Beiträge von Vitus Schäfftlein

Hallo zusammen,

nun bin ich endlich dazu gekommen, mich noch einmal intensiv mit der Thematik auseinanderzusetzen.

1. Zwei- vs. viersporige Basidien

Argross Danke dir für den Link mit den Bildern! Dort sieht man ja auch ausschließlich Basidien mit (höchstens) zwei Sterigmen. Ich habe noch ein paar weitere Präparate gemacht und weiterhin überwiegend zweisporige Basidien gesehen. Dennoch habe ich auch einige viersporige erkennen können. Interessanterweise konnte ich aber nie alle vier Sterigmen zusammen in den Fokus bekommen – nicht einmal ansatzweise. Hier ein Bild, das viersporige Basidien zeigt:

Im Übrigen habe ich bei der Suche nach Basidien auch noch Hyphidien gefunden, die unauffällig und sehr rar waren:

Ich deute die Tatsache, dass mein Fruchtkörper sowohl zwei- als auch viersporige Basidien besitzt, als Kuriosität, aber dadurch, dass viersporige Basidien vorhanden sind und eine andere zuverlässige Quelle einen Fund mit zweisporigen Basidien auch als Radulomyces rickii bestimmt hat, nicht als Ausschlusskriterium. Was denkt ihr?

2. JKJ-Reaktion

In der Literatur stand auch noch, dass das Hymenium mit einer Jod-Kaliumjodid-Lösung rötlich reagieren soll. Das habe ich mit Melzers getestet und kann es bestätigen:

3. Sporen

Ich habe noch einmal im Präparat gesucht und 20 weitere Sporen zusammengekratzt:

Sporenmaße: 8,9 ± 0,7 µm × 7,2 ± 0,6 µm, Q̄ = 1,2 ± 0,1

Reichweite: 7,9–10,2 µm × 5,5–8,3 µm, Q = 1,1–1,4

n = 20

Die Sporenmaße sind hiermit sehr nah an den 12 anderen Sporen, die ich oben vorgestellt habe. Hier ein direkter Vergleich mit den Maßen von Ghobad-Nejhad & Kotiranta, 2007, p. 102:

Das würde also schon einmal passen. Vom Q-Wert könnte Radulomyces confluens zwar in Frage kommen (hier nach Literatur Q = 1,09–1,51), aber die Sporenbreite macht hier einen dicken Strich durch die Rechnung: Mit 7,9 µm liege ich deutlich außerhalb der Normalmaße (5,0–6,5 µm) und selbst der Ausreißer von 7 µm kommt an die Durchschnittsbreite nicht ran. Für mich spricht das eindeutig für Radulomyces rickii.

Was die biapiculaten Sporen betrifft, habe ich viel gesucht und nur eine Spore gefunden, bei der das eventuell passen könnte:

Unten rechts in meinem Bild ist eindeutig der Apiculus, aber ob das oben ein spitzer Keimporus ist, kann ich nicht sicher beurteilen; nicht wenige der Sporen waren auch schon – ähnlich wie die Basidien – kollabiert. Tricholomopsis Was denkst du? Vor dem Hintergrund, dass dieses Merkmal in einigen Kollektionen der Forschenden nicht vorhanden war, wäre es in jedem Fall kein Ausschlusskriterium, wenn meine Kollektion auch keine biapiculaten Sporen hätte.

4. Basidien

Von den Basidien her passt die Beschreibung an sich sehr gut – gerade, dass die Basidien gestielt und die Basidiolen wellig sind. Mit den obigen Merkmalen wäre die Bestimmung von Radulomyces rickii für mich nun eindeutig, wäre da nicht die Sache mit den Basalschnallen. Wie ich oben bereits gezeigt habe, sind die Basidien eindeutig schnallenlos. In Ghobad-Nejhad & Kotiranta, 2007 steht aber „Basidia basally clamped“ (S. 104) und auch in der Mikrozeichnung auf S. 106 werden die Basidien mit Schnallen gezeichnet:

Eine gute Erklärung dafür habe ich nicht. Das Vorhandensein von Schnallen ist doch solch ein grundlegendes Merkmal, dass es nicht sein kann, dass der eine Fruchtkörper es besitzt, der andere aber nicht – oder irre ich mich da?

An sich will ich dem Kind den Namen geben, nur die Basalschnallen lassen mich zweifen. Tricholomopsis Erinnerst du dich noch, ob dein Fund Basalschnallen hatte?

Herzliche Grüße,

Vitus

Literatur:

Ghobad-Nejhad, M., & Kotiranta, H. (2007). Re-evaluation of Radulomyces rickii and notes on Radulomyces and Phlebiella (Basidiomycota). Mycotaxon, 102, 101–111.

Hallo zusammen,

Argross Danke dir für den Hinweis zu Radulomyces confluens! Tatsächlich haben die Hyphen Schnallen:

Das würde also schon einmal wunderbar passen – genau so wie die fehlenden Zystiden, das monomitische Hyphensystem und der deutlich erkennbare Apiculus der Sporen. Was mich allerdings noch stutzig macht, sind diese Dinge:

1. Schlüsselt man in Fungi Europaei rückwärts, erhält man „Basidia normally with 4 sterigmata“ (Koppel 169, S. 52). Auf meinen Bildern sieht man aber – bis auf die eine Ausnahme – zwei Sterigmen, selbst bei der Basidie mit Spore an einem Sterigma. Auch, wenn man die Tiefenschärfe verstellt, erkennt man nur zwei Sterigmen. Aber dann habe ich doch eine Basidie mit mehr als zwei Sterigmen gefunden. Im Übrigen, Armin, behauptest du, dass diese Basidie viersporig ist, weil du vier Sterigmen siehst, oder weil es keine dreisporigen Sterigmen gibt?
2. Das Hymenium soll sich makroskopisch gelb verfärben, wenn man 3% KOH darauf gibt. Meine Verfärbung ist aber eher bräunlich als gelblich:

3. In der Annahme, dass wir Punkte 1 und 2 lösen: Es gibt neben Radulomyces confluens noch Radulomyces rickii; siehe diese Studie. Diese Art soll globosere Sporen und ein glatteres Hymenium haben, was in unserem Fall besser passen würde. Hier der dazugehörige Forenpost. Die Studie erwähnt aber explizit, dass die „Basidia basally clamped“ sind, dabei sind die Basidiolen, die ich finde, ohne Schnallen:

zuehli Danke dir für die Verlinkung zu deinem Post! Da verzweifeln wir wohl beide mit Rindenpilzen – aber geteiltes Leid ist schließlich halbes Leid. Wenn du Stereum rugosum ausschließen möchtest, lass mal Leitungswasser über ein Stückchen laufen und warte ein paar Minuten. Bei mir wurde auch ein sehr ausgetrocknetes Exemplar blutrot (siehe diesen Post).

Tricholomopsis Du hast ja Radulomyces rickii damals mikroskopiert – was ist deine Einschätzung?

Herzliche Grüße,

Vitus

Hallo zusammen,

am 20.02.2026 haben meine Partnerin und ich einen weißen corticioiden Pilz gefunden, dem wir bisher keinen Namen entlocken konnten. Er wuchs rein resupinat auf einem toten, entrindeten, relativ dicken Ast, der noch mit dem stehenden Baum verbunden war:

Um welchen Baum es sich handelt, konnten wir nicht sicher feststelllen; hier auch ein Bild mit Rinde:

Wir haben versucht, einen Sporenabwurf zu machen, leider war dieser aber erfolglos. Der Pilz war ohnehin ziemlich jung, sodass wir nur wenige Sporen im Präparat gefunden haben:

Sporenmaße: 8,5 ± 0,7 µm × 7,0 ± 0,5 µm, Q̄ = 1,2 ± 0,1

Reichweite: 7,1–9,8 µm × 6,4–8,1 µm, Q = 1,1–1,3

n = 12

Überwiegend haben wir zweisporige, zylindrische bis clavate Basidien gefunden:

Unglücklicherweise ist uns aber auch eine Basidie über den Weg gelaufen, die scheinbar drei Sterigmen besitzt:

Zudem haben wir unzählige Strukturen gefunden, die wir für Basidiolen halten; sie besitzen keine Basalschnalle:

Auffällige Zystiden konnten wir nicht erkennen, allerdings war ein Objekt dabei, das unserer Ansicht nach gleichermaßen Basidie oder Zystide werden könnte:

Eine amyloide Reaktion konnten wir mikroskopisch nicht feststellen und makroskopisch aufgrund des fehlenden Abwurfs nicht testen. Mit den Schüsseln von Fungi Europaei 12 und The Corticiaceae of North Europe sind wir mit diesen Informationen nicht weitergekommen, deshalb wenden wir uns an euch. Habt ihr eine Idee, um welche Art es sich handeln könnte? Falls nicht, welche weiteren Informationen benötigt ihr?

Herzliche Grüße,

Vitus

Hallo zusammen,

ich habe gerade mein Fiji-Paket im pilzforum vorgestellt. Dort findet man zu – hoffentlich allen – wichtigen Themen ausführliche Erläuterungen.

Herzliche Grüße,

Vitus

Liebe Pilzfreunde,

da ich selbst Linux nutze und man mich mit Windows jagen kann, habe ich mich vor einiger Zeit daran gesetzt, eine gut funktionierende linux-kompatible Alternative zur Sporenmessung zu schreiben. Sie basiert auf Fiji und ist so weit automatisiert wie möglich. Ich nutze sie mittlerweile seit einigen Monaten und bin damit sehr zufrieden. Ich habe mich bemüht, die Dokumentation so ausführlich und beginnerfreundlich wie irgend möglich zu gestalten, sodass Interessierte nicht vorzeitig entmutigt werden. Bei Fragen oder Problemen könnt ihr jederzeit unter diesen Post schreiben; ich bemühe mich, euch zeitnah zu antworten.

Das Coden und Dokumentieren war sehr viel Arbeit, deshalb hoffe ich, dass sie bei der einen oder dem anderen hier im Pilzforum auf Interesse stößt.

Bevor wir loslegen, möchte ich mich ganz herzlich bei boccaccio bedanken! Björn hat mir nicht nur viel über Pilze beigebracht, sondern mich auch beim Prozess begleitet, seine Ideen eingebracht und ermutigt, das Projekt fortzuführen. Ohne ihn wäre das Pilzmikroskopie-Paket nie zustande gekommen.

Inhaltsverzeichnis

• 1. Fiji installieren
  • 1.1. Download Windows
  • 1.2. Download Linux
    • 1.2.1. Ubuntu
    • 1.2.2. Arch Linux
• 2. Pilzmikroskopie-Paket installieren
• 3. Kalibrierung einrichten
  • 3.1. Kalibrierung messen
  • 3.2. Kalibrierung dauerhaft als Makro speichern
    • 3.2.1. Datei öffnen
    • 3.2.2. Makros eintragen
    • 3.2.3. Änderungen speichern und testen
  • 3.3. Autorun-Script (optionale Automatisierung)
• 4. Grundlegendes Messen in Fiji
  • 4.1. Werkzeuge
    • 4.1.1. Segmented Line
    • 4.1.2. Rotated Rectangle
  • 4.2. ROIs anlegen und speichern
  • 4.3. Längen ablesen
  • 4.4. Konvention für Sporenmessungen
  • 4.5. Navigation
• 5. Die Pilzmikroskopie-Scripts
  • 5.1. Messbalken_hinzufügen.js
    • 5.1.1. Dialog-Parameter
    • 5.1.2. Makro-Beispiel
  • 5.2. Messdaten_speichern_(Linien).js
    • 5.2.1. Ausgabeformat
    • 5.2.2. Parameter
    • 5.2.3. Makro-Beispiel
  • 5.3. Messdaten_speichern_(Rechtecke).js
  • 5.4. Bild_mit_Messdaten_versehen.js
    • 5.4.1. Dialog-Parameter
    • 5.4.2. Makro-Beispiel
  • 5.5. Messdaten_zusammenführen.js
    • 5.5.1. Ausgabeformat
    • 5.5.2. Parameter
    • 5.5.3. Makro-Beispiel
• 6. Effizienter Workflow mit Makros
  • 6.1. Konzept
  • 6.2. Schriftgröße und Linienstärke je Objektiv
  • 6.3. Workflow-Makros (vollständiger Code)
  • 6.4. Schritt-für-Schritt: Typischer Messdurchlauf
• 7. Tipps und häufige Fehler
  • 7.1. Häufige Fehlermeldungen
  • 7.2. Unterstützte Farbnamen
  • 7.3. Präfix-Konvention
• 8. Schnellübersicht
  • 8.1. Scripts
  • 8.2. Tastenkürzel

1. Fiji installieren

1.1. Download Windows

Fiji erfordert keine klassische Installation. Stattdessen handelt es sich um einen portablen Ordner, der die ausführbare Datei und alle Abhängigkeiten enthält. Solange dieser Ordner vorhanden ist, lässt sich Fiji per Doppelklick starten – ohne Setup-Assistent, ohne Einträge in der Registry.

Ein praktischer Vorteil: Der gesamte Ordner lässt sich auf einen USB-Stick kopieren und an einem anderen Rechner starten, inklusive aller eigenen Konfigurationen.

1. Die aktuelle Version von fiji.sc herunterladen: unter Latest Downloads das passende Betriebssystem und die Prozessorarchitektur wählen (Windows: 64-Bit / x86 → Downloadserver in Europa bevorzugen).
2. Die heruntergeladene .zip-Datei (~600 MB) per Rechtsklick → Alle extrahieren entpacken.
3. Den entstandenen Fiji-Ordner an einen dauerhaften Ort verschieben – nicht im Downloads-Ordner belassen, da dieser leicht versehentlich geleert wird. Empfehlung: %USERPROFILE%\Fiji (Windows) bzw. ~/Fiji (Linux/macOS).
4. Die Datei ImageJ-win64.exe (Windows) per Doppelklick starten. Bei der Windows-Sicherheitswarnung auf Weitere Informationen → Trotzdem ausführen klicken.

Optional lässt sich die .exe an die Taskleiste anheften oder eine Desktop-Verknüpfung anlegen.

1.2. Download Linux

1.2.1. Ubuntu

Ubuntu-User folgen der Windows-Anleitung und downloaden die aktuelle Version (in der Regel x86-64 – außer man hat einen ARM-Prozessor).

1.2.2. Arch Linux

Zur Installation lässt sich pacman, pamac oder yay nutzen, um Fiji zu installieren, das Paket heißt fiji-bin. Wichtig ist, dass man den Zugriff vom chaotic AUR freigeschaltet hat. Hier wird Fiji im Gegensatz zu den anderen Installationswegen fest installiert (meist unter /opt/fiji).

2. Pilzmikroskopie-Paket installieren

Zunächst downloadet man das Paket über diesen Link. Wer git nutzt, kann auch clonen:

git clone https://codeberg.org/opensource-philosophy/fiji-pilzmikroskopie-scripts.git

Das Pilzmikroskopie-Paket ist ein Ordner mit fünf JavaScript-Scripts, der installiert wird, indem man ihn in den Scripts-Ordner von Fiji legt:

1. Den Ordner Pilzmikroskopie/ in das Unterverzeichnis scripts/ der Fiji-Installation verschieben (per Drag & Drop oder Dateimanager), sodass die Datei-Struktur so aussieht:

   Code

   Fiji/
   └── scripts/
       └── Pilzmikroskopie/
           ├── Messbalken_hinzufügen.js
           ├── Bild_mit_Messdaten_versehen.js
           ├── Messdaten_speichern_(Linien).js
           ├── Messdaten_speichern_(Rechtecke).js
           └── Messdaten_zusammenführen.js

2. Fiji neu starten. Im Menü erscheint jetzt ein neuer Reiter Pilzmikroskopie mit allen fünf Scripts.

3. Kalibrierung einrichten

Damit Fiji Abstände in Mikrometern (statt Pixeln) ausgibt, muss für jedes verwendete Objektiv die Kalibrierung (Pixel pro µm) hinterlegt werden.

3.1. Kalibrierung messen

1. Für jedes vorhandene Objektiv ein Bild mit dem Objektmikrometer aufnehmen und in Fiji öffnen (per Drag & Drop oder Datei → Öffnen).
2. Das Straight Line Tool auswählen (fünftes Symbol von links in der Werkzeugleiste).
3. Eine Linie über eine bekannte Strecke ziehen (z. B. von Balkenmitte zu Balkenmitte = 10 µm-Schritte → 5 Balken = 50 µm).
4. Analyze → Set Scale aufrufen. Fiji zeigt die gemessene Pixelzahl.
   • Known Distance: die bekannte Distanz eintragen (z. B. 50)
   • Unit of Length: µm eingeben (Alt Gr + M drücken, dann M → µm)
   • Global aktivieren, damit die Kalibrierung für alle offenen Bilder gilt.
   • den Wert Pixel/µm notieren.

3.2. Kalibrierung dauerhaft als Makro speichern

Ohne weitere Maßnahmen geht die Kalibrierung beim Schließen von Fiji verloren. Um sie dauerhaft zu speichern, werden Makros in der StartupMacros-Datei hinterlegt; so wird sie bei jedem Start neu geladen.

3.2.1. Datei öffnen

Der Fiji-Pfad lautet Fiji/macros/StartupMacros.fiji.ijm. Diese Datei öffnen wir mit einem beliebigen Texteditor.

3.2.2. Makros eintragen

Am Ende der Datei folgende Makros einfügen und die distance-Werte an die eigene Messung anpassen – bei mir bspw.

macro "Set scale for 10x objective [F1]" {
    run("Set Scale...", "distance=4.6672 known=1 unit=µm global");
}

macro "Set scale for 40x objective [F2]" {
    run("Set Scale...", "distance=18.8554 known=1 unit=µm global");
}

macro "Set scale for 100x objective [F3]" {
    run("Set Scale...", "distance=45 known=1 unit=µm global");
}

Der Wert distance gibt an, wie viele Pixel einem Mikrometer entsprechen und wurde gerade von uns notiert. Wer möchte, kann auch die Tastenkürzel in eckigen Klammern (F1, F2, F3) nach Wunsch umlegen; meine Belegung folgt der Logik: kleinste F-Taste = kleinste Vergrößerung. Wichtig: Damit die Kalibrierung angewendet werden kann, muss mindestens ein Bild geöffnet sein; Set Scale ist sonst nicht verfügbar.

3.2.3. Änderungen speichern und testen

1. Änderungen in StartupMacros speichern.
2. Fiji neu starten.
3. Ein Bild öffnen → passende F-Taste drücken → Fiji zeigt Maße in µm links über dem Bild an.

3.3. Autorun-Script (optionale Automatisierung)

Im Ordner Fiji/macros/AutoRun/ können .ijm-Dateien abgelegt werden, die beim Start von Fiji automatisch ausgeführt werden. Ein nützliches Autorun-Script führt beim Laden des ersten Bildes folgende Schritte durch:

1. Es wartet 200 ms, prüft dann in einer Schleife, ob Bilder geladen sind.
2. Es setzt den Maßstab für das Standard-Objektiv automatisch.
3. Es wählt das Straight Line Tool aus (statt des Standard-Rechtecktools).
4. Es öffnet den ROI Manager.
5. Es aktiviert Show All im ROI Manager, sodass alle bereits gezogenen Linien angezeigt werden.

Damit entfallen beim sämtliche manuelle Vorbereitungsschritte und man kann direkt losmessen. Zur Installation im Ordner Fiji/macros/AutoRun/ eine Datei mit .ijm-Endung anlegen (bspw. Sporenmessung.ijm), den folgenden Code einfügen und Fiji neu starten:

// Fiji/macros/AutoRun/autorun_pilzmikroskopie.ijm
while (true) {
    wait(200);
    if (nImages > 0) {
        run("Set scale for 100x objective");  // Makroname ggf. anpassen
        setTool("line");
        run("ROI Manager...");
        roiManager("Show All");
        exit();
    }
}

Wer hier bspw. vorwiegend mit dem 40er-Objektiv arbeitet, soltlte run("Set scale for 100x objective"); durch run("Set scale for 40x objective"); ersetzen.

4. Grundlegendes Messen in Fiji

Bevor die Pilzmikroskopie-Scripts erklärt werden, hier der grundlegende Messbetrieb, den Fiji von Haus aus bietet.

4.1. Werkzeuge

Über Rechtsklick auf das Linientool in der Werkzeugleiste sind folgende Varianten verfügbar:

4.1.1. Segmented Line

Linksklick setzt einen Ankerpunkt. Weitere Klicks fügen Segmente hinzu. Abschluss: Linksklick auf den Startpunkt.

4.1.2. Rotated Rectangle

Klick und Ziehen definiert die Längsachse; eine zweite Bewegung definiert die Breite.

4.2. ROIs anlegen und speichern

1. Linie oder Rechteck zeichnen.
2. T drücken → das Werkzeug wird als Region of Interest (ROI) im ROI Manager gespeichert.
3. Für alle zu messenden Strukturen wiederholen.
4. Show All im ROI Manager aktiviert halten, damit alle gespeicherten ROIs gleichzeitig sichtbar sind.

4.3. Längen ablesen

Analyze → Measure (oder Strg+M) zeigt für alle ROIs im Manager die Längen in der konfigurierten Einheit (µm bei gesetzter Kalibrierung, sonst Pixel).

4.4. Konvention für Sporenmessungen

Pro Spore werden zwei Linien gezogen und mit T gespeichert:

• Erste Linie: Längsachse
• Zweite Linie: Querachse

Das Script Messdaten_speichern_(Linien).js setzt genau dieses Format voraus.

4.5. Navigation

• Mit + rein- und - rauszoomen
• Bei eingezoometem Bild Leertaste halten und linke Maustaste gedrückt halten zum Verschieben des Ausschnitts.

5. Die Pilzmikroskopie-Scripts

Die fünf Scripts funktionieren unabhängig voneinander, sind aber für einen verzahnten Workflow konzipiert. Jedes Script kann interaktiv per Dialog oder vollautomatisch über Makro-Parameter gesteuert werden. Das Automatisierungsprinzip ist das Folgende: Wenn beim Aufruf mindestens ein Makro-Parameter übergeben wird, öffnet sich kein Dialogfenster. Fehlende Parameter fallen auf ihre Standardwerte zurück.

5.1. Messbalken_hinzufügen.js

Dieses Script zeichnet einen kalibrierten Messbalken dauerhaft in das Bild ein (kein Overlay – die Änderung ist permanent im Bildprozessor). Die auszuwählenden Optionen sind:

5.1.1. Dialog-Parameter

Dieses Script nutze ich in der Regel für das Dialogmenü.

5.1.2. Makro-Beispiel

run("Messbalken hinzufügen",
    "pixels_per_um=44.6 length_um=10 thickness=8 font_size=28 " +
    "margin_vertical=3 margin_horizontal=2 " +
    "color=Blau position=Unten_rechts endcaps=yes");

5.2. Messdaten_speichern_(Linien).js

Misst alle ROIs im ROI Manager aus und exportiert die Ergebnisse als formatierte ASCII-Tabelle in eine Textdatei. Voraussetzung: Im Manager befinden sich genau zwei Linien-ROIs pro Objekt (Längsachse + Querachse). Die Gesamtanzahl muss geradzahlig sein.

Das Script sortiert intern: Die längere Linie wird als Länge, die kürzere als Breite behandelt. Der Q-Wert (Länge ÷ Breite) wird automatisch berechnet.

5.2.1. Ausgabeformat

| Nr. | Länge (µm) | Breite (µm) | Q-Wert |
|-----+------------+-------------+--------|
|   1 |        8,4 |         4,1 |    2,0 |
|   2 |        9,1 |         4,5 |    2,0 |

Sporenmaße: 8,8 ± 0,5 µm × 4,3 ± 0,3 µm, Q̄ = 2,0 ± 0,1
Reichweite: 8,4–9,1 µm × 4,1–4,5 µm, Q = 2,0–2,0
n = 2

Dateiname der Ausgabe: [Präfix] [Bildname ohne Endung].[Endung]

5.2.2. Parameter

5.2.3. Makro-Beispiel

run("Messdaten speichern (Linien)",
    "measurement_prefix=[gemessen] measurement_extension=txt " +
    "delete_rois=false close_image=false");

5.3. Messdaten_speichern_(Rechtecke).js

Funktioniert analog zu 5.2, jedoch für Rechteck-ROIs. Pro ROI eine Messung (nicht 2 ROIs pro Objekt). Das Script setzt intern die Messoptionen auf fit bounding display add, um Width/Height (gerade Rechtecke) oder Major/Minor (rotierte Rechtecke) zu erfassen.

Ausgabedatei-Kopfzeile: Rechteckmaße: statt Sporenmaße:. Die Parameter sind identisch mit 5.2.

5.4. Bild_mit_Messdaten_versehen.js

Dieses Script liest alle ROIs aus dem ROI Manager, berechnet deren Maße aus der Bildkalibrierung und zeichnet beschriftete Overlays ins Bild. Das Ergebnis wird als neue Bilddatei gespeichert (Präfix [gemessen] vor dem Originalnamen).

Die unterstützten ROI-Typen sind …

1. einfache Linie
2. segmentierte Linie
3. Freihandlinie
4. Rechteck
5. rotiertes Rechteck.

Das Script enthält eine Kollisionslogik: Wenn eine Beschriftung eine andere Linie überschneiden würde, wird das Label automatisch entlang der Linie verschoben. Bei Rechtecken werden Maßtexte stets außerhalb platziert.

5.4.1. Dialog-Parameter

Der Dialog ist in drei Abschnitte aufgeteilt: Einfache Linien, Segmentierte Linien, Rechtecke. Jeder Abschnitt enthält:

Zudem gibt es noch die folgenden Parameter:

5.4.2. Makro-Beispiel

run("Bild mit Messdaten versehen",
    "line_width=3 line_color=green line_font_size=36 line_digits=1 " +
    "seg_width=6 seg_color=green seg_font_size=60 seg_digits=1 " +
    "save_overlay_image=true close_overlay_image_after_saving=false " +
    "delete_rois_after_saving=false measurement_folder=gemessen");

5.5. Messdaten_zusammenführen.js

Dieses Script lies alle Einzelmessdateien eines Ordners (erzeugt durch Scripts 5.2 / 5.3) und führt sie zu einer Gesamtstatistik zusammen. Quelldateien werden anhand ihres Präfixes und ihrer Endung identifiziert.

Das Script sucht im Verzeichnis des aktuell geöffneten Bildes. Alle Dateien mit passendem Präfix und passender Endung werden eingelesen, die Werte akkumuliert und eine Ausgabedatei erstellt.

Ein Hinweis zu eckigen Klammern: Wird das Präfix im Makro-Modus ohne eckige Klammern übergeben (z. B. gemessen statt [gemessen]), ergänzt das Script die Klammern automatisch.

5.5.1. Ausgabeformat

Die Ausgabedatei enthält drei Abschnitte:

1. GESAMTSTATISTIK FÜR [STRUKTUR] – Mittelwert ± SD, Reichweite, n
2. AKKUMULIERTE MESSDATEN – vollständige Wertetabelle aller Einzelmessungen
3. QUELLDATEIEN (optional) – Ursprungsdateien mit Nummernbereichen, Ordner, Datum und Uhrzeit

5.5.2. Parameter

5.5.3. Makro-Beispiel

run("Messdaten zusammenführen",
    "measurement_prefix=[gemessen] measurement_file_ext=txt " +
    "output_file=[merged] Messwerte output_ext=txt " +
    "structure_to_measure=Sporen show_sources=yes " +
    "delete_sources=yes close_fiji=yes");

6. Effizienter Workflow mit Makros

Für das tägliche Messen vieler Bilder empfiehlt sich ein Workflow, der alle Scripts über Tastenkürzel automatisch aufruft – ohne Dialoge, ohne manuelle Eingaben.

6.1. Konzept

Die Workflow-Makros werden in der StartupMacros-Datei hinterlegt. Jedes Makro ruft die benötigten Scripts mit festen Parametern auf und öffnet anschließend das nächste Bild im Ordner. Existiert kein nächstes Bild, wird die Gesamtstatistik automatisch erstellt und Fiji beendet. Meine Tastenbelegungen sind:

6.2. Schriftgröße und Linienstärke je Objektiv

Das Hilfsskript getWidthAndFontByScale() liest die aktuelle Kalibrierung aus und gibt passende Werte zurück:

6.3. Workflow-Makros (vollständiger Code)

// -----------------------------------------------
// Hilfsfunktion: Nächstes Bild im Ordner öffnen
// Gibt true zurück wenn weiteres Bild geöffnet,
// false wenn letztes Bild erreicht.
// -----------------------------------------------
function openNextImage(current_title) {
    dir = getDirectory("image");
    if (dir == "") { showMessage("Fehler", "Bild hat kein Verzeichnis."); exit(); }

    list = getFileList(dir);
    images = newArray();
    for (i = 0; i < list.length; i++) {
        name = toLowerCase(list[i]);
        if (endsWith(name, ".tif")  || endsWith(name, ".tiff") ||
            endsWith(name, ".jpg")  || endsWith(name, ".jpeg") ||
            endsWith(name, ".png")  || endsWith(name, ".bmp")) {
            images = Array.concat(images, list[i]);
        }
    }
    Array.sort(images);

    idx = -1;
    for (i = 0; i < images.length; i++) {
        if (images[i] == current_title) { idx = i; break; }
    }
    if (idx == -1) {
        showMessage("Fehler", "Aktuelles Bild nicht im Ordner gefunden.");
        exit();
    }

    if (idx < images.length - 1) {
        close();
        open(dir + images[idx + 1]);
        run("Maximize");
        return true;
    } else {
        return false;
    }
}

// -----------------------------------------------
// Hilfsfunktion: Linienstärke und Schriftgröße
// je nach aktiver Kalibrierung (Objektiv) wählen
// -----------------------------------------------
function getWidthAndFontByScale() {
    getPixelSize(unit, pixelWidth, pixelHeight);
    dist = round(1 / pixelWidth);
    if      (dist <= 5)  return newArray(1, 1);
    else if (dist <= 12) return newArray(1, 3);
    else if (dist <= 20) return newArray(1, 10);
    else                 return newArray(1, 20);
}

// -----------------------------------------------
// Taste 1: Spore messen + Overlay + nächstes Bild
// (am letzten Bild: Zusammenführen + Fiji schließen)
// -----------------------------------------------
macro "Measurement Workflow einzelne Spore [1]" {
    measurement_prefix   = "[gemessen]";
    measurement_file_ext = "txt";
    measurement_folder   = "gemessen";

    params    = getWidthAndFontByScale();
    width     = params[0];
    font_size = "" + params[1];

    if (nImages == 0) { showMessage("Fehler", "Kein Bild geöffnet."); exit(); }
    title = getTitle();

    run("Messdaten speichern (Linien)",
        "measurement_prefix=" + measurement_prefix +
        " delete_rois=false close_image=false");

    run("Bild mit Messdaten versehen",
        "save_overlay_image_prefix=" + measurement_prefix +
        " close_overlay_image_after_saving=false" +
        " measurement_prefix=" + measurement_prefix +
        " line_width="     + width     +
        " seg_width="      + width     +
        " line_font_size=" + font_size +
        " seg_font_size="  + font_size +
        " line_color=green line_text_color=green" +
        " delete_rois=false close_image=false" +
        " measurement_folder=" + measurement_folder);

    opened = openNextImage(title);
    if (!opened) {
        run("Messdaten zusammenführen",
            "measurement_prefix="   + measurement_prefix   +
            " measurement_file_ext=" + measurement_file_ext +
            " output_file=[merged] Messwerte output_ext=txt" +
            " close_fiji=yes show_sources=yes delete_sources=no" +
            " structure_to_measure=Sporen");
    }
}

// -----------------------------------------------
// Taste 2: Bild überspringen (Skip)
// -----------------------------------------------
macro "Measurement Workflow einzelne Spore (Skip) [2]" {
    measurement_prefix   = "[gemessen]";
    measurement_file_ext = "txt";

    if (nImages == 0) { showMessage("Fehler", "Kein Bild geöffnet."); exit(); }
    title = getTitle();

    opened = openNextImage(title);
    if (!opened) {
        run("Messdaten zusammenführen",
            "measurement_prefix="   + measurement_prefix   +
            " measurement_file_ext=" + measurement_file_ext +
            " output_file=Messwerte output_ext=txt" +
            " close_fiji=yes show_sources=yes delete_sources=no" +
            " structure_to_measure=Sporen");
    }
}

// -----------------------------------------------
// Taste 3: Nur Messdaten speichern, Bild schließen
// (kein Overlay-Bild)
// -----------------------------------------------
macro "Measurement Workflow (Sporen, Bild ohne Messdaten) [3]" {
    run("Messdaten speichern (Linien)",
        "measurement_prefix=[gemessen] delete_rois=false close_image=true");
}

// -----------------------------------------------
// Taste 4: Manuell beenden
// Messdaten speichern + Zusammenführen + Fiji schließen
// -----------------------------------------------
macro "Measurement Workflow beenden (Sporen, Bild ohne Messdaten) [4]" {
    run("Messdaten speichern (Linien)",
        "measurement_prefix=[gemessen] delete_rois=false close_image=false");
    run("Messdaten zusammenführen",
        "structure_to_measure=Sporen close_fiji=yes measurement_prefix=[gemessen]");
}

6.4. Schritt-für-Schritt: Typischer Messdurchlauf

1. Fiji starten → Autorun-Script konfiguriert Werkzeuge automatisch.
2. Erstes Bild öffnen (Drag & Drop). Kalibrierung ggf. per F-Taste setzen.
3. Für jede Spore: Längsachse ziehen → T, Querachse ziehen → T.
4. Taste 1 drücken:
   1. Messdaten werden in eine .txt-Datei exportiert.
   2. Ein beschriftetes Bild ([gemessen] Bildname) wird gespeichert.
   3. Das nächste Bild im Ordner öffnet sich automatisch.
5. Schritte 3–4 für alle weiteren Bilder wiederholen.
6. Am letzten Bild: ROIs setzen, dann Taste 1 drücken.
   1. Das Script erkennt, dass kein weiteres Bild folgt.
   2. Alle Einzeldateien werden zur Gesamtstatistik zusammengeführt.
   3. Fiji schließt sich.

Soll ein Bild ohne Messung übersprungen werden: Taste 2 drücken.

7. Tipps und häufige Fehler

7.1. Häufige Fehlermeldungen

7.2. Unterstützte Farbnamen

Groß- und Kleinschreibung werden automatisch normalisiert.

7.3. Präfix-Konvention

Präfixe mit eckigen Klammern (z. B. [gemessen]) werden beim alphabetischen Sortieren im Dateimanager ganz oben angezeigt. So lassen sich gemessene und ungemessene Bilder auf einen Blick unterscheiden.

8. Schnellübersicht

8.1. Scripts

8.2. Tastenkürzel

Hallo Björn,

danke für deine Antwort! Ich habe heute aus Neugier nun auch mal ein Exemplar von Stereum subtomentosum mikroskopiert und dort sehr ähnliche spitze Gebilde gefunden (auch wenn die Art keine Acanthozystiden hat):

Bernicchia & Gorjón, 2010, p. 642 beschreiben Elemente mit „30–40 × 4–5 µm, with pointed apex and slightly projecting“ als „acutocystidia“. Ob das Kind nun den Namen „Acanthozystide ohne Auswüchse“ oder „Acutozystide“ trägt, ist mir im Endeffekt auch egal. Was mir allerdings nicht egal ist, ist, wie uneinheitlich die Literatur teilweise ist. Wenn ich zwei Mikrobeschreibungen ein und derselben Art lese, fühlt es sich teils so an, als würden zwei verschiedene beschrieben. Aber ich denke, ein Gefühl dafür kommt mit der Zeit. Vielen Dank für eure ganzen Beiträge, ich durfte viel von euch lernen!

Herzliche Grüße,

Vitus

Literatur:

Bernicchia, A., & Gorjón, P. (2010). Fungi Europaei 12: Corticiaceae s.l. Candusso.

Hallo Björn,

ja, mit etwas Fantasie sehe ich da auch Auswüchse. Sind die anderen Gebilde, die auf deinem Bild deutlicher zu erkennen sind und die ich auch oben zeige, denn dann auch Acanthozystiden, oder andere Elemente?

Herzliche Grüße,

Vitus

Hallo Björn,

danke für die Klarstellung der verschiedenen Definitionen von gloepleren Hyphen! Gar nicht so leicht, da durchzusteigen. Was die Farbe der Zystiden betrifft, überzeugt mich deine Kongorot-Erklärung.

Danke dir für das Mikrobild! Diese dünneren Objekte mit teils ausgezogenem, teils spitzem Apex finde ich in größeren Mengen bei mir. Hier eine Kollektion:

Von den Maßen her passen sie auch zur Literatur:

Ich habe sie bisher aber nie als Acanthozystiden wahrgenommen. Sie sehen meiner Ansicht nach nicht aus wie in der oben gezeigten Zeichnung von Bernicchia & Gorjón, 2010, p. 640; Clémençon, 1997, p. 534 beschreibt sie als „apikal kurz fingerförmig verzweigte, dünnwandige, farblose, terminale Zystiden“ und zeigt diese Abbildung:

Kurz fingerförmig verzweigt ist auf den Bildern von uns beiden aber nichts – ich sehe nur eine ausgezogene Spitze. Wie kann man sich das erklären?

Herzliche Grüße,

Vitus

Literatur:

Bernicchia, A., & Gorjón, P. (2010). Fungi Europaei 12: Corticiaceae s.l. Candusso.

Clémençon, H. (1997). Anatomie der Hymenomyceten: eine Einführung in die Cytologie und Plectologie der Krustenpilze, Porlinge, Keulenpilze, Leistlinge, Blätterpilze und Röhrlinge = Anatomy of the Hymenomycetes. Komm. F. Flück-Wirth.

Hallo ihr drei,

danke euch für eure Rückmeldungen! boccaccio: Deine Mikro-Bilder haben mich jetzt restlos überzeugt, dass es sich um Stereum rugosum handelt – danke dafür! Bei Miggel, 2008 habe ich gestern noch gelesen, dass man rötende Stereum-Arten im getrockneten Zustand einfach anfeuchten und dann ankratzen kann. Allein das Anfeuchten hat schon eine sehr deutliche Rötungsreaktion hervorgerufen:

Das ist genau der Vorschlag, den du gemacht hast, Ingo W! Ich wusste nicht, dass das möglich ist. Im Übrigen habe ich auch versucht, einem Exsikkat von Stereum subtomentosum durch Anfeuchten eine gelbe Druckreaktion zu entlocken, allerdings hat das nicht funktioniert.

Trotz (oder gerade wegen?) der Tatsache, dass die Bestimmung nun eindeutig ist, sind bei mir einige Baustellen offen. Um das zusammenzufassen:

1. Das obige Zitat von Beenken, 2004 behauptet, dass die Sulfovanillinreaktion mit allen gloeopleren Elementen positiv ist, dabei stimmt das weder für Zystiden noch für Hyphen. Dann ist das wohl falsch!
2. Stimmt die Aussage von Larsson & Ryvarden, 2021, p. 18, dass gloeoplere Hyphen in rötenden Stereum-Arten für das Röten verantwortlich sind, nun? Wenn ja, muss es ja sulfovanillin-negative gloeoplere Hyphen bei Stereum rugosum geben – aber welche? Wie sehen sie aus?

Zu guter Letzt gibt es bei mir Verwirrung bezüglich der Zystiden – auch hier scheint sich die Literatur zu widersprechen. Zum Vergleich zunächst Eriksson et al., 1984, p. 1429:

Zitat

1. Pseudocystidia thick-walled, except for in the apical part, slightly projecting, smooth, more or less constricted, hyaline to yellowish, with oily content, 5–12 µm wide, usually more than 100 µm long.
2. Acanthocystidia easily observed, 30–35 × 3–4 µm, projecting slight above the basidia.

Und nun Bernicchia & Gorjón, 2010, p. 640:

Zitat

1. Pseudocystidia thick-walled except in the apical part, obtuse to acute, often more than 100 × 3–6 μm, usually brown.
2. Acanthocystidia slightly projecting, 30–40 × 3–5 μm.

Hier noch die Zeichnung der Autoren:

Ich habe gestern und heute mehrere Präparate durchsucht. Zwar konnte ich im Hymenium Pseudozystiden ≥ 100 µm finden:

Diese waren aber nicht braun oder gelblich. Braun waren ähnliche, aber insgesamt deutlich kleinere (keins ≥ 100 µm) Gebilde:

Aber zumindest habe ich welche gefunden und kann sie abhaken. Was die Acanthozystiden betrifft, habe ich nur nur ein einziges Bild, das gegebenenfalls eine zeigt:

Ansonsten konnte ich nichts finden. Was denkt ihr?

Tricholomopsis: Danke für die Erklärung zu Skeletthyphen! Ja, die Erfahrung fehlt mir noch, das Mikroskop nutze ich erst seit ca. 2 Monaten. Aber solche Einordnungen helfen ungemein! Was die Amyloidität betrifft: Ich hatte im frischen Zustand keinen Abwurf gemacht, deshalb blieb mir nichts anderes übrig, als ein Stück Exsikkat in Melzers zu geben, und da habe ich keine Amyloidität feststellen können. Oder gibt es da einen Trick, noch ein paar isolierte Sporen aus einem Exsikkat zu bekommen?

Mir zeigt das einmal mehr, wie uneinheitliche Literatur Verwirrung bei Pilzbegeisterten stiften kann. Ich bin sehr dankbar, dass ihr mir helft, das Wirr-Warr in meinem Kopf zu ordnen!

Herzliche Grüße,

Vitus

Literatur:

Beenken, L. (2004). Die Gattung Russula: Untersuchungen zu ihrer Systematik anhand von Ektomykorrhizen. Ludwig-Maximilians-Universität München.

Bernicchia, A., & Gorjón, P. (2010). Fungi Europaei 12: Corticiaceae s.l. Candusso.

Eriksson, J., Hjortstam, K., & Ryvarden, L. (1984). The corticiaceae of north europe 7: Schizopora – suillosporium. Fungiflora.

Larsson, K.-H., & Ryvarden, L. (2021). Corticioid fungi of europe. volume 1: Acanthobasidium - gyrodontium. FUNGIFLORA.

Miggel, B. (2008). Die Schichtpilze der Gattung Stereum. Südwestdeutsche Pilzrundschau, 44(2), 49–60.

Hallo, ihr beiden!

Danke für eure fixen Antworten. Tricholomopsis: Nur für mein Verständnis: Ich bezeichne ja zwei Arten von Objekten als „Hyphen“. Die, die ich als „dickwandigeren Hyphentyp“ bezeichne, hatten keine mir ersichtlichen Septen, auch auf den Bildern kann man keine erkennen. Beziehst du dich mit deiner Antwort auch auf diese Objekte? Ich hatte bisher noch nie eine Skeletthyphe unter dem Mikroskop und habe mich an Zeichnungen aus der Literatur sowie an diesem Forumpost orientiert.

boccaccio Ich versuche mal, meinen Gedankengang transparent zu machen. Vielleicht wird dadurch mein möglicher Fehler erkennbar. Larsson & Ryvarden, 2021, p. 18 schreiben:

Zitat

Gloeoplerous hyphae (fig. 4c) occur only in species belonging to Russulales. The contents of gloeoplerous hyphae is usually oily or grainy and sometimes weakly yellowish (compare gloeocystidia). The bleeding reaction in some Stereum species and in Gloiothele lactescens depends on the gloeoplerous hyphae.

Jetzt ist das Problem, wie man das „some“ liest. Ich sehe hier zwei Interpretationen:

1. Einige Stereum-Arten zeigen eine Blutungsreaktion, und alle Stereum-Arten, die eine solche Reaktion zeigen, hängen von gloeopleren Hyphen ab.
2. Einige Stereum-Arten zeigen eine Blutungsreaktion, und einige Stereum-Arten, die eine solche Reaktion zeigen, hängen von gloeopleren Hyphen ab (aber einige andere nicht).

Ich muss zugeben, dass ich beim Lesen direkt (1) verstanden habe und erst jetzt bei erneutem Lesen auch die zweite Interpretation sehe. Wir gehen nun aber zunächst davon aus, dass (1) zutrifft, damit ich meinen Gedankengang weiterführen kann. Beenken, 2004, p. 323 schreibt:

Zitat

Lichtmikroskopisch sieht man in den gloeopleren Elementen kleine lichtbrechende Tröpfchen (ca. 1–2 μm im Durchmesser), die um große kugelige Vakuolen angeordnet sind […]. Mit Sulfobenzaldehyden, z.B. Sulfovanillin, fließen diese Tröpfchen zusammen und verfärben sich dunkelbraun bis blauschwarz […]. […] Diese bei den Russulaceae gemachten Beobachtungen finden sich auch an den gloeopleren Elementen anderer Mitglieder der Russulales.

Zum Verständnis habe ich mir den folgenden Zeichnungs-Mikrovergleich von gloeopleren Hyphen gemacht:

Da Stereum Teil der Stereaceae ist und diese den Russulales zuzuordnen ist, war mein Gedankengang nun folgender:

1. Wenn es sich beim betrachteten Exemplar um eine rötende Stereum-Art handelt, muss sie gloeoplere Hyphen enthalten.
2. Gloeoplere Hyphen haben öligen Inhalt und verfärben sich mit Sulfovanillin.
3. Einige betrachteten Hyphen haben tröpfchenförmigen Inhalt, aber keine verfärbt sich mit Sulfovanillin.
4. Also enthält das betrachtete Exemplar keine gloeopleren Hyphen.
5. Also handelt es sich nicht um eine rötende Stereum-Art.

Wenn ich die Stelle mit der Blutungsreaktion falsch verstehe, bricht das Kartenhaus allerdings schon zusammen. Vielleicht habe ich aber auch einen anderen Fehler im Gedankengang?

Wenn es sich bei den dickwandigeren Objekten um Pseudozystiden handelt, müssten diese ja „with oily content“ (Eriksson et al., 1984, p. 1429) sein, sie haben aber teils einen bräunlichen Inhalt, teils keinen (sichtbaren), deshalb bin ich mir hier noch etwas unsicher. Womöglich kann man gloeoplere Hyphen aber auch als Pseudozystiden deuten? Pseudozystiden sind ja keine echten Zystiden, sondern eigentlich Hyphen. Auch hier äußere ich aber nur vage Vermutungen.

Was die Acanthozystiden betrifft, mache ich gleich noch einmal ein Schlachtfeld-Präparat und suche weiter. In der Literatur stand „Acanthocystidia easily observed“, vielleicht ist diese Einschätzung ja etwas zu optimistisch. Außerdem suche ich gleich mal nach einem Stereum-Exsikkat und mikroskopiere das zum Vergleich. Vielleicht wird mir dadurch ja einiges klarer.

Mein Kopf ist gerade kurz vor’m Qualmen, ich lerne gerade aber sehr viel. Vielen Dank, dass ihr euch die Zeit nehmt!

Herzliche Grüße,

Vitus

Literatur:

Beenken, L. (2004). Die Gattung Russula: Untersuchungen zu ihrer Systematik anhand von Ektomykorrhizen. Ludwig-Maximilians-Universität München.

Eriksson, J., Hjortstam, K., & Ryvarden, L. (1984). The corticiaceae of north europe 7: Schizopora – Suillosporium. Fungiflora.

Larsson, K.-H., & Ryvarden, L. (2021). Corticioid fungi of europe. volume 1: Acanthobasidium - Gyrodontium. Fungiflora.

Hallo Björn,

danke dir für deine Antwort! An Stereum rugosum hatte ich auch schon gedacht: das Verwachsen mit dem Substrat, die Farbe des Hymeniums und die leicht rötliche Verfärbung passen – auch die Sporenform und -größe. Unglücklicherweise habe ich im frischen Zustand nicht daran gekratzt, im getrockneten Zustand tut sich beim Kratzen nichts.

Mikroskopisch gesehen passt zu Stereum rugosum zu meiner Verzweiflung leider einiges nicht. Neben den von dir erwähnten Acanthozystiden, die ich in keinem meiner Präparate finden konnte, sehe ich noch die folgenden Probleme (Infos aus Eriksson et al., 1984, p. 1429 entnommen):

1. Auch Acutozystiden fehlen.
2. Pseudozystiden mit öligem Inhalt, die mit Sulfuvanillin reagieren, fehlen.
3. Das Hyphensystem von Stereum-Arten ist monomitisch, ich glaube aber Skeletthyphen gefunden zu haben (irre ich mich vielleicht?).

Zudem sind die Sporen von Stereum-Arten amyloid, allerdings kann ich das, wie oben beschrieben, nicht sicher ausschließen. Da das der erste corticioide Pilz ist, den ich mikroskopiere, kann ich mit all meinen Zweifeln jeodch völlig daneben liegen!

Herzliche Grüße,

Vitus

Literatur:

Eriksson, J., Hjortstam, K., & Ryvarden, L. (1984). The Corticiaceae of North Europe 7: Schizopora – Suillosporium. Fungiflora.

Hallo zusammen,

am 13.11.2025 habe ich einen corticioiden Pilz auf Laubholz gefunden, den ich nicht einmal der Gattung nach zuordnen kann. Makroskopisch sieht er so aus:

Aufgrund der leichten rötlichen Verfärbungen auf der Unterseite dachte ich erst, das Exemplar könnte gloeoplere Hyphen enthalten. Zwar konnte ich Hyphen mit tropfenförmigen Inhalt finden, allerdings waren diese in zu geringer Anzahl, nicht um Vaukolen angeordnet und auch nicht mit Sulfovanillin verfärbend:

Die generativen Hyphen sind septiert, aber ohne Schnallen:

Zudem gibt es noch einen weiteren, dickwandigeren Hyphentyp, den ich für Skeletthyphen halte. Diese kommen sowohl in transparenter Form als auch mit braunem Inhalt vor:

Aus diesem Grund gehe ich von einem dimitischen Hyphensystem aus. Die Basidien sind viersporig und keulenförmig:

Basalschnallen tragen sie nicht:

Das Hymenium sieht unauffällig aus und enthält scheinbar keine sterilen Elemente:

Hier noch ein Bild vom Subhymenium:

Die Sporen sind ellipsoid und leicht gebogen, dünnwandig, glatt und mit gut erkennbarem Apiculus:

Sporenmaße: 9,5 ± 0,8 µm × 4,1 ± 0,5 µm, Q̄ = 2,4 ± 0,3

Reichweite: 8,4–11,7 µm × 3,4–5,3 µm, Q = 1,8–3,1

n = 25

Eine amyloide Reaktion unter dem Mikroskop konnte ich nicht erkennen, allerdings habe ich auch nicht mehrere Sporen übereinander gelagert beobachten können.

Was den Aufbau der Schichten betrifft, kann ich diese Bilder anbieten:

Zu guter Letzt habe ich in meinen Queschpräparaten zusätzlich diese Strukturen gefunden, die ich nicht weiter zuordnen kann:

Auch nach stundenlangem Schlüsseln komme ich nicht einmal auf eine Gattung. Kann hier jemand Abhilfe schaffen, oder zumindest die dunkel gefärbten Skeletthyphen sowie die Tröpfchen in den generativen Hyphen erklären?

Ich freue mich auf eure Antworten!

Herzliche Grüße,

Vitus

Lieber Christoph,

danke dir für deine Antwort! Ich fürchte, dass deine Information, dass es mit der Unterscheidung von Flammulina velutipes s. str. und Flammulina elastica f. longispora anhand der Sporengröße nicht so einfach ist, Shroom! und mir gerade einen dicken Strich durch die Rechnung macht. Christopher war so lieb und hat mir seine in Beitrag #10 beschriebenen, auffällig großen und auf Weide wachsenden Samtfußrüblinge zugeschickt. So sahen die Fruchtkörper geernet aus:

Ich habe sie heute in getrocknetem Zustand noch einmal fotografiert und ausgemessen:

Selbst getrocknet sind die Brecher über 10 cm im Durchmesser. Anschließend habe ich die Sporen gemessen:

Sporenmaße: 8,3 ± 0,7 µm × 3,4 ± 0,2 µm, Q̄ = 2,4 ± 0,1

Reichweite: 7,4–10,4 µm × 3,0–4,0 µm, Q = 2,1–2,7

n = 25 (einzelne Messwerte als Tabelle in .txt-Datei angehängt)

Unglücklicherweise stehen wir, wenn wir deinem Schüssel folgen, vom Q-Wert her mit 2,4 ± 0,1 genau zwischen den Stühlen. Ohne das Wissen aus deinem letzten Beitrag hätte ich mich jetzt auf das Maximum der Sporenlänge (hier: 10,4 µm, erste Reihe rechts im Bild) bezogen, damit Eintrag 5* ("Sporen nur bis 9,5 μm lang") ausschließen können und wäre bei der mir vermuteten Flammulina elastica f. longispora gelandet. Dieser Weg ist mir mit den neuesten Erkenntnissen verwehrt, oder sehe ich da etwas falsch?

Falls nicht: Da die HDS der beiden Arten jeweils ein wirres Ixotrichderm ist, fehlen mir weitere Ansatzpunkte zur Unterscheidung. Weißt du, ob es hier ausschlaggebende Unterscheidungsmerkmale fernab von Sporengröße und -form gibt, kannst du Literatur empfehlen, oder warten wir auf die Ergebnisse deines Kollegen? Ich bin höchst gespannt auf die weitere Entwicklung zur Unterscheidung der beiden Arten!

Herzliche Grüße,

Vitus

Lieber Emil,

wunderbar, danke für's Einpflegen und die Erläuterungen! Jetzt habe ich auch endlich verstanden, wie du es mit der Kursivierung meintest: Rangangaben ("agg.". "var.", "f." etc). werden nicht kursiviert, die Namen – vor und hinter den Rangangaben – selbst schon!

Bei mir ist der Artikel von 123pilze schon aktualisiert. Dort steht beispielsweise im Titel "ENOKI = FLAMMULINA FILIFORMIS = EIGENSTÄNDIGE ART". Es ist aber sehr gut möglich, dass dein Browser noch die alte Seite gespeichert hat; es sollte helfen, den Cache zu löschen und/oder Strg + F5 zum kompletten Refreshen zu drücken.

Herzliche Grüße,

Vitus

Hallo zusammen,

ich stimme zuehli da völlig zu; ich durfte diesen Sommer auch Bekanntschaft mit Hartbovisten machen und habe mich damit intensiv auseinandergesetzt. Ich hänge mal ein sehr detailliertes Pilzportrait von Scleroderma verrucosum an, wo ich auch auf die Unterschiede zwischen den Arten eingehe. Hier eine Übersicht, die ich aus der Literatur zusammengesammelt habe:

Aufgrund der hohen Variabilität der Exoperidien und Pseudorhizen ist eine sichere Unterscheidung nur anhand der mikroskopischen Merkmale – und hier besonders anhand der Länge der Stacheln – möglich.

Herzliche Grüße,

Vitus

Lieber Emil,

vielen Dank für deinen Beitrag – und danke, dass du dich um die Pilzartikel bei Wikipedia kümmerst! Das wusste ich noch nicht, nächstes Mal markiere ich dich in solchen Fällen. Auch, dass man Zusätze von wissenschaftlichen Namen nicht kursiviert, war mir neu. Ich finde schön, wie man im Forum solche Infos austauscht und sich gegenseitig hilft, immer ein Stückchen besser zu werden! In diesem Sinne: Ich habe den Wikipedia-Artikel zum gemeinen Samtfußrübling gerade noch einmal gelesen. Ich finde ihn sehr gelungen! Mir sind die folgenden Punkte aufgefallen:

1. "Dagegen beziehen sich die Trivialnamen Samtfuß oder Samtfußrübling...": Da du die Namen hier nicht nutzt, um dich auf die Pilze zu beziehen, sondern sie als Namen erwähnst, gehören sie in Anführungszeichen; siehe Use vs. Mention.
2. "Die Varietät lactea": Wenn ich deine obigen Ausführungen richtig verstehe, gehört "lactea" nicht kursiviert.
3. "Die Sporen messen 6–9,5 x 3–4,5 µm": Statt "x" nutzt man hier das Multiplikationszeichen "×", das perfekt symmetrisch ist und höher steht. Dasselbe gilt für "6-9 x 4-5 µm".
4. "Der tödlich giftige Gift-Häubling (Galerina marginata) hat einen nicht schwarzsamtigen, sondern silbrig faserigen, beringten Stiel": Wäre hier "hat keinen schwarzsamtigen, sondern einen ..." vielleicht schöner?
5. "Alle genannten Arten und Gattungen unterscheiden sich außerdem durch ihr braunes Sporenpulver den nicht schwarzsamtigen Stiel": Vor "den" scheint mir ein "und" zu fehlen.
6. "Eine besondere Vorliebe zeigt der Samtfußrübling für die Gattungen Salix (Weiden), Populus (Pappeln), Fraxinus (Eschen) und Holunder": Hier wäre es konsistent, "Sambucus (Holunder)" zu schreiben.
7. "Die einfache Kultivierung des saprotroph lebenden Gemeinen Samtfußrüblings führte dazu, dass Flammulina velutipes ein beliebtes Objekt in der wissenschaftlichen Forschung wurde": Hier wird es sich vermutlich um Flammulina filiformis gehandelt haben. Leider gibt es keinen Methodik-Teil der Studie, wo Genaueres erläutert wird, aber 1996 wusste man nichts von der Unterscheidung und hat vermutlich man einfach ein Growset genommen, das immer Flammulina filiformis ist. Vielleicht könnte man das so klarstellen: "Die einfache Kultivierung der saprotroph lebenden Samtfußrüblinge führte dazu, dass die Zuchtform der nah verwandten Flammulina filiformis ein beliebtes Objekt in der wissenschaftlichen Forschung wurde."
8. Ähnliches gilt für den Artikel der Gattung. Hier steht "Kulturen von Flammulina velutipes wurden im Space Shuttle Columbia untersucht, um das Wachstum mit geringer Schwerkraft zu untersuchen.^[15]".

Da ich nicht mit allen Stichpunkten zu 123pilze etwas anfangen kann, traue ich mir nicht zu, all deine Punkte korrekt wiederzugeben. Ich habe mich aber darum gekümmert, dass der Eintrag von 123pilze geändert wird; Wolfgang Bachmeier hat sich sofort darum gekümmert.

Herzliche Grüße,

Vitus

Lieber Reinhard,

ja, es handelt sich um Trametes gibbosa! Gerade bei den Fruchtkörpern an der oberen Kante der Schnittfläche sieht man die Buckel gut. Jedes Merkmal ist bei deinem Fund charakteristisch.

Herzliche Grüße,

Vitus

Lieber Andreas,

interessant fände ich das auch! In meiner ersten Antwort habe ich ja auch einen leisen Verdacht geäußert. Die Stieldicke von dem Brecher im zweiten Bild finde ich auch auffällig. Was deine Vermutung bezüglich der Lamellen betrifft: Ich teile mit dir, dass sie etwas weiter entfernt stehen als üblich. In Funga Nordica steht bei Flammulina velutipes "medium spaced to crowded", bei Flammulina elastica nur "medium spaced", das ist meiner Ansicht nach aber ein butterweiches Merkmal. Ich würde mich hier an das oben zitierte Paper halten, in dem im Schlüssel bei Flammulina elastica f. longispora steht "Fruchtkörper kräftig gefärbt, makroskopisch nicht von Flammulina velutipes s.str. unterscheidbar". Ohne Mikro brauchen wir es meiner Ansicht nach gar nicht erst versuchen. Aber wenn ich die Fruchtkörper hier hätte, würden sie sofort seziert werden!

Herzliche Grüße,

Vitus

Lieber Christopher, lieber Matthias,

tatsächlich gilt es da weniger mir zu danken, die harte Arbeit hat Tricholomopsis in seinem Paper gemacht. Die Informationen, die ich oben präsentiere, sind daraus entnommen.

Als jemand, der selbst Pilze züchtet, kann ich euch nur raten, vorsichtig zu sein, wenn man wissenschaftliche Namen bei Züchtern liest, sie haben nämlich in aller Regel wenig Ahnung von Taxonomie (ich hoffe, du nimmst das nicht persönlich, Pilzmännchen!). Tatsächlich ist die Zuchtform des Enoki, wie sie in Asien und auch teils hier verkauft wird, eben nicht Flammulina velutipes s. str. Lange Zeit hat man das zwar geglaubt, bis diese phylogenetische Studie mit dem Vorurteil aufgeräumt hat. Ich zitiere:

Zitat

[O]ur integrated studies indicated that Enokitake is not identical to the European winter mushroom Flammulina velutipes, and thus should be treated as a separate species, namely Flammulina filiformis. All cultivated strains of “F. velutipes” in East Asia, including those from South Korea and Japan with genome sequences labeled as such, are in fact F. filiformis.

Tatsächlich gibt es sowohl makro- als auch mikroskopische Unterschiede:

Zitat

Morphologically distinguishing F. filiformis from all other known species of the genus appears to be straightforward due to its ochraceous to yellowish pileal surface (Fig. 2a) and the appearance of its pileipellis, which is mainly composed of vertically arranged unbranched slender hyphae [...].

Dazu sollte man allerdings erwähnen, dass die beiden Arten – im Gegensatz zu anderen Flammulina-Arten – miteinander kreuzbar sind (S. 1027).

Auch siebeneinhalb Jahre nach Veröffentlichung scheint diese Tatsache immer noch nicht bei der großen Masse an Pilzbegeisterten angekommen zu sein, bspw. steht es auch immer noch falsch auf 123pilze und Wikipedia. Vielleicht hat ja jemand die Muße, sich darum zu kümmern, dass das geändert wird?

Herzliche Grüße,

Vitus

Hallo Domi.lenz.rivas,

da liegst du mit dem Samtfußrübling (Flammulina velutipes agg.) richtig! Die Merkmale wirst du sicherlich durchgegangen sein, deshalb wiederhole ich sie hier nicht noch einmal. Wenn du dir unsicher bist, ob es sich um eine Galerina handelt oder um Samtfußrüblinge, kannst du auch einfach einen Sporenabdruck machen. Ist die Sporenpulverfarbe braun, kann es eine Galerina sein, aber keine Flammulina. Ist sie weiß, kann es eine Flammulina, aber keine Galerina sein.

Kleiner Nerdfact am Rande: Ob es Flammulina velutipes ist, kann dir ohne Mikrobilder niemand sicher sagen. Es gibt in Deutschland insgesamt sechs Arten in der Gattung Flammulina:

1. Flammulina velutipes s. str. (incl. var. lactea)
2. Flammulina elastica (incl. f. longispora)
3. Flammulina rossica
4. Flammulina populicola
5. Flammulina fennae
6. Flammulina ononidis

Flammulina ononidis wächst parasitisch an den Wurzeln der Hauhechel und hat zudem auffällig große Sporen. Flammulina fennae wächst nicht im Winter, sondern meist im Sommer, hat auffällig blasse Hüte, jung eine weiße Stielspitze und eine abgesetzte, deutlich dunklere Hutmitte. Makroskopisch sind sie daher zu unterscheiden.

Flammulina rossica, Flammulina populicola und Flammulina elastica sind makroskopisch nicht gut von Flammulina velutipes s. str. zu trennen, weshalb man sie bei einer makroskopische Bestimmung als Aggregat zusammenfasst.

Flammulina rossica wächst meist auf Weide und hat in der Regel sehr blasse Fruchtkörper, wurde bisher allerdings nur einmal im Nationalpark Berchtesgaden in Bayern nachgewiesen.

Flammulina populicola ist in Deutschland auch ziemlich selten, kommt in der Regel auf Pappel vor und ist bis auf zwei Ausnahmen ausschließlich im Norden kartiert.

Übrig bleibt als wahrscheinlichster Verwechslungspartner damit Flammulina elastica – und hier auch nur in der Form longispora mit typischen Samtfußrüblingshutfarben; die normale Form Flammulina elastica f. elastica hat sehr helle Hüte und ist daher makroskopisch nicht selten gut zu unterscheiden (auch von Flammulina velutipes var. lactea mit fast rein weißen Hutfarben). Die Art wächst gerne an Weide, also dem von dir berichteten Substrat, da liegt ein gewisser, aber dennoch sehr unsicherer Verdacht nahe.

Als Heuristik in Deutschland ist die beste Herangehensweise bei einem Fund von Flammulina velutipes agg. daher, Sporenlänge, Q-Wert und Substrat zu berücksichtigen:

• Sporen 6–9 μm, Q = 1,5–1,7, meist auf Pappel → Flammulina populicola
• Sporen nur bis 9,5 μm lang, Q = 2–2,3 → Flammulina velutipes s. str.
• Sporen bis 11,5 μm lang, meist auf Weide Q = 2,5–3,0 → Flammulina elastica (f. elastica und f. longispora haben gleiche Sporenwerte)

Hundertprozentige Sicherheit liefert hier zwar nur eine zusätzlich Analyse der Hutdeckschicht, aber mit dieser Herangehensweise kommt man in der Praxis meiner Ansicht nach schon sehr weit. Als Küchenmykologe oder -mykologin reicht es aber, beim Aggregat zu bleiben, die Arten haben nämlich denselben Speisewert.

Herzliche Grüße,

Vitus

Hallo Marius,

gehe ich recht in der Annahme, dass du derjenige Marius aus Münster bist, der im Herbst im Bad Laaspher Seminar war? In jedem Fall freuen wir uns, dass du nun auch ins Forum gefunden hast!

Herzliche Grüße,

Dana und Vitus

Hallo zusammen,

vielen Dank für eure ganzen Antworten! Ich finde erst jetzt die Zeit, mich dem Fund erneut näher zu widmen.

Danke für deine Einschätzung, dass der Fund von Pleuro-, aber keinen Cheilozystiden merkwürdig ist, Raphael! Das hat mich motiviert, noch zwei Lamellenschneiden-Präparate vom UMO und eins von einem jungen Fruchtkörper von Sarcomyxa serotina zum Vergleich zu machen.

Tatsächlich sehen beide Schneiden vom UMO weiterhin wie leergefegt aus. Hier ein Vergleich:

Bei einer der beiden Lamellenschneiden vom UMO habe ich nun aber endlich auch einige wenige Cheilozystiden gefunden. Hier ein Vergleichsbild der Cheilozystiden meines UMOs mit dem jungen Fruchtkörper einer Sarcomyxa serotina:

Die Form der Zystiden sieht mir zu verschieden aus. Ich gestehe aber auch, dass ich diesbezüglich nicht ausreichend Erfahrung habe, um das gut einschätzen zu können.

Danke auch für deinen Beitrag, Björn! Beim Schlüsseln mit Funga Nordica komme ich auch auf Sarcomyxa. Die Sporen vom UMO und meiner Sarcomyxa serotina sehen auch einfach fast identisch aus. Was die Amyloidität betrifft, habe ich bei Sporenabdrücken beider Exemplare jeweils die Sporen aus einem Abwurf direkt in Melzers gegeben. Beide waren amyloid (wenn auch nur vereinzelt und dann nicht sonderlich stark):

Wenn ich tippen müsste, würde ich mit dir und Sarcomyxa serotina gehen, auch wenn hier einiges so gar nicht passt. Mittlerweile hat der Drang, zu wissen, um welche Art es sich handelt, die finanzielle Schmerzgrenze einer Sequenzierung aber überwunden: Das Ding ist eingeschickt, vermutlich kriege ich im März oder April eine definitive Rückmeldung. Dann lasse ich euch natürlich an dem Ergebnis teilhaben. Ich genieße den Austausch sehr!

Herzliche Grüße,

Vitus

Hallo Björn,

vielen Dank für deine Rückmeldung! Ich bin der Spur Sarcomyxa serotina noch einmal systematisch nachgegangen und habe mir ein frisches Exemplar besorgt, das in Alter und Entwicklungszustand gut mit unserem UMO vergleichbar ist. Dadurch konnte ich Makro- und Mikromerkmale erneut untersuchen und mit der Literatur abgleichen. Die daraus gewonnenen Erkenntnisse möchte ich in gleichem Maße wie meine damit einhergehende Verzweiflung nun teilen. Zunächst eine Übersicht der von mir herausgearbeiteten Unterschiede:

Im Folgenden gehe ich auf diese Unterschiede ein.

1. Hutoberfläche

Seit dem Fund des UMOs hat es bei uns nicht geregnet und auch die Temperaturen waren relativ konstant. Die Witterungsbedingungen waren somit sehr vergleichbar. Dennoch zeigte sich das UMO durchgehend trocken und filzig, während S. serotina deutlich schmierig war; der Unterschied ist beim Darüberstreichen mit dem Finger sehr klar spürbar.

2. Schnittbild

Direkt oberhalb der Lamellen ist beim Exemplar von Sarcomyxa serotina eine ausgeprägte gelatinöse Schicht zu erkennen, was gut mit der Beschreibung im Pilzkompendium übereinstimmt (vgl. Ludwig, 2001, p. 501; Bilder beide unter Kaltlichtlampe angefertigt):

Ich habe diese Schicht auch separat isoliert:

Eine solche gelatinöse Zone konnte ich beim Schnitt unseres UMOs weder beobachten noch auf dem Foto erkennen.

3. Stiel

Dana und ich gehen derzeit davon aus, dass kein relevanter Teil des Stiels verloren gegangen ist; wir werden den Fundort jedoch noch einmal kontrollieren. Der sichtbare Stielrest ist jedenfalls weiß (siehe Bild vom ersten Post) und zeigt keinerlei Gelb- oder Olivtöne. Gibt es nach deiner Erfahrung Exemplare von Sarcomyxa serotina, bei denen der Stiel am Lamellenansatz weiß ist und erst zur Stielbasis hin gelblich mit olivgrünen Punkten wird?

4. Mikromerkmale

Beim untersuchten Exemplar von Sarcomyxa serotina konnte ich keine Pleurozystiden finden, was gut zu deren in der Literatur beschriebener Seltenheit passt. Im zweiten Präparat des UMOs hingegen ließen sich nun doch eindeutig Pleurozystiden nachweisen – und zwar in nicht geringer Anzahl.

Umgekehrt war die Lamellenschneide beim UMO vollständig zystidenfrei, während sie bei S. serotina reichlich mit sehr unterschiedlichen Zystidentypen besetzt war, teils auffällig groß. Hier ein Vergleich:

Laut Pilzkompendium sind die Pleurozystiden von Sarcomyxa serotina selten und den Cheilozystiden der Art ähnlich. Falls unser UMO also tatsächlich S. serotina sein sollte, müssten dessen Pleurozystiden den Cheilozystiden von S. serotina folglich ähneln. Gewisse Ähnlichkeiten sind erkennbar, überzeugen mich bislang jedoch nicht vollständig. Dazu kommt, dass das zweite Präparat von der UMO-Lamellenfläche ein Glücksgriff gewesen sein müsste. Vor dem Hintergrund, dass das erste Präparat zystidenfrei war, halte ich das aber für alles andere als ausgeschlossen.

Für heute Abend bleibt mir daher vor allem Ratlosigkeit. Hast du – oder jemand anderes – eine Erklärung für diese doch recht konsistenten Unterschiede?

Herzliche Grüße, Vitus

Literatur:

Ludwig, E. (2001). Pilzkompendium Band 1: Beschreibungen (Die kleineren Gattungen der Makromyzeten mit lamelligem Hymenophor aus den Ordnungen Agaricales, Boletales und Polyporales) (Vol. 1). IHW.

Hallo zusammen,

vorgestern haben meine Partnerin und ich einen pleurotoiden Pilz gefunden, den wir selbst nach intensiver Recherche nicht sicher zuordnen können und daher gern mit euch teilen möchten. Zwei Fruchtkörper wuchsen übereinander an einem lebenden Laubbaum:

Besonders ins Auge fiel uns sofort die Hutoberseite: In einer ellipsoiden Zone um die Anwuchsstelle herum zeigten sich auffällig gelbliche Farben, zudem war dieser Bereich deutlich filzig. Außerhalb dieser Zone dominierten eher Brauntöne, der Rand war etwas heller. Auf der Hutunterseite waren selbst bei dem jüngeren Exemplar keine weißen Lamellen zu erkennen; auch sie wiesen einen Gelbstich auf. Die Lamellen liefen an einem sehr kurzen, weißen Stiel zusammen. Der Geruch war unauffällig:

Zuhause fertigten wir zunächst ein Schnittbild des Fruchtkörpers an. Darin sind die gelblich gefärbten Lamellen, die weiße Huttrama sowie die auffällig dicke Hutdeckschicht mit filzigen Härchen gut zu erkennen:

Da uns dies noch nicht weiterbrachte, untersuchten wir zusätzlich die relevanten Mikromerkmale (momentan habe ich Probleme mit dem Mikroskop, deshalb sind die Bilder qualitativ minderwertig, aber hoffentlich dennoch ausreichend). Die hyalinen Sporen (aus Abwurf gemessen) sind auffällig langgestreckt, sehr schmal und allantoid:

Sporenmaße: 5,3 ± 0,5 µm × 1,5 ± 0,2 µm, Q̄ = 3,6 ± 0,4

Reichweite: 4,7–6,4 µm × 1,3–2,1 µm, Q = 2,7–4,5

n = 20

Die extrem schmalen Sporen in Kombination mit dem sehr hohen Q-Wert erscheinen uns ziemlich außergewöhnlich. Die Basidien sind viersporig und ebenfalls auffallend schlank:

Zystiden konnten wir nirgends feststellen. Schnallen sind vorhanden, die Lamellentrama ist irregulär aufgebaut.

Aufgrund der Jahreszeit und des pleurotoiden Habitus ist die Auswahl an infrage kommenden Arten zwar begrenzt, dennoch überzeugt uns keine der naheliegenden Möglichkeiten vollständig:

1. Pleurotus ostreatus scheidet aus, da er weder eine gelbliche, filzige Zone auf der Hutoberseite noch gelblich gefärbte Lamellen besitzt, zudem passen die Sporen von Form und Größe her nicht.
2. Sarcomyxa serotina würde die sehr dünnen antaloiden Sporen mit dem hohen Q-Wert und die dünnen Basidien erklären, allerdings sollte er einen punktierten safrangelben Stiel aufweisen und zeigt keinen Filz auf der Hutoberseite, dafür aber olivfarbene Huttöne und eine feucht schmierige Oberfläche. Mikroskopisch gesehen hat er zudem (wenn auch wenige) Pleurozystiden.
3. Phyllotopsis nidulans würde zwar die filzige Hutoberseite, die schmalen allantoiden Sporen und die Lamellenfärbung erklären, jedoch sind die Sporen hier zu schmal und der Q-Wert zu hoch (laut Literatur bis 2,6). Zudem ist ein Stiel erkennbar, es fehlt der Geruch nach fauligem Kohl (auch nach dem Trocknen) und die Hutoberseite erscheint ebenfalls höchst untypisch.

Da es bei uns in den letzten Tagen nicht gefroren hat, gehen wir nicht davon aus, dass Frostschäden vorliegen. Habt ihr Ideen oder Hinweise auf Merkmale, die wir gezielt weiterverfolgen sollten? Ich freue mich sehr auf eure Rückmeldungen!

Hallo zusammen,

Clavaria, mich würde interessieren, warum du denkst, dass die Reife der Sporen relevant für die Dextrinoiditätsreaktion sein könnte. Meines Wissens nach reagiert die Reagenz nämlich lediglich mit der oberflächlichen Sporenhülle und die sollte doch auch bei jungen Sporen vorhanden sein, oder irre ich mich?

Ingo W, so schnell habe ich die Nase von Pilzen nicht voll! Ich habe ein Lamellenstück in KOH eingeweicht, mit Wasser abgespült und in einen Tropfen Melzers gelegt. Interessanterweise habe ich diesmal erneut keine dextrinoide Spore finden können. Den Bezug zur Dextrinoidität der Paraphysen von Hyaloscypha spiralis erschließt sich mir leider noch nicht ganz. Schön aussehen tut es aber in jedem Fall!

Liebe Grüße,

Vitus