Beiträge von Vitus Schäfftlein

Lieber Christoph,

danke dir für deine Antwort! Ich fürchte, dass deine Information, dass es mit der Unterscheidung von Flammulina velutipes s. str. und Flammulina elastica f. longispora anhand der Sporengröße nicht so einfach ist, Shroom! und mir gerade einen dicken Strich durch die Rechnung macht. Christopher war so lieb und hat mir seine in Beitrag #10 beschriebenen, auffällig großen und auf Weide wachsenden Samtfußrüblinge zugeschickt. So sahen die Fruchtkörper geernet aus:

Ich habe sie heute in getrocknetem Zustand noch einmal fotografiert und ausgemessen:

Selbst getrocknet sind die Brecher über 10 cm im Durchmesser. Anschließend habe ich die Sporen gemessen:

Sporenmaße: 8,3 ± 0,7 µm × 3,4 ± 0,2 µm, Q̄ = 2,4 ± 0,1

Reichweite: 7,4–10,4 µm × 3,0–4,0 µm, Q = 2,1–2,7

n = 25 (einzelne Messwerte als Tabelle in .txt-Datei angehängt)

Unglücklicherweise stehen wir, wenn wir deinem Schüssel folgen, vom Q-Wert her mit 2,4 ± 0,1 genau zwischen den Stühlen. Ohne das Wissen aus deinem letzten Beitrag hätte ich mich jetzt auf das Maximum der Sporenlänge (hier: 10,4 µm, erste Reihe rechts im Bild) bezogen, damit Eintrag 5* ("Sporen nur bis 9,5 μm lang") ausschließen können und wäre bei der mir vermuteten Flammulina elastica f. longispora gelandet. Dieser Weg ist mir mit den neuesten Erkenntnissen verwehrt, oder sehe ich da etwas falsch?

Falls nicht: Da die HDS der beiden Arten jeweils ein wirres Ixotrichderm ist, fehlen mir weitere Ansatzpunkte zur Unterscheidung. Weißt du, ob es hier ausschlaggebende Unterscheidungsmerkmale fernab von Sporengröße und -form gibt, kannst du Literatur empfehlen, oder warten wir auf die Ergebnisse deines Kollegen? Ich bin höchst gespannt auf die weitere Entwicklung zur Unterscheidung der beiden Arten!

Herzliche Grüße,

Vitus

Lieber Emil,

wunderbar, danke für's Einpflegen und die Erläuterungen! Jetzt habe ich auch endlich verstanden, wie du es mit der Kursivierung meintest: Rangangaben ("agg.". "var.", "f." etc). werden nicht kursiviert, die Namen – vor und hinter den Rangangaben – selbst schon!

Bei mir ist der Artikel von 123pilze schon aktualisiert. Dort steht beispielsweise im Titel "ENOKI = FLAMMULINA FILIFORMIS = EIGENSTÄNDIGE ART". Es ist aber sehr gut möglich, dass dein Browser noch die alte Seite gespeichert hat; es sollte helfen, den Cache zu löschen und/oder Strg + F5 zum kompletten Refreshen zu drücken.

Herzliche Grüße,

Vitus

Hallo zusammen,

ich stimme zuehli da völlig zu; ich durfte diesen Sommer auch Bekanntschaft mit Hartbovisten machen und habe mich damit intensiv auseinandergesetzt. Ich hänge mal ein sehr detailliertes Pilzportrait von Scleroderma verrucosum an, wo ich auch auf die Unterschiede zwischen den Arten eingehe. Hier eine Übersicht, die ich aus der Literatur zusammengesammelt habe:

Aufgrund der hohen Variabilität der Exoperidien und Pseudorhizen ist eine sichere Unterscheidung nur anhand der mikroskopischen Merkmale – und hier besonders anhand der Länge der Stacheln – möglich.

Herzliche Grüße,

Vitus

Lieber Emil,

vielen Dank für deinen Beitrag – und danke, dass du dich um die Pilzartikel bei Wikipedia kümmerst! Das wusste ich noch nicht, nächstes Mal markiere ich dich in solchen Fällen. Auch, dass man Zusätze von wissenschaftlichen Namen nicht kursiviert, war mir neu. Ich finde schön, wie man im Forum solche Infos austauscht und sich gegenseitig hilft, immer ein Stückchen besser zu werden! In diesem Sinne: Ich habe den Wikipedia-Artikel zum gemeinen Samtfußrübling gerade noch einmal gelesen. Ich finde ihn sehr gelungen! Mir sind die folgenden Punkte aufgefallen:

1. "Dagegen beziehen sich die Trivialnamen Samtfuß oder Samtfußrübling...": Da du die Namen hier nicht nutzt, um dich auf die Pilze zu beziehen, sondern sie als Namen erwähnst, gehören sie in Anführungszeichen; siehe Use vs. Mention.
2. "Die Varietät lactea": Wenn ich deine obigen Ausführungen richtig verstehe, gehört "lactea" nicht kursiviert.
3. "Die Sporen messen 6–9,5 x 3–4,5 µm": Statt "x" nutzt man hier das Multiplikationszeichen "×", das perfekt symmetrisch ist und höher steht. Dasselbe gilt für "6-9 x 4-5 µm".
4. "Der tödlich giftige Gift-Häubling (Galerina marginata) hat einen nicht schwarzsamtigen, sondern silbrig faserigen, beringten Stiel": Wäre hier "hat keinen schwarzsamtigen, sondern einen ..." vielleicht schöner?
5. "Alle genannten Arten und Gattungen unterscheiden sich außerdem durch ihr braunes Sporenpulver den nicht schwarzsamtigen Stiel": Vor "den" scheint mir ein "und" zu fehlen.
6. "Eine besondere Vorliebe zeigt der Samtfußrübling für die Gattungen Salix (Weiden), Populus (Pappeln), Fraxinus (Eschen) und Holunder": Hier wäre es konsistent, "Sambucus (Holunder)" zu schreiben.
7. "Die einfache Kultivierung des saprotroph lebenden Gemeinen Samtfußrüblings führte dazu, dass Flammulina velutipes ein beliebtes Objekt in der wissenschaftlichen Forschung wurde": Hier wird es sich vermutlich um Flammulina filiformis gehandelt haben. Leider gibt es keinen Methodik-Teil der Studie, wo Genaueres erläutert wird, aber 1996 wusste man nichts von der Unterscheidung und hat vermutlich man einfach ein Growset genommen, das immer Flammulina filiformis ist. Vielleicht könnte man das so klarstellen: "Die einfache Kultivierung der saprotroph lebenden Samtfußrüblinge führte dazu, dass die Zuchtform der nah verwandten Flammulina filiformis ein beliebtes Objekt in der wissenschaftlichen Forschung wurde."
8. Ähnliches gilt für den Artikel der Gattung. Hier steht "Kulturen von Flammulina velutipes wurden im Space Shuttle Columbia untersucht, um das Wachstum mit geringer Schwerkraft zu untersuchen.^[15]".

Da ich nicht mit allen Stichpunkten zu 123pilze etwas anfangen kann, traue ich mir nicht zu, all deine Punkte korrekt wiederzugeben. Ich habe mich aber darum gekümmert, dass der Eintrag von 123pilze geändert wird; Wolfgang Bachmeier hat sich sofort darum gekümmert.

Herzliche Grüße,

Vitus

Lieber Reinhard,

ja, es handelt sich um Trametes gibbosa! Gerade bei den Fruchtkörpern an der oberen Kante der Schnittfläche sieht man die Buckel gut. Jedes Merkmal ist bei deinem Fund charakteristisch.

Herzliche Grüße,

Vitus

Lieber Andreas,

interessant fände ich das auch! In meiner ersten Antwort habe ich ja auch einen leisen Verdacht geäußert. Die Stieldicke von dem Brecher im zweiten Bild finde ich auch auffällig. Was deine Vermutung bezüglich der Lamellen betrifft: Ich teile mit dir, dass sie etwas weiter entfernt stehen als üblich. In Funga Nordica steht bei Flammulina velutipes "medium spaced to crowded", bei Flammulina elastica nur "medium spaced", das ist meiner Ansicht nach aber ein butterweiches Merkmal. Ich würde mich hier an das oben zitierte Paper halten, in dem im Schlüssel bei Flammulina elastica f. longispora steht "Fruchtkörper kräftig gefärbt, makroskopisch nicht von Flammulina velutipes s.str. unterscheidbar". Ohne Mikro brauchen wir es meiner Ansicht nach gar nicht erst versuchen. Aber wenn ich die Fruchtkörper hier hätte, würden sie sofort seziert werden!

Herzliche Grüße,

Vitus

Lieber Christopher, lieber Matthias,

tatsächlich gilt es da weniger mir zu danken, die harte Arbeit hat Tricholomopsis in seinem Paper gemacht. Die Informationen, die ich oben präsentiere, sind daraus entnommen.

Als jemand, der selbst Pilze züchtet, kann ich euch nur raten, vorsichtig zu sein, wenn man wissenschaftliche Namen bei Züchtern liest, sie haben nämlich in aller Regel wenig Ahnung von Taxonomie (ich hoffe, du nimmst das nicht persönlich, Pilzmännchen!). Tatsächlich ist die Zuchtform des Enoki, wie sie in Asien und auch teils hier verkauft wird, eben nicht Flammulina velutipes s. str. Lange Zeit hat man das zwar geglaubt, bis diese phylogenetische Studie mit dem Vorurteil aufgeräumt hat. Ich zitiere:

Zitat

[O]ur integrated studies indicated that Enokitake is not identical to the European winter mushroom Flammulina velutipes, and thus should be treated as a separate species, namely Flammulina filiformis. All cultivated strains of “F. velutipes” in East Asia, including those from South Korea and Japan with genome sequences labeled as such, are in fact F. filiformis.

Tatsächlich gibt es sowohl makro- als auch mikroskopische Unterschiede:

Zitat

Morphologically distinguishing F. filiformis from all other known species of the genus appears to be straightforward due to its ochraceous to yellowish pileal surface (Fig. 2a) and the appearance of its pileipellis, which is mainly composed of vertically arranged unbranched slender hyphae [...].

Dazu sollte man allerdings erwähnen, dass die beiden Arten – im Gegensatz zu anderen Flammulina-Arten – miteinander kreuzbar sind (S. 1027).

Auch siebeneinhalb Jahre nach Veröffentlichung scheint diese Tatsache immer noch nicht bei der großen Masse an Pilzbegeisterten angekommen zu sein, bspw. steht es auch immer noch falsch auf 123pilze und Wikipedia. Vielleicht hat ja jemand die Muße, sich darum zu kümmern, dass das geändert wird?

Herzliche Grüße,

Vitus

Hallo Domi.lenz.rivas,

da liegst du mit dem Samtfußrübling (Flammulina velutipes agg.) richtig! Die Merkmale wirst du sicherlich durchgegangen sein, deshalb wiederhole ich sie hier nicht noch einmal. Wenn du dir unsicher bist, ob es sich um eine Galerina handelt oder um Samtfußrüblinge, kannst du auch einfach einen Sporenabdruck machen. Ist die Sporenpulverfarbe braun, kann es eine Galerina sein, aber keine Flammulina. Ist sie weiß, kann es eine Flammulina, aber keine Galerina sein.

Kleiner Nerdfact am Rande: Ob es Flammulina velutipes ist, kann dir ohne Mikrobilder niemand sicher sagen. Es gibt in Deutschland insgesamt sechs Arten in der Gattung Flammulina:

1. Flammulina velutipes s. str. (incl. var. lactea)
2. Flammulina elastica (incl. f. longispora)
3. Flammulina rossica
4. Flammulina populicola
5. Flammulina fennae
6. Flammulina ononidis

Flammulina ononidis wächst parasitisch an den Wurzeln der Hauhechel und hat zudem auffällig große Sporen. Flammulina fennae wächst nicht im Winter, sondern meist im Sommer, hat auffällig blasse Hüte, jung eine weiße Stielspitze und eine abgesetzte, deutlich dunklere Hutmitte. Makroskopisch sind sie daher zu unterscheiden.

Flammulina rossica, Flammulina populicola und Flammulina elastica sind makroskopisch nicht gut von Flammulina velutipes s. str. zu trennen, weshalb man sie bei einer makroskopische Bestimmung als Aggregat zusammenfasst.

Flammulina rossica wächst meist auf Weide und hat in der Regel sehr blasse Fruchtkörper, wurde bisher allerdings nur einmal im Nationalpark Berchtesgaden in Bayern nachgewiesen.

Flammulina populicola ist in Deutschland auch ziemlich selten, kommt in der Regel auf Pappel vor und ist bis auf zwei Ausnahmen ausschließlich im Norden kartiert.

Übrig bleibt als wahrscheinlichster Verwechslungspartner damit Flammulina elastica – und hier auch nur in der Form longispora mit typischen Samtfußrüblingshutfarben; die normale Form Flammulina elastica f. elastica hat sehr helle Hüte und ist daher makroskopisch nicht selten gut zu unterscheiden (auch von Flammulina velutipes var. lactea mit fast rein weißen Hutfarben). Die Art wächst gerne an Weide, also dem von dir berichteten Substrat, da liegt ein gewisser, aber dennoch sehr unsicherer Verdacht nahe.

Als Heuristik in Deutschland ist die beste Herangehensweise bei einem Fund von Flammulina velutipes agg. daher, Sporenlänge, Q-Wert und Substrat zu berücksichtigen:

• Sporen 6–9 μm, Q = 1,5–1,7, meist auf Pappel → Flammulina populicola
• Sporen nur bis 9,5 μm lang, Q = 2–2,3 → Flammulina velutipes s. str.
• Sporen bis 11,5 μm lang, meist auf Weide Q = 2,5–3,0 → Flammulina elastica (f. elastica und f. longispora haben gleiche Sporenwerte)

Hundertprozentige Sicherheit liefert hier zwar nur eine zusätzlich Analyse der Hutdeckschicht, aber mit dieser Herangehensweise kommt man in der Praxis meiner Ansicht nach schon sehr weit. Als Küchenmykologe oder -mykologin reicht es aber, beim Aggregat zu bleiben, die Arten haben nämlich denselben Speisewert.

Herzliche Grüße,

Vitus

Hallo Marius,

gehe ich recht in der Annahme, dass du derjenige Marius aus Münster bist, der im Herbst im Bad Laaspher Seminar war? In jedem Fall freuen wir uns, dass du nun auch ins Forum gefunden hast!

Herzliche Grüße,

Dana und Vitus

Hallo zusammen,

vielen Dank für eure ganzen Antworten! Ich finde erst jetzt die Zeit, mich dem Fund erneut näher zu widmen.

Danke für deine Einschätzung, dass der Fund von Pleuro-, aber keinen Cheilozystiden merkwürdig ist, Raphael! Das hat mich motiviert, noch zwei Lamellenschneiden-Präparate vom UMO und eins von einem jungen Fruchtkörper von Sarcomyxa serotina zum Vergleich zu machen.

Tatsächlich sehen beide Schneiden vom UMO weiterhin wie leergefegt aus. Hier ein Vergleich:

Bei einer der beiden Lamellenschneiden vom UMO habe ich nun aber endlich auch einige wenige Cheilozystiden gefunden. Hier ein Vergleichsbild der Cheilozystiden meines UMOs mit dem jungen Fruchtkörper einer Sarcomyxa serotina:

Die Form der Zystiden sieht mir zu verschieden aus. Ich gestehe aber auch, dass ich diesbezüglich nicht ausreichend Erfahrung habe, um das gut einschätzen zu können.

Danke auch für deinen Beitrag, Björn! Beim Schlüsseln mit Funga Nordica komme ich auch auf Sarcomyxa. Die Sporen vom UMO und meiner Sarcomyxa serotina sehen auch einfach fast identisch aus. Was die Amyloidität betrifft, habe ich bei Sporenabdrücken beider Exemplare jeweils die Sporen aus einem Abwurf direkt in Melzers gegeben. Beide waren amyloid (wenn auch nur vereinzelt und dann nicht sonderlich stark):

Wenn ich tippen müsste, würde ich mit dir und Sarcomyxa serotina gehen, auch wenn hier einiges so gar nicht passt. Mittlerweile hat der Drang, zu wissen, um welche Art es sich handelt, die finanzielle Schmerzgrenze einer Sequenzierung aber überwunden: Das Ding ist eingeschickt, vermutlich kriege ich im März oder April eine definitive Rückmeldung. Dann lasse ich euch natürlich an dem Ergebnis teilhaben. Ich genieße den Austausch sehr!

Herzliche Grüße,

Vitus

Hallo Björn,

vielen Dank für deine Rückmeldung! Ich bin der Spur Sarcomyxa serotina noch einmal systematisch nachgegangen und habe mir ein frisches Exemplar besorgt, das in Alter und Entwicklungszustand gut mit unserem UMO vergleichbar ist. Dadurch konnte ich Makro- und Mikromerkmale erneut untersuchen und mit der Literatur abgleichen. Die daraus gewonnenen Erkenntnisse möchte ich in gleichem Maße wie meine damit einhergehende Verzweiflung nun teilen. Zunächst eine Übersicht der von mir herausgearbeiteten Unterschiede:

Im Folgenden gehe ich auf diese Unterschiede ein.

1. Hutoberfläche

Seit dem Fund des UMOs hat es bei uns nicht geregnet und auch die Temperaturen waren relativ konstant. Die Witterungsbedingungen waren somit sehr vergleichbar. Dennoch zeigte sich das UMO durchgehend trocken und filzig, während S. serotina deutlich schmierig war; der Unterschied ist beim Darüberstreichen mit dem Finger sehr klar spürbar.

2. Schnittbild

Direkt oberhalb der Lamellen ist beim Exemplar von Sarcomyxa serotina eine ausgeprägte gelatinöse Schicht zu erkennen, was gut mit der Beschreibung im Pilzkompendium übereinstimmt (vgl. Ludwig, 2001, p. 501; Bilder beide unter Kaltlichtlampe angefertigt):

Ich habe diese Schicht auch separat isoliert:

Eine solche gelatinöse Zone konnte ich beim Schnitt unseres UMOs weder beobachten noch auf dem Foto erkennen.

3. Stiel

Dana und ich gehen derzeit davon aus, dass kein relevanter Teil des Stiels verloren gegangen ist; wir werden den Fundort jedoch noch einmal kontrollieren. Der sichtbare Stielrest ist jedenfalls weiß (siehe Bild vom ersten Post) und zeigt keinerlei Gelb- oder Olivtöne. Gibt es nach deiner Erfahrung Exemplare von Sarcomyxa serotina, bei denen der Stiel am Lamellenansatz weiß ist und erst zur Stielbasis hin gelblich mit olivgrünen Punkten wird?

4. Mikromerkmale

Beim untersuchten Exemplar von Sarcomyxa serotina konnte ich keine Pleurozystiden finden, was gut zu deren in der Literatur beschriebener Seltenheit passt. Im zweiten Präparat des UMOs hingegen ließen sich nun doch eindeutig Pleurozystiden nachweisen – und zwar in nicht geringer Anzahl.

Umgekehrt war die Lamellenschneide beim UMO vollständig zystidenfrei, während sie bei S. serotina reichlich mit sehr unterschiedlichen Zystidentypen besetzt war, teils auffällig groß. Hier ein Vergleich:

Laut Pilzkompendium sind die Pleurozystiden von Sarcomyxa serotina selten und den Cheilozystiden der Art ähnlich. Falls unser UMO also tatsächlich S. serotina sein sollte, müssten dessen Pleurozystiden den Cheilozystiden von S. serotina folglich ähneln. Gewisse Ähnlichkeiten sind erkennbar, überzeugen mich bislang jedoch nicht vollständig. Dazu kommt, dass das zweite Präparat von der UMO-Lamellenfläche ein Glücksgriff gewesen sein müsste. Vor dem Hintergrund, dass das erste Präparat zystidenfrei war, halte ich das aber für alles andere als ausgeschlossen.

Für heute Abend bleibt mir daher vor allem Ratlosigkeit. Hast du – oder jemand anderes – eine Erklärung für diese doch recht konsistenten Unterschiede?

Herzliche Grüße, Vitus

Literatur:

Ludwig, E. (2001). Pilzkompendium Band 1: Beschreibungen (Die kleineren Gattungen der Makromyzeten mit lamelligem Hymenophor aus den Ordnungen Agaricales, Boletales und Polyporales) (Vol. 1). IHW.

Hallo zusammen,

vorgestern haben meine Partnerin und ich einen pleurotoiden Pilz gefunden, den wir selbst nach intensiver Recherche nicht sicher zuordnen können und daher gern mit euch teilen möchten. Zwei Fruchtkörper wuchsen übereinander an einem lebenden Laubbaum:

Besonders ins Auge fiel uns sofort die Hutoberseite: In einer ellipsoiden Zone um die Anwuchsstelle herum zeigten sich auffällig gelbliche Farben, zudem war dieser Bereich deutlich filzig. Außerhalb dieser Zone dominierten eher Brauntöne, der Rand war etwas heller. Auf der Hutunterseite waren selbst bei dem jüngeren Exemplar keine weißen Lamellen zu erkennen; auch sie wiesen einen Gelbstich auf. Die Lamellen liefen an einem sehr kurzen, weißen Stiel zusammen. Der Geruch war unauffällig:

Zuhause fertigten wir zunächst ein Schnittbild des Fruchtkörpers an. Darin sind die gelblich gefärbten Lamellen, die weiße Huttrama sowie die auffällig dicke Hutdeckschicht mit filzigen Härchen gut zu erkennen:

Da uns dies noch nicht weiterbrachte, untersuchten wir zusätzlich die relevanten Mikromerkmale (momentan habe ich Probleme mit dem Mikroskop, deshalb sind die Bilder qualitativ minderwertig, aber hoffentlich dennoch ausreichend). Die hyalinen Sporen (aus Abwurf gemessen) sind auffällig langgestreckt, sehr schmal und allantoid:

Sporenmaße: 5,3 ± 0,5 µm × 1,5 ± 0,2 µm, Q̄ = 3,6 ± 0,4

Reichweite: 4,7–6,4 µm × 1,3–2,1 µm, Q = 2,7–4,5

n = 20

Die extrem schmalen Sporen in Kombination mit dem sehr hohen Q-Wert erscheinen uns ziemlich außergewöhnlich. Die Basidien sind viersporig und ebenfalls auffallend schlank:

Zystiden konnten wir nirgends feststellen. Schnallen sind vorhanden, die Lamellentrama ist irregulär aufgebaut.

Aufgrund der Jahreszeit und des pleurotoiden Habitus ist die Auswahl an infrage kommenden Arten zwar begrenzt, dennoch überzeugt uns keine der naheliegenden Möglichkeiten vollständig:

1. Pleurotus ostreatus scheidet aus, da er weder eine gelbliche, filzige Zone auf der Hutoberseite noch gelblich gefärbte Lamellen besitzt, zudem passen die Sporen von Form und Größe her nicht.
2. Sarcomyxa serotina würde die sehr dünnen antaloiden Sporen mit dem hohen Q-Wert und die dünnen Basidien erklären, allerdings sollte er einen punktierten safrangelben Stiel aufweisen und zeigt keinen Filz auf der Hutoberseite, dafür aber olivfarbene Huttöne und eine feucht schmierige Oberfläche. Mikroskopisch gesehen hat er zudem (wenn auch wenige) Pleurozystiden.
3. Phyllotopsis nidulans würde zwar die filzige Hutoberseite, die schmalen allantoiden Sporen und die Lamellenfärbung erklären, jedoch sind die Sporen hier zu schmal und der Q-Wert zu hoch (laut Literatur bis 2,6). Zudem ist ein Stiel erkennbar, es fehlt der Geruch nach fauligem Kohl (auch nach dem Trocknen) und die Hutoberseite erscheint ebenfalls höchst untypisch.

Da es bei uns in den letzten Tagen nicht gefroren hat, gehen wir nicht davon aus, dass Frostschäden vorliegen. Habt ihr Ideen oder Hinweise auf Merkmale, die wir gezielt weiterverfolgen sollten? Ich freue mich sehr auf eure Rückmeldungen!

Hallo zusammen,

Clavaria, mich würde interessieren, warum du denkst, dass die Reife der Sporen relevant für die Dextrinoiditätsreaktion sein könnte. Meines Wissens nach reagiert die Reagenz nämlich lediglich mit der oberflächlichen Sporenhülle und die sollte doch auch bei jungen Sporen vorhanden sein, oder irre ich mich?

Ingo W, so schnell habe ich die Nase von Pilzen nicht voll! Ich habe ein Lamellenstück in KOH eingeweicht, mit Wasser abgespült und in einen Tropfen Melzers gelegt. Interessanterweise habe ich diesmal erneut keine dextrinoide Spore finden können. Den Bezug zur Dextrinoidität der Paraphysen von Hyaloscypha spiralis erschließt sich mir leider noch nicht ganz. Schön aussehen tut es aber in jedem Fall!

Liebe Grüße,

Vitus

Lieber Ingo,

danke dir für deine fixe Antwort – und sorry, dass durch das Taggen der Eindruck zustande kam, ich würde denken, dass du die Gattung anzweifelst! Ich habe nun ein Lamellenstück in Melzers aufgelöst und mit einem Tropfen Wasser mikroskopiert. Dabei ist etwas Wildes passiert: Einige Sporen sind dextrinoid, andere wiederum nicht! Hier die Beweisfotos:

Ob das das ist, was 123pilze mit "teils dextrinoid" meinte? Ich kann mir das schwer vorstellen, das müsste dann doch auch in einschlägiger Literatur stehen...

Liebe Grüße,

Vitus

Hallo zusammen,

vielen Dank für eure Antworten! Clavaria, das sieht doch mal nach dextrinoiden Sporen aus! Über Hygrophopsis ochraceolutea bin ich auch gestolpert, meiner Ansicht nach scheitert es neben der Seltenheit aber am dicken Stiel und der Vergesellschaftung mit Pappeln.

Zur Frage, ob ich mir mit der Gattung sicher bin, Werner Edelmann, Clavaria, Ingo W: Ich lasse mich gerne eines Besseren belehren, bin mir aber doch relativ sicher. Neben dem Standort, dem Habitus und der Sporenpulverfarbe sowie -größe ließen sich die Lamellen leicht verwischen und sind an den meisten Stellen zumindest doppelt gegabelt. Hier ein Ausschnitt aus dem obigen Bild mit einer Zwei- und einer Dreifachgabelung:

Ich gebe aber gerne zu, dass das Bild überbelichtet ist. Mea culpa! Habt ihr denn eine Gattung im Kopf, die als Alternative in Frage käme?

Ingo W: Um auf deine Frage einzugehen, wie ich beim Dextrinoiditätstest vorgegangen bin: Ich habe dafür ein Stück Lamelle aus dem Exsikkat mithilfe einer Pinzette herausgebrochen, es auf einem Objektträger in KOH 3% ca. 1 Minute eingeweicht, ein Deckgläschen darüber gegeben, das Präparat gequetscht und mit dem 10er- und 40er-Objektiv eine Stelle mit einigen Sporen herausgesucht. Anschließend habe ich mit einem Spatel Melzers Reagenz auf den Objektträger rechts neben das Deckgläschen gegeben und mit einer Präpariernadel zum Deckgläschenrand geschoben, bis sich die Flüssigkeit regelmäßig im Präparat verteilt hat. Daruafhin habe ich bestimmt 20 Minuten im gesamten Präparat nach dextrinoiden Sporen gesucht und bin daran gescheitert. Diesen Vorgang habe ich anschließend in dieser Reihenfolge und mit wachsender Verzweiflung noch zweimal wiederholt.

Da ich ein Mikroskop-Neuling bin, kann ich keineswegs ausschließen, dass mir hier ein Fehler unterlaufen ist! Leider habe ich keine Schirmlinge oder ähnliches da, womit ich prüfen könnte, ob der Dextrinoiditätstest bei mir grundsätzlich schief läuft. Denn dann wäre es am wahrscheinlichsten, dass etwas mit Melzers oder meinem Vorgehen nicht stimmt. Allerdings habe ich Barals da. Wäre es sinnvoll, damit ein Präparat anzufertigen?

Vielen Dank noch einmal für eure Antworten!

Hallo zusammen,

vor wenigen Tagen haben ein befreundetes Paar und ich einen Fruchtkörper gefunden, den wir vom Habitus eindeutig der Gattung Hygrophoropsis zuordnen konnten. Hier ein paar Bilder:

Auffällig sind die hellen Lamellen sowie der dunkle Stiel. Am ehesten passt die alte Beschreibung von Cantharellus aurantiacus var. pallidus (Cooke 1888), die man beispielsweise in Kibby, 2012, p. 47 findet. Von der Sporengröße her passt Hygrophoropsis aurantiaca in jedem Fall (ca. 20 Sporen gemessen):

• Sporenmaße: 6,0 ± 0,8µm × 3,9 ± 0,2µm
• Reichweite: 5,0–7,4µm × 3,7–4,3µm
• Q-Wert: 1,5 ± 0,1

Vor dem Hintergrund, dass die Gattung scheinbar „in desperate need of modern treatment“ ist, hat dieser Post nicht die Absicht, den Fund eindeutig zuzuordnen. Vielmehr geht es mir um ein Phänomen, das ich nicht zuordnen kann: In der Literatur (bspw. Gminder & Karasch, 2023, p. 72, Breitenbach, 1991, p. 90, Krieglsteiner, 2001, p. 273) wird davon berichtet, dass Hygrophoropsis-Arten dextrinoide Sporen haben – auch Hygrophoropsis aurantiaca. Beim Mikroskopieren habe ich bei keinem von drei Präparaten des Exsikkats vom oben beschriebenen Fruchtkörper dextrinoide Sporen gefunden. Hier ein Beispielbild:

Interessanterweise steht im 123pilze-Eintrag zum falschen Pfifferling die Beschreibung „teils dextrinoid“. Mir ist bewusst, dass 123pilze nicht die verlässlichste Quelle für Mikromerkmale ist, aber vielleicht ist das ja ein Hinweis. Meine Frage an euch ist: Haben eure Exemplare von Hygrophoropsis-Arten dextrinoide Sporen, oder habt ihr ähnliche Erfahrungen wie ich gemacht? Falls nicht, wie könnt ihr euch die fehlende Dextrinoidität erklären? Ich bin gespannt auf eure Antworten!

Literatur:

Breitenbach, J. (1991). Pilze der Schweiz 3: Röhrlinge und Blätterpilze. Mykologia.

Gminder, A., & Karasch, P. (2023). Das Kosmos-Handbuch Pilze: Mit über 2500 Zeichnungen, über 1500 Arten (1st ed.). Kosmos.

Kibby, G. (2012). The hygrophoropsis aurantiaca complex. Field Mycology, 13(2), 43–50. https://doi.org/10.1016/j.fldmyc.2012.03.004

Krieglsteiner, G. J. (2001). Die Großpilze Baden-Württembergs. Band 3: Ständerpilze: Blätterpilze I. Eugen Ulmer.

Zitat von Oehrling

Hallo Vitus,

dein angefragter Pilz in Beitrag #6 ist nicht L. scabrum, sondern L. cyanobasileucum bzw. brunneogriseolum, wie er noch vor kurzem hieß..

FG

Oehrling

Hallo Oehrling,

anhand von welchen Merkmalen machst du das fest? Die Stielschuppen sind braunschwärzlich und nicht weich und flockig, außerdem zeigt sich keine rasche rosa Verfärbung in der oberen Stielhälfte. Das Einzige, was dafür spricht, ist das leichte Bläuen in der Stielbasis.

Herzliche Grüße,

Vitus

Uff! Ich merke, dass es hier abweichende Ansichten darüber gibt, ob Leccinum scabrum leicht bläuen darf oder nicht. Ich gehe hier auf eure Anmerkungen ein.

Zitat von Oehrling

wo ist denn das Foto vom vermeintlichen Leccinum scabrum? Vielleicht klärt ein Blick so manches.

Wie in meinem obigen Post beschrieben, habe ich die Bilder auf die Cloud geladen und stelle den Cloud-Link zur Verfügung. Das hat Platzgründe: Die Bilder übersteigen in ihrer Gesamtheit die Uploadgrenze von 20MB, sofern die Qualität gleich bleiben soll. Dennoch kann ich hier zwei aussagekräftige Bilder hochladen:

An dem zweiten Bild erkannt man, dass das Bläuen absolut marginal im Randbereich der Stielbasis verortet ist.

Zitat von Schupfnudel

Hi.

Röten darf er, blauen aber eigentlich nicht. Zu deinen Quellen kann noch Flora Agaricina Neerlandica, vol. 7 - NOORDELOOS, M.E. et al. - Boletales, Lactarius, sowie: European Boletes Vol. 1 dazu, die L. scabrum das Blauen absprechen. D.h. am Ende steht bei solchen uneindeutigen Funden erstmal die zusätzliche mikroskopische Merkmalserhebung an und im schlechtesten Fall die Notwendigkeit einer Sequenzierung zur Klärung.

LG.

Danke für die Ergänzung der Quellen! Damit ist noch eindeutiger, dass das Bläuen mit Leccinum scabrum laut allgemeiner Lehrmeinung nicht vereinbar ist – auch wenn es noch so geringfügig ist. Leider besitze ich weder ein Mikroskop noch die finanziellen Mittel, mir eins anzuschaffen, deshalb blieb mir dieser Weg verwehrt. Da ich die Pilze nicht als Exsikkat aufbewahre, ist nun auch eine Sequenzierung nicht möglich.

Zitat von Hannes2

Hallo,

Zitat von Oehrling

Die Pilze in Beitrag Nr. 2 sind auch nicht Leccinum scabrum, sondern Leccinum durisculum, der Pappel-Raufuß.

das ist definitiv kein Pappel-Raufuß da dort keine Pappeln stehen sondern nur zwei Birken und junge Hainbuchen. Die Rötung und die Blaufärbung traten erst nach über einer Stunde auf. Das kannst Du aber nicht wissen da ich es bicht geschrieben hatte.

Da muss ich Oehrling beipflichten. Die Verfärbung wäre für Leccinum duriusculum (nicht "durisculum") auch höchst untypisch. Hier ein Bild aus Kibby:

Würdet ihr mir denn zustimmen, dass die Bilder, wenn man vom Bläuen absieht, stark an Leccinum scabrum erinnern?

Danke für die rege Beteiligung und herzliche Grüße!

Hallo zusammen,

letzten Freitag habe ich bei einer Tour einen Fund gemacht, dessen Bestimmung mir bis heute den Kopf zerbricht. Am Rande eines Schotterweges fand ich neben Betula pendula auf saurem, lehmigem Boden zwei Fruchtkörper aus der Gattung Leccinum. Vom Habitus meinte ich, sie direkt als Leccinum scabrum identifizieren zu können, und wollte für mein unfertiges Pilzportrait zu dieser Art Bilder machen; aus Platzgründen hinterlasse ich hier lediglich einen Cloud-Link dazu.

Als ich mit dem Fund nach circa einer Stunde Zuhause ankam, konnte ich an der Stielbasis ganz schwach gelb-bläuliche Verfärbungen feststellen und kam ins Zweifeln. Der Querschnitt gab dann Aufschluss: Eine kleine Stelle an der Stielbasis, direkt am Rand, bläute. Weil ich aus Kibby, 2016, p. 68 im Kopf hatte, dass Leccinum scabrum nie bläut, verglich ich den Fund mit anderen Arten, aber:

• Leccinum cyaneobasileucum hätte einen rauen Stiel ohne stark kontrastierende Stielflocken und wäre mit Spaghnum vergesellschaftet
• Leccinum variicolor hätte eine gescheckte Hutoberseite, eine leuchtende rosa Verfärbung in der oberen und eine stärkere blaugrünliche Verfärbung in der unteren Stielhälfte
• Leccinum melaneum hätte eine sehr dunkle Hutoberseite sowie eine grau-schwarze Stieloberfläche unter den schwarzen Flocken, außerdem ist die Art sehr selten
• Leccinum schistophilum käme auf sandigen Böden vor und hätte einen schlankeren, stark gebogenen Stiel, zudem ist auch diese Art selten
• andere Arten der Gattungen Leccinum oder Leccinellum sind mit anderen Baumpartnern als Betula vergesellschaftet.

Aus Mangel an Mikroskop und Alternativen verglich ich die Beschreibungen zur Verfärbung der Trama von Leccinum scabrum in der Literatur:

Offensichtlich ist Krieglsteiner, 2000, p. 262 der einzige, der ein leichtes bläuliches Verfärben in der Stielbasis nicht ausschließt. Deshalb meine Fragen an euch:

1. Handelt es sich bei meinem Fund um Leccinum scabrum?
2. Damit einhergehend: Habt auch ihr schon Funde von Leccinum scabrum gehabt, die leicht in der Stielbasis bläuen?

Ich bin sehr gespannt auf eure Antworten. Herzliche Grüße aus dem Siegerland!

Literatur:

Gminder, A., & Karasch, P. (2023). Das Kosmos-Handbuch Pilze: Mit über 2500 Zeichnungen, über 1500 Arten (1st ed.). Kosmos.

Kibby, G. (2016). British boletes with keys to species (3rd ed.).

Krieglsteiner, G. J. (2000). Die Großpilze Baden-Württembergs. Band 2: Ständerpilze: Leisten-, Keulen-, Korallen- und Stoppelpilze, Bauchpilze, Röhrlings- und Täublingsartige. Eugen Ulmer.

Laessøe, T., & Petersen, J. H. (2019). Fungi of Temperate Europe 1 (Vol. 1). Princeton Univers. Press.

Hallo, zusammen!

Zitat von zuehli

Ich kenne confagosa vorwiegend von Weide und tricolor meist auf Vogelkirsche.

Von daher gesehen schließt allein die Substratbevorzugung eine Konspezifität m.E. aus.

Beste Grüße

Harald

mir scheint, als wäre dieser Schluss nicht zulässig. Was du in deinem ersten Satz beschreibst, ist zunächst nur, dass es grundsätzlich makroskopisch wahrnehmbare Unterschiede zwischen deinen Funden auf Weide und deinen Funden auf Vogelkirsche gibt. Diesen Teil kaufe ich dir sofort ab. Der zweite Satz folgt meiner Ansicht aber nicht direkt aus dem ersten. Für die in Satz 1 genannten Unterschiede führst du nämlich in Satz 2 die Erklärung ein, dass die Funde auf Weide D. confragosa und die auf Vogelkirsche D. tricolor sind, und die makroskopisch wahrnehmbaren Unterschiede daher rühren, dass es sich um verschiedene Arten (oder Varietäten, die Debatte will ich jetzt nicht aufmachen) handelt, die jeweils andere Substrate bevorzugen.

Ich glaube, man kann deine Beobachtung aber auch anders deuten, und zwar so: Es handelt sich bei deinen Funden auf Weide und deinen Funden auf Vogelkirsche um dieselbe Art und die makroskopisch wahrnehmbaren Unterschiede lassen sich durch die unterschiedlichen Substrate erklären. Das ist meiner Ansicht nach keineswegs abwegig, in der Pilzzucht kann man das nämlich häufig beobachten. Ein Beispiel: Züchtet man dieselbe Kultur von Pleurotus ostreatus einmal auf Buchen- und einmal auf Fichtenholz, ergeben sich deutliche Unterschiede in Fruchtkörpergröße, -form, -wuchsweise und sogar im Geruch. Beide Myzelien sind aber konspezifisch – allein aufgrund der Tatsache, dass sie genetisch identisch sind.

Daher kann man aus der Tatsache, dass makroskopisch wahrnehmbare Merkmalsunterschiede zwischen Funden auf Weide und Funden auf Vogelkirsche vorhanden sind, die Konspezifizität meiner Ansicht nach nicht ausschließen; es gibt noch eine alternative Erklärung für deine Beobachtung.

Die Tatsache, dass zwei unabhängige Untersuchungen der ITS-Sequenzen von Funden, die nach den morphologischen Merkmalen eindeutig trennbar waren, eine Konspezifizität nahelegen, scheint mir hier höchstes Gewicht zu haben. Daher tendiere ich auch zur alternativen Erklärung.

Beste Grüße,

Vitus