Beiträge von Clavaria

    Hallo Ben


    Also ich sehe auch nichts, was dagegen spricht. Seltenheit schützt Pilze bekanntlich nicht davor, gefunden zu werden.

    In den montanen Nadelwäldern ist die Art recht typisch, aber kommt auch dort nur zerstreut vor.


    Tatsächlich ist die Auswahl bei holzbewohnenden, hygrophanen Pilzen mit mittelbraunem Spp und dickwandigen Sporen mit Keimporus ziemlich eingeschränkt.

    Da bleibt sehr schnell nur noch Kuehneromyces übrig. Wer's nicht glaubt, darf gerne mal in die Funga Nordica schauen.


    Die sehr engstehenden Lamellen sind das einzige, was untypisch ist. Aber da würde ich jetzt ein AUge zudrücken.


    LG Raphael

    Hallo zusammen


    Danke euch für das reichliche Feedback!

    Es spricht schon einiges für M. niveipes, aber so richtig glücklich bin ich nicht damit:


    Dieser dunkel braune Hut und der silbrigblaue, kräftige Stiel passen nicht so richtig dazu.

    Was man an glaubhaften Bildern findet, zeigt viel schlankere Fruchtkörper, weisse Stiele und bestenfalls blassbraune Hüte.

    Immerhin erwähnt Ludwig, dass junge Fruchtkörper blaugraue Stiele haben können.


    Das Problem bei Aronsen & Laessoe ist, dass sie sich konsequent auf die Arten Nordeuopas konzentriert haben.

    Ich wohne hier an der Grenze zum Mittelmeer-Raum, deshalb kann ich das Buch nicht bedenkenlos als "Helmlings-Bibel" verwenden.

    Das ist keine Kritik an diesem wundervollen Buch, es hat einfach einen anderen regionalen Fokus.

    Ich muss das halt berücksichtigen, wenn ich damit bestimmen will.


    Also liegt es nahe, auch mal in den Robich zu schauen.

    Durch seinen Schlüssel zu den Fragilipedes laufe ich wie folgt:


    1* Hyphae of the pileipellis smooth

    97* Hyphae of the cortex of the stipe smooth

    98 Spores up to 10 µm long (die längste, die ich gemessen hatte, war 9.5 µm lang)

    99 Spores broadly ellipsoid to subglobose
    (weil man unsicher sein könnte: 99* = M. plumipes, oder eine andere Art auf Eucalyptus, beides falsches Substrat)

    100 Spores 5-6.5 (7.5) µm wide

    101*: M. oss-emeri, die Robich nach einem Einzelexemplar als neue Art beschrieben hat, seitdem wohl verschollen.

    So richtig wohl fühle ich mich nicht mit diesem Namen.


    M. niveipes fliegt hier schon bei der Frage nach der Sporenlänge raus. Wenn ich das ignoriere und trotzdem bei 98* weitermache, sieht es so aus:

    106* Cheilocystidia 20-60 µm long = Mycena ustalis auf Juniperus-Nadeln, nein.

    (also weil das gar nicht passt, probieren wir die Alternative):


    106 Cheilocystidia up 110-150 µm long (ich konnte maximal 68 µm messen, meistens bis 55 µm, ok drücken wir ein Auge zu)

    107 Cheilocystidia up 110 µm long > hier fliegt M. niveipes schon zum dritten Mal raus...

    108 Pileus 20-35 mm broad > Mycena algeriensis. Die hat aber einen zähen Stiel, meine Pilze hatten einen sehr brüchigen Stiel.


    Fazit: Nach Robich komme ich nur auf M. niveipes, wenn ich drei Schlüsselfragen falsch oder mit grossen Fragezeichen beantworte.

    Er gibt für M. niveipes Zystiden von 54-150 x 11-22 µm an, die meisten meiner Zystiden sind kleiner als das.


    So, nun habe ich viel geschrieben, vermutlich hat niemand Lust das alles nachzuvollziehen ^^

    Ich lege ihn mal als aff. niveipes ab und schicke ihn in die Sequenzierung.


    LG Raphael

    Hallo zusammen


    Ich habe vorgestern diese wunderschönen Helmlinge gefunden, die ich für gut bestimmbar hielt:


    Sie wuchsen auf einem alten, liegenden Baumstamm. Es war ein Auwald auf 1400m, Substrat ist vermutlich Erle, oder vielleicht auch Fichte.

    Am Standort waren sie ziemlich geruchlos. Im Schnitt meinte ich einen Hauch von Rettich zu riechen, aber das verging schnell.

    Aufgrund meines Heuschnupfens ist allerdings auf meinen Geruchssinn wenig Verlass.


    Der Hut ist hygrophan:



    Die Sporen sind etwa 9-10 x 5-6 µm gross.


    Die Cheilo- und Pleurozystiden sind recht gross, fusiform oder keulig. Sie sehen aus wie die Zystiden eines Rettichhelmlings.


    HDS eine Kutis, Auswüchse konnte ich nicht entdecken. Ebenso am Stiel.

    Schnallen konnte ich ohne Probleme finden.


    Natürlich habe ich in Betracht gezogen, dass es einfach ein untypischer Rettichhelmling ist.

    Aber auf massivem Holz? Und ohne auffälligen Rettichgeruch? Mit braunem Hut und silbigem Stiel?

    Irgendwie passt das alles nicht zusammen.


    Wenn ich mit den gängigen Schlüsseln arbeite, lande ich am ehesten bei Mycena algeriensis.

    Aber auch das gefällt mir nicht so richtig.


    Hat jemand eine zündende Idee?


    LG Raphael

    Hallo Ditte


    Zu 20:

    Ja, habe kurz unter der Stielmitte ein Präparat gemacht, da konnte ich keine Kaulos finden.

    Hier und da zylindrische Hyphenende, die aber wohl nicht spezifisch sind:


    Hier noch eine Nahaufnahme, wo man die Stieloberfläche besser sieht:

    Unten scheint er mir eher scheinbereift zu sein, das sind wohl die zylindrischen Hyphenenden.



    Zu 21:

    Das habe ich nochmal nachuntersucht. Offenbar hatte ich letztes Mal mehr Glück als Verstand und habe im unteren Stielbereich auf Anhieb einige Zystiden gesehen.

    Bei der Nachuntersuchung an zwei Präparaten musste ich lange suchen, bis ich endlich eine fand. Also würde ich nun auch eher sagen: Nur im oberen Drittel bereift.



    Zu 22:

    Habe ich auch nochmal kontrolliert, aber nur 4-sporige Basidien gefunden.


    Gruss Raphael

    Liebe Ditte


    Danke dir für die Rückmeldung!

    Entschuldige, die Sporenmasse fehlten im Beitrag. Habe es jetzt oben ergänzt.

    Ich werde dir gerne etwas davon schicken und zur Sequenzierung geben.


    Hast du auch meinen Thread gesehen? Ist schon etwas länger her.


    Viele Grüsse

    Raphael

    Wie kommt man bei den letzten unter #3 gezeigten Pilzen auf Risspilze? Welche Merkmale weisen darauf hin? Ich seh da als Risspilze immer radialdaserige, kegelig/bucklige Pilze vor dem inneren Auge.

    Hallo, hm das ist schwierig so allgemein zu sagen. Man entwickelt einen Blick dafür, ab es fällt mir immer schwer das in Worte zu fassen.

    Andere hier können das vermutlich besser.


    Grundsätzlich ist "radialfaserig und kegelig/buckelig" schon mal nicht schlecht, aber das trifft halt nicht auf alle Risspilze zu.

    Gerade die Gattung Mallocybe hat eher flache, faserig-wollige oder auch schwach schuppige Hüte. Auch bei der Gattung Pseudosperma gibt es solche Arten.

    Die vorherrschenden braunen Farbtöne und die nie sehr dunklen Lamellen sind typisch für diese Gattung.


    Es gibt auch immer mal wieder Kollektionen, wo man im Feld nicht wirklich sicher ist.

    Dann hilft ein Sporenabwurf, wenn man kein Mikroskop hat.


    Gruss Raphael

    Hallo Felli


    Hm schwierig, habe die Fruchtkörper inzwischen getrocknet, das macht es nicht einfacher.

    Habe am Trockenmaterial versucht und meine das Netz zu sehen, aber sehr undeutlich. Vielleicht bilde ich es mir auch ein.

    Stack hat auch nicht gut funktioniert, besser als so ging es nicht:



    Am Mikroskop sieht man es besser als auf dem Foto. Vor allem vor dem Öltropfen kann man eine feine netzartige Struktur erkennen.


    Zimtbraun... naja wenn ich die spanische Publikation anschaue, sind die auch nicht beide gleich gefärbt.


    Vermutlich lasse ich sie auch sequenzieren, wenn in unserem Projekt noch Platz dafür bleibt.

    Im Moment ist die Bestimmung schon noch etwas wacklig.


    Gruss Raphael

    Hallo zusammen


    Ja ich würde auch empfehlen erstmal bei Lepista nuda zu bleiben. Da ist das letzte Wort nicht gesprochen.

    Collybia nuda ist zwar im Moment der "neuste" Name, aber darum ist Lepista nuda nicht plötzlich falsch.


    Wir müssen uns allerdings damit abfinden, dass die kleinen Sklerotienrüblinge sehr nahe mit einigen grösseren Trichterlingen und Rötelritterlingen verwandt sind. Das ist schon länger bekannt und wird darin enden, dass die alle in einer Gattung landen. Aber das sollte eben nicht Collybia sein, sondern Clitocybe oder Lepista.


    Es gibt auch schon einen Antrag, ausnahmsweise diese drei Collybia-Arten umzukombinieren, statt ganz viele Clitocybe- und Lepista-Arten:

    https://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/tax.13149


    Also ähnlich wie seinerzeit, als nur wenige Arten von Lactarius nach Lactifluus umkombiniert wurden, statt dass (taxonomisch korrekt) fast alle Lactarius-Arten umkombiniert wurden.


    Warten wir ab...


    Ach ja, zur ursprünglichen Frage: Lepista nuda findet man bei guten Bedingungen auch früh im Jahr.


    Gruss Raphael

    Hallo zusammen


    Danke euch für die Rückmeldungen.

    Bei der Gyromitra hätt ich gern noch die netzartige Ornamentation - falls vorhanden - in Baumwollblau gesehen.

    G.leucoxantha und evtl auch G.olympiana können ebenfalls so große Sporen bilden.

    G. accumbens kenn ich leider nur aus der Literatur, die sollte aber eine Sporengröße von über 40 x14µ haben.

    Hat G. accumbens so eine Ornamentation?

    Ich habe mich an Christoph's Helvella-Schlüssel orientiert und das Ergebnis anhand der Portraits auf ascomycete.org (van Vooren und Moreau) kontrolliert.

    Da ist nirgends die Rede von einer netzartigen Ornamentation.

    Die Sporen meiner Kollektion schienen wirklich reif zu sein.

    G. leucoxantha müsste andere Sporenenden haben, hatte ich letztes Jahr auch aber das sah anders aus:

    Da sieht man bei vielen Sporen, dass die Auswüchse zwei Höcker entwickeln.

    Habe den sogar sequenzieren lassen.


    G. olympiana hatte ich ebenfalls nach Christoph's Schlüssel ausgeschlossen.

    Ok, da ist ein Schlüsselmerkmal die Fruchtkörpergrösse, das ist suboptimal. Meine Fruchtkörper waren 6 und 8 cm im Durchmesser.

    Aber verzweigte Paraphysen konnte ich auch nicht sehen.


    naja, wenn Du diese Sporen schon knotig findest, hast Du noch keine Art mit wirklich knotigen Sporen gesehen.


    Bei dem, was ich undulatosporum nenne, sieht das ganz anders aus.


    Ich habe aber dunkel in Erinnerung, dass auch dise Gruppe genetisch aus mehr Arten besteht. Vielleicht freut sich Kai Reschke über ein Exsukkat.

    Ja das stimmt, so richtig knotig sind die Sporen nicht. Aber typisch Entoloma-eckig auch nicht.

    Dieses Jahr kam ein Paper über diese Gruppe raus mit einigen neuen Arten, davon passt aber auch keine.

    Eigentlich wollte ich Kai mit der Kollektion verschonen, viele Fruchtkörper auf dem Foto sind schon hinüber, da ist die Bestimmung per Ferndiagnose meistens aussichtslos.

    Leider war es saukalt mit einem eisigen Wind vom höhergelegenen Gletscher, und ich hatte drei ungeduldige, frierende Kinder dabei.

    Deshalb konnte ich das nicht schön herrichten für ein gutes Foto. ;(

    Aber vielleicht stelle ich ihn dann doch noch ins andere Forum oder lasse es einfach sequenzieren.


    LG Raphael

    Hallo zusammen


    Langsam geht nun der Schnee in den Bergen zurück, was bedeutet es gibt dort endlich Pilze.


    Ein erster Ausflug brachte mich am Sonntag bis auf 2400 Meter.





    Aber kommen wir zu den Pilzen.


    Auf einer Alpweide, etwa 2100m hoch, wuchsen Unmengen von Maipilzen.



    Etwas höher eine bisher unbestimmbare Telamonia. Wird vermutlich wieder eine Sequenzierung brauchen.


    Die Sporen, falls es jemand interessiert...



    Diese Rötlinge waren teilweise schon hinüber, aber einige Fruchtkörper waren noch frisch.

    Im Gras, direkt neben einem Schneefeld, auf 2300m.


    Sporen heterodiametisch und eher knotig als eckig. Schnallen gab es überall im Fruchtkörper.

    Zystiden konnte ich nicht finden, nur einige keulige Zellen die kaum von Basidiolen zu unterscheiden sind.


    HDS subtrichodermal, ohne Inkrustationen.


    Ich komme auf Entoloma undulatosporum.

    Da passt eigentlich alles recht gut, aber die Art sollte eigentlich im Spätherbst wachsen und nicht alpin.

    Schwierig...



    Eine Gyromitra hätte ich auf 2300m auch nicht erwartet. Auch diese direkt neben einem Schneefeld.


    Wenigstens war sie voll reif, es gab einen schönen Sporenabwurf. Die Sporen sind riesig, bis über 35 µm lang, und haben kaum Auswüchse an den Enden.

    Damit ist es wohl Gyromitra accumbens.



    Diese kleinen Becherlinge wachsen gerne direkt neben dem Schnee: Peziza nivalis.


    Sporen glatt


    Und hier noch die Asci in Lugol.


    LG Raphael

    Hallo Lara


    Diese beiden sehr ähnlichen Clitopilus-Arten sind wohl schwer morphologisch trennbar.

    Im Feld kann man nicht entscheiden, ob man eine Kollektion mitnehmen soll oder nicht. Und alle mitnehmen kann man nicht.

    Meine Kollektionen von C. crischonensis und C. cystidiatus letztes jahr waren wohl eher Glückstreffer.


    Mit den markanten Zystiden kann man wohl C. cystidiatus und C. crischonensis recht gut mirkoskopisch abtrennen.

    Wie gut das mit C. abprunulus funktioniert, bleibt abzuwarten. Da ist mit der Original-Beschreibung vermutlich nicht das letzte Wort gesprochen.


    Leider bringt auch die Sequenzierung oft keine Klarheit. Bei meiner C. crischonensis war der Ergebnis eindeutig.

    Aber bei C cystidiatus war es völlig unklar, weil ebenso Belege von prunulus als auch cystidiatus als Treffer kamen.

    Somit bleibt vielfach wieder nur die Morphologie als "sicherer Hafen" für die Bestimmung.

    Ich würde wetten, dass ein wesentlicher Anteil der prunulus-Sequenzen in der Genbank eigentlich zu einer anderen Art gehören.


    Was nun deine Kollektion angeht... ja, da würde ich aber eher zu prunulus tendieren.


    Gruss Raphael

    Zitat

    Eer sich sowas in die Futterluke schiebt gehört eh eingesperrt.

    Echt jetzt....? - =O ich bin entsetzt...!

    Also ich hatte die Dinger eigentlich wirklich gesammelt, damit meine Familie sie essen kann.


    Aber dann hat sich herausgestellt, dass es etwas eher spezielles ist. Jetzt habe ich halt einen reichlichen Herbarbeleg. Sowas isst man wirklich nicht.


    Übrigens riechen die auch getrocknet nach praktisch nichts, kein typischer Morchelgeruch. Glaube nicht dass man da viel verpasst.

    So, nun noch die beiden anderen Risspilze:


    2:



    Diese Mallocybe aus dem Fichtenwald (ca. 1600m) halte ich für Mallocybe leucoblema. Auffällig ist das reichliche Velum beim jungen Fruchtkörper.



    Sporen: 9.1-9.8-11.3 x 5.4-6.2-7.0 µm, Q = 1.42-1.59-1.80


    Die Zystiden waren eher spärlich und schwer von Basidiolen zu unterscheiden.



    3:

    Hier bin ich auf keinen grünen Zweig gekommen.

    Habitat ist das gleiche wie bei Nr. 2 (10m entfernt) im Fichtenwald.



    Sporen: 10.2-11.0-12.3 x 6.3-6.8-7.4 µm, Q = 1.50-1.63-1.79



    Die Zystiden sind recht voluminös, die meisten keulig, aber auch einige zylindrisch oder fusiform.


    Bin gespannt, ob sich da etwas machen lässt.


    Gruss Raphael

    Hallo zusammen


    Hier nun noch die erwähnten Risspilze mit der Hoffnung, dass Ditte mal reinschaut.


    1:

    Nur zwei Exemplare, die ich erst gar nicht mitnehmen wollte. Sie wuchsen direkt bei der Rhodocybe auf einer Waldlichtung, ca 1900m.

    In Reichweite gab es Picea, Pinus und Larix.

    Sie hatten einen eigentümlichen Geruch, den ich nicht zuordnen kann.

    Im Moment halte ich das für Inocybe amicta.



    Die Sporen sind recht unregelmässig geformt, 8.7-9.9-11.0 x 6.0-6.6-7.7 µm, Q = 1.25-1.51-1.72



    Cheilo- und Pleurozystiden etwa 54-66 x 16-22 µm, recht breit und mit nur undeutlich abgesetztem Hals.


    Bei einigen Zystiden findet man eine kappenartige Verdickung am Apex, was wohl typisch für amicta ist.


    Am Stielapex gab es nur einzelne echte Kaulozystiden, sonst neu zylindrische oder schlank keulige Elemente.


    Die zwei anderen folgen später, mein Akku gibt gleich den Geist auf.


    Gruss Raphael

    Hallo zusammen


    Am Donnerstag gab es eine kleine Rundwanderung in verschiedenen Habitaten, die sich für die Jahreszeit als erfreulich pilzreich erwiesen haben:


    Zunächst einige Funde an oder knapp über der Waldgrenze, auf Bergwiesen oder Weiden.


    Zwergchampignons sind ja bekanntlich unbestimmbar. Ich habe versucht mit dem Parra auf einen grünen Zweg zu kommen, aber natürlich ohne viel Erfolg.

    Ich lege es mal als Agaricus semotus s.l. ab, obwohl es mir etwas Kopfschmerzen bereitet.


    Die Sporen passen aber nicht so ganz genau zu dem was Parra schreibt.


    Und es gibt nur ganz vereinzelte Zystiden.



    Entoloma sericeoalpinum (glaube ich) gab es in Unmengen. Die Art wurde erst kürzlich beschrieben, aber ist wohl gar nicht selten.


    Sporen subisodiametrisch. Zystiden gab es keine, aber dafür überall Schnallen.


    HDS mehrheitlich inkrustiert.


    Eine weitere Kollektion, zwischen Erikastauden und Alpenrosen. Aber mikroskopisch völlig identisch.



    Melanoleuca strictipes kennt wohl jeder, der schon einmal über der Waldgrenze Pilze gesucht hat.


    In der Nähe von Lärchen und Kiefern gab es diesen Trichterling mit Rhizomorphen an der Stielbasis.

    Damit ist eigentlich schon klar, dass es Rhizocybe vermicularis ist.


    Sporen klein deutlich kongophil.




    Dann noch zwei Sachen von einer Waldlichtung, nahe bei Picea, Pinus und Larix:

    Der hier sieht aus wie ein ausgebleichter Rettichhelmling, ist es auch, aber nur beinahe: Mycena luteovariegata.

    Die Art war bis vor einigen Jahren eine Varietät des normalen Rettichhelmlings.


    Die Sporen sind für den normalen Rettichhelmling etwas zu klein.


    Die voluminösen Zystiden haben beide Arten.





    Dieses dubiose Pilzchen hat mir ziemliche Kopfzerbrechen bereitet.

    Die waren nur knapp 10mm gross, und ich wollte keinen Fruchtkörper für einen Sporenabdruck verschwenden.


    Die Sporen sind aber, wenn man genau hinschaut, schwach höckerig. Also eine Rhodocybe.


    In Melzer sieht man wunderbar die zahlreichen dextrinoiden Pseudozystiden.


    Die HDS ist grob inkrustiert.


    Rhodocybe-Funde mit Pseudozystiden werden meist ohne viel Hinschauen als Rh. caelata abgelegt, aber die kann es eigentlich nicht sein.

    Insbesondere soll sie keine dextrinoiden Pseudozystiden haben.

    Im Jahr 2007 haben Consiglio, Contu & Setti eine Rhodocybe oss-emerae beschrieben, die haargenau passt aber wohl in Vergessenheit geraten ist.

    Der Schlüssel im gleichen Paper führt mich ebenfalls zu dieser Art.


    Ich habe noch drei Risspilze, die zeige ich dann morgen.


    LG Raphael

    Hallo zusammen


    Ein kleines Update. Ich war letzte Woche mal wieder im Brandgebiet.



    Grösstenteils waren es die gleichen Arten wie bei der letzten Exkursion. Aber es gab doch einige neue Sachen:


    Psathyrella cf. pennata gehört zu den typischen Brandstellen-Bewohnern.


    Ich habe dazu bereits einen zweiten Thread erstellt, weil mir die Bestimmung nicht zu 100% passt.

    Mikrofotos siehe hier: Komische Brandstellen-Psathyrella



    Für Pholiota highlandensis war es letztes Mal zu früh, nun gab es sie zu tausenden.



    Mycena galopus var. leucogala wuchs am Rande des Brandgebiets.





    Das grösste Rätsel ist wohl diese Morchel, für die eine Sequenzierung fällig ist.

    Nach dem wunderschönen französischen Morchel-Buch sollte das Morchella tomentosa sein.

    Für die Art gibt es bisher nur in Italien einen gesicherten europäischen Nachweis.


    LG Raphael

    Hallo Sebastian


    Ach, ich habe überlesen dass du ja die LSU gemacht hast.


    Ich würde ziemlich ungeniert Skrede anschreiben.

    Anfangs habe ich immer gezögert Experten anzuschreiben, inzwischen mache ich das regelmässig und bekomme eigentlich immer ein sehr positives und hilfreiches Feedback.

    Du hast die Kollektion ja ausgezeichnet dokumentiert, das ist Grundvoraussetzung.


    Hast du auch bei UNITE geschaut? Manchmal gibt es da weitere Sequenzen die in der Genbank fehlen.


    Gruss Raphael

    Hallo Sebastian


    Das tönt aber sehr spannend!


    Helvella ist soweit ich weiss auch genetisch ein Minenfeld, ich meine man braucht spezielle Loci um die Arten sicher zu trennen.


    Ich habe hier auch eine angeblich Helvella fusca rumliegen, die offenbar doch keine ist.

    Die ITS passt auch hier nur zu einer chinesischen Art, die morphologisch und vom Habitat her überhaupt nicht stimmt.

    Offenbar reicht bei Helvella die ITS einfach nicht, ob die LSU weiterhilft weiss ich gerade nicht. Kann man vermutlich bei Skrede nachlesen.


    Hast du deine Dokumentation schon einem Gattungsexperten geschickt? Ich würde erst das machen und mich beraten lassen, bevor ich weitere Sequenzen machen lasse.


    LG Raphael

    Hallo zusammen


    Noch ein kurzes Update hierzu:

    Das vermeintliche Entoloma ochromicaceum hat sich genetisch als Entoloma formosum herausgestellt.


    Entoloma nigroflavescens hat sich bestätigt, nachdem es morphologisch eigentlich nichts anderes sein konnte.

    Die Art wurde erst kürzlich beschrieben.

    Eigentlich noch spannend, die Art ist doch recht markant, ich frage mich ob die früher wirklich noch nie gefunden wurde.

    Fehlbestimmen kann man die kaum. Oder sie wurde als "unbestimmbar" verworfen.

    Das hier ist laut GBIF der dritte Beleg weltweit und der erste ausserhalb Frankreich (abgesehen von Bodenproben).


    Gruss Raphael

    Hallo zusammen


    Ich will mich ja nicht einmischen, aber vermutlich ist die Preisvorstellung etwas hoch.

    Den Bresadola gibt es gratis zum Download, natürlich nur auf Latein (was ChatGPT recht gut übersetzen kann).

    Mal zahlt also 1500 € für die Übersetzung und dafür, dass man ihn im Regal hat.

    Ich würde die Erwartungen etwas zurückschrauben... naja das ist meine Meinung, jede(r) wie er will. Ich meine das konstruktiv, nicht als Kritik.

    Wenn sich ein Liebhaber von alten Büchern findet, kann schon etwas daraus werden. Deutsche Übersetzungen vom Bresadola gibt es nicht oft.


    Gruss Raphael

    Ja das Öl ist sicher in Ordnung :)


    Stereolupe: Ich mache meine Präparate ohne, andere schwören darauf. Je kleiner die Pilze sind, umso eher brauchst du eine.

    Für den Anfang ist es nicht unbedingt nötig.


    Entoloma-Sporen: Ui, ich bin kein Optiker. Vielleicht kann dir das jemand anderes erklären.

    Aber der Effekt ist bekannt. So sieht man auch die Amyloid-Reaktion am Sporenpulver viel besser als unter dem 100er Objektiv.

    Dextrinoidität von Hebeloma und anderen Braunsporern sollte man auch nicht bei maximaler Vergrösserung anschauen, ich nehme dazu immer das 10er Objektiv.


    Gruss Raphael

    Ich lege z.B. eine Lamelle auf einen Objektträger und mache dann einen Tropfen Wasser drauf, lege das Deckgläschen drauf und quetsche das Ganze etwas mit einem Korkenzapfen etwas. Oft habe ich das Problem, dass es scheinbar zu dick ist und das Deckgläschen dann irgendwie schräg liegt, auf einer Seite hat es noch Wasser, auf der anderen Luft. Sollte man besser versuchen von der Lamelle nur einen dünnen Streifen des vordersten Teils mit der Lamellenschneide rauszuschneiden, um es besser quetschen zu können? Und was, falls man zu viel quetscht? Können dann z.B. die Cheilozystiden beschädigt werden und man sieht sie nicht mehr? Würde man diese Brennhaarzystiden denn auch ohne Kongorot finden oder eher nicht? Welches Objektiv hast du für die Fotos oben verwendet, bzw. welches nimmst du normalerweise für Cheilozystiden (40er, 63er oder 100er)?

    Hallo Benjamin


    Das richtige Mass an Quetschen in Übungssache. Was Peter schreibt ist schon mal richtig, weniger Material ist besser.

    Entweder nur ein kleines Stück Lamelle, oder nur einen feinen, aber langen Streifen entlang der Schneide. Beides kann man gut quetschen.

    Du musst mindestens so weit quetschen, dass die meisten Luftbläschen weg sind. Das braucht oft etwas Geduld und Feingefühl, damit sie ohne allzu viel Druck unter dem Deckglas "wegschwimmen".


    Die Zystiden sind bei den meisten Gattungen recht stabil, die zerdrückst du nicht so schnell. Es gibt Ausnahmen, z.B. bei Tintlingen.

    Das Wichtigste beim Mikroskopieren ist Übung. Such dir irgendeinen Risspilz, Täubling, Düngerling oder so. Ohne Bestimmungsabsicht, nur zum Üben.

    Einfach eine Gattung die leicht ansprechbar ist, und gemäss Literatur viele Zystiden hat.

    Damit kannst du gut den richtigen Schnitt und die Druckstärke ausprobieren.


    Die Brennhaarzystiden sieht man auch ohne Kongorot, aber der Kontrast ist halt schlechter.

    Für Zystiden nehme ich meistens das 40er, oder das 63er wenn die Zystiden eher klein (z.B. bei Conocybe).


    Zudem muss ich auch noch schauen, wie das mit dem 100er funktioniert. Zuerst mit dem 63er durchschauen, dann den Revolver etwas weiterdrehen und einen Tropfen Imersionsöl auf das Deckgläschen auftragen und zum Schluss das 100er eindrehen, oder?

    Wenn man das 100er oft braucht, hat man gerne einen freien Platz am Revolver, und das 100er direkt daneben. Also im 40er oder 63er scharf stellen, auf den freien Platz drehen, einen kleinen Tropfen Öl aufs Deckglas, 100er drauf und dann los. Ohne freien Platz geht es natürlich auch.

    Und die Reinigung... ich reinige das alle paar Monate. Wenn du modernes Immersionsöl nimmst, musst du dich da nicht grossartig drum kümmern.


    Sporenabdruck nicht im Kühlschrank machen. Normalerweise hast du mehrere Exemplare, einzelne Fruchtkörper würde ich eh (fast) immer stehen lassen (ein Pilz ist kein Pilz).

    Ein frischer Hut macht in 1-2 Stunden schon einen Abdruck, der fürs Mikroskop reicht. Nur wenn du die genaue Farbe des Spp brauchst (Täublinge etc.), musst du einen richtig dicken Abdruck haben der länger dauert. Die 1-2 Stunden überlebt der Hut auch bei Raumtemperatur und kann nachher trotzdem getrocknet werden.


    Gruss Raphael

    Ich habe einige Präparate der Lamellen erstellt und habe nach Cheiloszystiden gesucht. Ich habe auch viele Fotos gemacht, konnte aber nicht wirklich etwas finden. Die Fotos habe ich gerade nochmal durchgeschaut und auf einem noch etwas gefunden. Könnten diese Härchen etwas sein? Auf einem scheint zumindest eine Art Kristallschopf zu sitzen. Oft weiss ich einfach nicht genau, nach was ich eigentlich suche.

    Hallo Benjamin


    Schwer zu sagen, kann sein oder auch nicht. Du musst vermutlich mehr quetschen, die Lamellenschneide scheint noch recht dick zu sein.

    So wirst du nicht viel sehen. Es müsste etwa so aussehen:


    Brennhaar-Zystiden ohne Kristallschopf:


    Brennhaar-Zystiden mit Kristallschopf:


    Makrozystiden:


    Woher bekommt man die englischen Papers von Antonin et al.? Im Moment werde ich wohl leider keine Zeit haben das zu studieren, aber für die Zukunft wäre das sicher auch sehr interessant.

    Die meisten kannst du auf Researchgate herunterladen:

    Antonin et al 2014 - Melanoleuca juliannae (Basidiomycota, Tricholomataceae), a new species from subgen. Urticocystis. Phytotaxa 170 13–23

    Antonin et al 2015 - Identity of Agaricus brevipes Bull. (Melanoleuca brevipes, Tricholomataceae, Basidiomycota) - Mycological Progress 14

    Antonin et al 2017 - Molecular phylogenetics and taxonomy in Melanoleuca with emphasis on M. exscissa group and the description of M. griseobrunnea sp. nov. Plant Systematics and Evolution 303

    Antonin et al 2017 - Taxonomy, ecology and distribution of Melanoleuca strictipes (Basidiomycota, Agaricales) in Europe - Ceska Mycologie 69(1)

    Antonin et al 2018 - Two lesser-known Melanoleuca species, M. malenconii and M. tristis from anthropogenous habitats in the Czech and Slovak Republics. Acta Musei Moraviae, Scientiae biologicae

    Antonin et al 2021 - Melanoleuca galbuserae, M. fontenlae and M. acystidiata - Three New Species in Subgenus Urticocystis - Journal of Fungi 7

    Antonin et al 2021 - Multilocus phylogeny and taxonomy of European Melanoleuca subgenus Melanoleuca. Mycologia 114(61): 1-30

    Antonín et al 2023. Two new European species of Melanoleuca (Fungi, Agaricales) with comments on the M. graminicola group. Systematics and Biodiversity. 21(1, no. 2218375)

    Kalmer et al. 2018 - Phylogeny of Some Melanoleuca Species in Turkey and Identification of Melanoleuca angelesiana A.H. Sm. As a First Record - Kastamonu University Journal of Forestry Faculty


    Aber ganz ehrlich, ich würde mich da nicht zu früh reinknien. Ich habe mich einen halben Winter damit beschäftigt X/

    Wenn du wieder mal eine schöne Kollektion hast mit mehreren, frischen Fruchtkörpern, kannst du am Mikroskop üben und die Ergebnisse hier rein stellen

    Was mich immer noch etwas wundert ist die Breite der Sporen. Sind diese nicht eher breit? Die Melanoleuca, welche ich in der Literatur nachgeschaut habe, hatten eigentlich die meisten Sporen bis max. 6.5 µm Breite.

    Es gibt einige Arten mit so breiten Sporen. Aber du hast recht, das schränkt die Auswahl schon ordentlich ein.

    Dein Fund könnte Melanoleuca acystidiata, communis, favrei, graminicola oder krieglsteineri sein. Über die Ökologie könnte man vielleicht noch etwas ausschliessen.

    Misst du denn die Sporen im 100er Objektiv? Habe das Gefühl deine Bilder sind eher unter einem 40er oder 63er gemacht.

    Sporen messen solltest du immer mit dem 100er, sonst ist es zu ungenau. Warzen übrigens nicht mitmessen.


    Leider ist der Pilz mittlerweile in einem ziemlich schlechten Zustand. Wie geht man eigentlich am besten vor, wenn man den Pilz für weitere Untersuchungen konservieren möchte?

    Zunächst im Kühlschrank aufbewahren, da halten frische Pilze locker 3 Tage für weitere Untersuchungen. Und sonst halt trocken, wie Peter geschrieben hat.

    Untersuchungen am Trockenmaterial sind etwas mühsamer als an Frischmaterial, aber mit etwas Übung geht das auch gut.


    Gruss Raphael

    Hallo Benjamin


    Zunächst die guten Neuigkeiten: Mit Melanoleuca liegst du richtig.


    Die schlechte Neuigkeit: Eine sichere Bestimmung in der Gattung ist eine Mutprobe, oft gelingt es nur per Sequenzierung.


    Die Weichritterlinge sind in der Präparationstechnik und beim Mikroskopieren sehr anspruchsvoll.

    Sporen messen ist einfach, das hast du im Abwurf gemacht, soweit alles gut.

    In dem Melzer-Präparat sieht man schön die amyloiden Warzen, das ist typisch für Melanoleuca (und einige andere Gattungen).


    Cheilozystiden gibt es nicht bei allen Melanoleucas, und oft sind sie sehr schwer zu finden oder es gibt nur vereinzelte.

    Da musst du in Kongorot anfärben, dann vorsichtig quetschen, nicht zu viel.

    Dann unters Mikroskop tun und je nachdem nach und nach etwas mehr quetschen.

    Dadurch, dass die Zystiden oft spärlich und unauffällig sind, hast du ein Problem: Du kannst nie definitiv beweisen, dass es KEINE Zystiden gibt.

    Nur wenn du eine findest, bist du sicher dass es welche gibt. Das heisst: Wenn du keine findest, musst du lange suchen und mehrere Präparate machen.

    Es gibt drei Möglichkeiten bei Weichritterlingen:

    a) Du findest gar keine Zystiden

    b) Es gibt grosse, breite, auffällige Zystiden (Makrozystiden)

    c) Es gibt schmale, spitze Zystiden die oft an der Spitze einen Kristallschopf haben (Brennhaarzystiden)


    Wenn du die Frage der Cheilozystiden geklärt hast, geht die Mühe an der Stieloberfläche weiter.

    Dazu entnimmst du eine dünne Schicht kurz unter der Stielspitze, und dann suchst du dort:

    a) Gibt es Basidien? (ja, manche Weichritterlinge haben Basidien am Stiel)

    b) Gibt es echte Kaulozystiden, die ähnlich geformt sind wie die an der Lamellenschneide?

    c) Gibt es andere, meist keulige oder zylindrische Elemente?

    Das ist nachher alles wichtig. Kleiner Tipp: Wenn du b mit ja beantwortest, aber an der Schneide keine Zystiden gefunden hast, dann warst du nicht gründlich genug.

    Jeder Weichritterling mit echten Kaulozystiden hat auch Cheilozystiden.


    Makroskopie hätte ich fast vergessen:
    - Querschnitt machen, Farbe des Fleisches in der Stielbasis ist wichtig

    - Geruch notieren

    - Form der Stielbasis ist wichtig (gerade, verdickt, keulig, knollig)

    - Hut und Stiel messen und für später notieren


    So, wenn du das alles hast, studierst du die englischen Papers von Antonin et al. der letzten Jahre.

    Alle andere Literatur kannst du vergessen, nicht einmal mit der Funga Nordica kann man heute noch Weichritterlinge bestimmen.

    Für die Arten ohne Zystiden gibt es keinen aktuellen Bestimmungsschlüssel, d.h. du musst anhand der äusserst ausführlichen Beschreibungen bestimmen.

    Die einzelnen Arten sind oft kaum abgrenzbar, insbesondere wenn man nur einen Fruchtkörper hat.


    Fazit:

    Weichritterlinge sind gut um Mikroskopieren zu lernen, aber brauchen sehr viel Geduld.

    Du darfst nicht enttäuscht sein, wenn am Schluss die ganze Mühe vergebens war.

    Wenn du Lust hast all die Mikromerkmale zu sammeln, kann ich dir zumindest bei der Bestimmung helfen und du kannst dir das Studium der Papers erstmal sparen.


    Noch was: Melanoleuca brevipes ist ein nomen confusum. Der Name wurde quasi für alle braunen Weichritterlinge mit auffällig kurzem Stiel benutzt.

    Das ist aber gar kein arttrennendes Merkmal, sondern kann bei vielen Weichritterlingen auftreten.

    Nachdem diverse brevipes-Kollektionen sequenziert wurden, kamen etliche verschiedene Arten dabei heraus.

    Welche dieser Arten Bulliard im Jahr 1791 in der Hand hatte, als er "Agaricus brevipes" beschrieb, lässt sich leider nicht mehr feststellen.


    LG Raphael