht für mich typisch aus. Bei Kollektion 1 hätte ich leichte Zweifel, die recht schlanken Stiele, die offenbar auch nicht bräunen, sind untypisch für H. laterinum. Allerdings ist die Art verflucht variabel, und wenn du mit FE14 geschlüsselt hast, wird's schon stimmen.
Beste Grüße
Hias
Servus,
Mycena würde ich ausschließen. Ich würde das im Feld für einen Trichterling halten, allerdings kenne ich keinen mit so widerlichem Geruch.
Beste Grüße
Hias
Servus Raphael,
ich glaube auch, dass du bei Nr. 5 in der falschen Sektion gelandet bist. Makroskopie und die stark ornamentierten kleinen Sporen würden zu den Hinnulei passen.
Grüße
Hias
Servus,
ich denke, dass du mit Deconica schon richtig liegst, auch wenn zumindest das eine Foto schon verdammt helle Sporen zeigt.
Simocybe und Alnicola/Naucoria haben keinen klebrigen Hut, soweit ich das aus dem Stegreif weiß.
Du kannst ja mal hier vergleichen:
Drunter ist eine D. phyllogena mit deutlich dunkleren Sporen.
Einzelfruchtkörper sind immer schwierig. Aber eine D. crobula, die ihr Velum schon verloren hat, wäre vielleicht möglich.
Grüße
Hias
Servus Thorben,
ich habe eine 4-sporige Kollektion von S. centunculus var. filopes mit den Sporenmaßen 7,3 x 4,8 (6,5-8 x 4,5-5,2), Q=1,52 (1,44-1,60).
Die Hüte sind nicht so schuppig wie bei deiner, sonst stimmt sie aber weitgehend überein.
Schwer zu sagen, ob das nicht doch was anderes ist.
Beste Grüße
Hias
Servus beinand,
gegen die Bestimmung als R. schildii spricht, dass die Fruchtkörper praktisch keine gelben Farben aufweisen. R. schildii hat, wie Werner schon schrieb, kühle, aber intensiv gelbe Farben. Auch die Sporenform passt nicht zu R. schildii, wie du selbst schon schriebst, ist der Q-Wert zu niedrig.
Für mich sehen die Sporen auf dem Foto in Kongo auch nicht unbeding glatt aus. Vielleicht hast du das Baumwollblau nicht lange genug einwirken lassen (erhitzen geht schneller).
Eine gute Idee für deinen Fund habe ich aber leider auch nicht.
Beste Grüße
Hias
Servus beinand,
ich wär mir da nicht so sicher, ob das nicht doch eher ein Moorhautkopf ist (sowas wie Cortinarius chrysolitus/huronensis).
Grüße
Hias
Servus beinand,
der Cortinarius gehört sicher zu Telamonia. Eventuell zu den Bovini - die haben so marmoriertes Fleisch. Zu C. laniger/solis-occasus würde die Hutfarbe gut passen, aber ich glaube, die sollten doch deutliche Velumreste und hellere Stiele aufweisen.
Grüße
Hias
Danke für die Wiederherstellung!
Es gab keinerlei Fehlermeldung vor der Löschung. Nachdem ich auf "Antworten" geklickt hatte, erschiend der Beitrag erst gar nicht, sondern wurde zeitgleich als gelöscht angezeigt.
Beste Grüße
Hias
Jetzt reichts mir, wenn ich denn Beitrag erstelle und dann auf "Antworten" klicke, wird der Beitrag zeitgleich erstellt und wieder gelöscht.
Servus beinand,
hier noch eine für mich typische "I. albomarginata", die dann sicher auch I. reducta heißen muss:
Sporen: typisch gedrungen amygdaloid bis apfelkernförmig (oder eher wie Hanfsamen), nie eingedellt, Apex sehr variabel gerundet bis konisch, Maße: 7,3 x 5,0 (6,5-8[9] x 4,5-5,5), Q=1,46 (1,30-1,64)
Wie konnte es passieren, dass Stangl und Glowinski (1981) in Karstenia 21 Sporenmaße von 9-11.5 x 5.5-6 µm für den Holotypus von I. pseudoreducta angegeben haben? Bei meinen 5 Kollektionen von I. "albomarginata" liegt die mittlere Sporenlänge maximal bei 7,8, sonst auch deutlich darunter. Alle Funde stammen aus Wäldern (Alpen und Voralpenland) mit Tanne und Fichte, nur die hier als Erstes vorgestellte Kollektion wuchs vorwiegend bei Laubbäumen (Eiche, Birke, jungen Buchen und jungen Fichten).
LG
Hias
Servus beinand,
wie unterscheidet sich dann I. pseudoreducta von I. albomarginata? Ich habe diese kleinen apfelkernförmigen Sporen mit Q-Wert kleiner/gleich 1,5 bislang immer als typisches Kennzeichen von I. albomarginata aufgefasst.
Zum Beispiel:
Maße: 7,6 x 5,1 (6,6-8,7 x 4,7-5,4), Q=1,49 (1,35-1,71)
Liebe Grüße
Hias
