Beiträge von ogni volta

Hallo liebe Flechtenfreunde,

letztes Wochenende war eines der seltenen Wochenenden des bisherigen Winters an dem mal alle Familienmitglieder gesund waren- das musste natürlich ausgenutzt werden für einen Ausflug! An einem Rastplatz auf einer Anhöhe oberhalb eines Bachtals im Fränkischen Jura habe ich mir während der Brotzeit die dort stehenden älteren Rotbuchen etwas genauer angesehen. Neben Graphis scripta agg. und einem hübschen Lebermooslein (btw. kann das jemand aus dem Stehgreif benennen?) konnte ich eine mir bisher unbekannte Flechte finden.

Der Thallus war farblich etwas dunkler, Richtung blaugrau bis olivgrün im Vergleich zur direkt benachbart wachsende Graphis. Die Zuwachszone etwas ins Bräunliche gehend. Zentral fallen die relativ großen (bis ca 0,7mm) schwarzen Perithecien auf.

Mikroskopisch zeigen sich dünne, unverzweigte Paraphysen; die lanzettförmigen bisweilen 1 bis 3 fach septierten Sporen mit 4 Öltropfen sitzen uniserat, schräg, zu acht in den Asci. Keine Reaktion auf Lugol, das Sub-Hymenium zeigt jedoch eine starke blutrote Reaktion auf KOH. Zwischen Perithecienwand und Hymenium befindet sich eine Schicht mit rotbraunem granulärem, teils kristallinem Material. Der Photobiont zeigt polyedrisch bis rundliche Zellen. Mit diesen Merkmalen und einer Sporengröße von 20.5 - 23.6 × 6.2 - 7.6 (8.1) µm lande ich nach dem großen Wirth (Fl. BaWü) bei Pyrenula nitida, der "Großen Pickelflechte". Die dort aufgeführten Verwechslungsarten P. nitidella (hat größere Sporen) und P. laevigata (reagiert mit KOH gelb, Thallus silberweiß) würde ich ausschließen. Auch der Schlüssel bei Italic führt mich (ausnahmsweise einmal) ohne Zweifel zu dieser Art.

vlnr: Lebermoos, Graphis, Pyrenula nitia

Schnitt durch ein Perithecium leider mit Schrumpfungsartefakt

+KOH 20%

Rotbraunes Pigment im Subhymenium, H20

KOH

Thallus, H20

Das einzige was mich wundert: als Photobiont wird Trentepholia angegeben- müssten die Algenzellen nicht rötlich sein?! Oder sind sie nur rot wenn sie solitär wachsen?

Martin KaMaMa weisst du was dazu?

Es hat sich gelohnt ein Stückchen Rinde eines abgestorbenen Baumes einzustecken (einen lebendigen hätte ich verletzen müssen da die Flechte sich nicht abkratzen lässt) - welch farbenfrohes Spiel unter dem Mikroskop!

Viele Grüße

Ingo

Hallo Hilmi, absolut! Vielleicht mag jemand der sich mit der Technik auskennt mal eine Umfrage hier starten? Im März könnte ich zB die letzten drei Wochenenden. Rhön wäre gerade noch was, was ich als Tagesausflug machen würde wenn ich früh aufbreche. Ich wäre aber auch für andere Orte zu haben. zB Sandstein an der Elbe oder Kalk auf einer der Alben;) VG Ingo

Hallo Bernd, ich traue mir bei der „Datenlage“ keine Einschätzung zu. (Zudem kenne ich Ch. laevigate nicht). Vielleicht findest du noch einen größeren eigenständigen Thallusbereich? Auch die FK sind möglicherweise noch recht jung. Vielleicht gelingen dir noch bessere Fotos (aber bei der Größe kommt die Ausrüstung an ihre Grenzen) und man hat das Problem der Farbverfälschung. Ich habe leider recht viele Kollektionen wo ich nicht weiter gekommen bin. VG Ingo

Hallo Bernd, das ist Ch. ferruginea. Auch makroskopisch bereits gut kenntlich in der Kombination aus an manchen Stellen deutlich gelblich/ocker verfärbtem Lager und für Stecknadelflechten sehr kräftigen FK (auch ohne Lesebrille zu erkennen) mit schwarzem Stiel und dunkelbraunem, meist konvexem Mazaedium.

Ich finde sie zumeist an alten Eichen, aber auch an etwas freistehenden Kiefern. Sie ist bei mir in Mittelfranken vermutlich mit Ch. trichialis die häufigste Stecknadelflechte.

Viele Grüße

Ingo

Hallo Bernd,

toll was du mittlerweile alles für Sachen auf deinem Hof gefunden hast! Dafür müssen manche hier weit fahren und ein NSG aufsuchen.

Wenn ich mir das Standortfoto so anschaue, würd ich vorschlagen, wenn du mit den Stecknadelflechten durch bist und es wieder länger Plus Grade hat, dann lehn mal ne Leiter an den Schuppen und schau dir das Asbest- Moos genauer an- solche alten Kissen könnten den ein oder anderen Becher beherbergen..

Aber zurück zu deiner Flechte- ich habe mich letztes Jahr versucht etwas in die Stecknadeln einzulesen und bin manchmal schier verzweifelt, denn die Unterscheidungsmerkmale sind wie ich finde nicht immer sehr trennscharf wie die Schlüssel zB bei Italic das suggerieren. Und oft erscheinen mir (innerhalb einer Gattung) sogar makroskopische Merkmale wie die Thallfarbe das auschlaggebende Kriterium zu sein! Diese ist auf Fotos (vor allem bei der nötigen Vergrößerung) bisweilen nicht sonderlich farbtreu. Und: semantische Beschreibungen der Farben sind für micht nicht zu gebrauchen, die Farbwahrnehmung ist interindividuell viel zu unterschiedlich. Bei Russula gibt es für so etwas die Farbtafeln von Romagnesi, man sollte solche Tafeln auch mal für Flechtenthalli definieren. Ich bin zu dem Schluss gekommen, ich muss mal einen Spezialisten begleiten, der mir die Thallusfarben korrekt zuordnen kann.

Das vorneweg, musste ich tatsächlich bei deinen Stecknadeln oben an Ch. phaeocephala denken, die ich letztes Jahr zwar nur an zwei Orten, dort aber an mehreren Bäumen (meist Eichen und Pappeln) finden konnte. Die hellgraugrüne Thallusfarbe, die leuchtend hellgrün/gelb bereifte Apo Unterseite und das braune Mazaedium passen meine ich gut. Die Sporengröße wäre auch im Rahmen. Ich fand noch ein auffällig grobscholliges Ornament, was ich auf deinen Aufnahmen aber aufgrund des Fokus auf die Sporenmitte nicht gut erkennen kann - wie sah das bei deinen Sporen aus? Siehe Fotos unten zum Vergleich.

EDIT: nach der Beschreibung bei Italic trifft das für Ch. subroscida: "wall with irregular cracks delimiting polygonal areas" ebenfalls zu..

Bezüglich der Ökologie wäre ich vielleicht nicht so streng, mir scheint, dass viele Arten sowohl auf Nadel als auch auf Laubholz zu finden sind, falls das Milieu ähnlich (in diesem Fall sauer) ist. Ich konnte auf einer alten Eiche einige Arten finden, die vor allem für Nadelbäume beschrieben sind. Wenn man das Netz durchforstet findet man durchaus auch Beschreibungen von Ch. phaeocephala auf verbautem Nadelholz. Kurzum ich finde den Fall schwierig, die Beschreibungen von Ch. subroscida würden schon auch passen, aber ausschließen würde ich Ch. phaeocephala zumindest aufgrund des Habitats nicht kategorisch. Die Chemie bringt uns hier leider auch nicht weiter, die beiden Arten verhalten sich identisch (alle Tüpfel negativ, Vulpinsäure in der gelben Pruina)

Zum Vergleich ein paar Bilder von (wie ich meine) Ch. phaeocephala von Quercus rob.

n.b. der Thallus zu den Fruchtkörpern ist grau, die grünen Thalli sind eine andere Art!

Photobiont

grobscholliges Ornament

etwas ratlose Grüße

Ingo

Hallo Karl, dann sind sie vermutlich manchmal verwest bevor sie richtig reif sind...

Zitat von Karl W

An Ceratodon purpureus soll allerdings auch noch Octospora hetieri mit kleineren Sporen vorkommen, aber ich glaube dann müsste man spitz zulaufende Randhaare finden.

O. hetieri würde ich ausschließen wollen, es gab keine richtigen Haare, siehe letztes Bild. Auch unter dem Stemi konnte ich keine Haare finden, der Rand war maximal etwas kleiig.

Danke für deinen Kommentar!

viele Grüße Ingo

Hallo Armin,

tatsächlich hab ich dann auch an den oben erwähnten Parkplätzen nachgesehen, dort war aber auch nix zu finden.

Guck mal unter losen Blättern falls bei deinem Nachbarn welche auf dem Moos liegen- mir scheint die sind gut fürs benötigte Mikroklima.

Zitat von Argross

Ist eigentlich schade, dass wir unsere Funde nicht sequenziert haben

Ja, aber vielleicht könnte das ja noch klappen? Bei der geringen Masse sind sie sicherlich sehr rasch getrocknet, was gut für die DNA ist. Spannend wär’s schon. Wir können uns ja mal kurzschliessen.

LG Ingo

Hallo zusammen,
auf einer alten Mauer meines Nachbarn konnte ich letztens ein paar hübsche Exemplare der Mooskeulchen an Syntrichia ruralis finden. Zu neuen Erkenntnissen bin ich nicht gelangt. Die Sporenmaße und Hyphenbreite sprechen für mich auch bei diesem Fund für die oben vermutete Art. Schnallen konnte ich wieder nicht finden (was ja bekanntermaßen nichts heißen muss). Der Keulenapex ist bei älteren Exemplaren definitiv nicht steril, das konnte ich mehrmals sehen. Insgesammt sind die Keulchen aber nicht sonderlich fertil, mehr als 2-4 Sporentragende Basidien pro Keule(!) konnte ich nie finden. Sporenabwürfe sind daher auch nicht geglückt. Zumindest konnte ich in den Präparaten ein paar freischwimmende Sporen ausmachen.

Sporen: (6.1) 6.2 - 6.8 (6.9) × (2.3) 2.8 - 3.5 (3.6) µm Q = (1.8) 1.9 - 2.2 (2.7) ; N = 6

Medullahyphen: 3.2 - 5.7µm

Viele Grüße Ingo

Servus zusammen,

motiviert von Moosbecherfundmeldungen hier im Forum und durch einen eigenen Lamprosporafund zur Jahreswende habe ich mir mal eine Industriebrache im Nürnberger Norden mit ausgedehnten Moosbeständen vorgenommen. Die Ausbeute nach ca 2h war nicht berauschend, aber immerhin eine Octospora konnte ich an Ceratodon purpureus auf einer betonierten ehem. Gewächshausfläche finden. Ich denke es handelt sich um Octospora rustica. Allerdings habe ich die Sporen recht kurz gemessen. Da ich vermutete sie wären vielleicht noch nicht ganz reif bin ich vor zwei und vor einer Woche nochmal an den Fundort und habe weitere Kollektionen untersucht. Ergebnis: bei allen drei Kollektionen ähnliche Werte bis max. an die 15x10µm und damit nach Moravec, der 12-18µm x 9-12µm angibt, recht klein. Vielleicht liegts ja an der Witterung von nachts leichten Minusgraden und häufigem Frieren/Tauen? Oder die Werte bei Moravec sind etwas großzügig? Habt ihr ähnliche Erfahrungen gemacht?

mit der deutl. orangen Färbung ohne dunkelrote Töne schließe ich O. rubens aus

Praphysen

Subhymenium/ent. Excipulum

ect. Excip./Margo

Die Sporenmaße in H2O (Abwurf) der einzelnen Kollektionen:

K1

(13) 13.7 - 15.2 (15.3) × (8.7) 8.9 - 10.1 (10.5) µm

Q = (1.4) 1.5 - 1.56 (1.6) ; N = 19

K2

(13.5) 13.8 - 15.6 (16.3) × (8.8) 9.6 - 10.6 (11.7) µm

Q = (1.3) 1.33 - 1.57 (1.6) ; N = 18

K3

(12.8) 13.8 - 15.4 (15.5) × (9.1) 9.3 - 10.3 (10.7) µm

Q = (1.4) 1.43 - 1.5 (1.6) ; N = 16

Viele Grüße

Ingo

Ps: ich habe gerade nochmal mit einem Fund von vor zwei Jahren verglichen und festgestellt, dass ich damals auch rel. kurze jedoch etwas breitere Sporen gemessen hatte:

13.2) 14 - 15.1 (15.4) × (10.2) 11 - 11.8 (12.3) µm Q = (1.1) 1.2 - 1.37 (1.4) ; N = 19

Hallo, schön beschrieben, die andere Welt auf dem Dach! Das silberne Moos hast du ja quasi schon selbst benannt „Silbermoos“ Bryum spec. , das andere ist das Dachdrehzahnmoos Syntrichia ruralis. Um einen Gattungsvorschlag für deinen Pilz abzugeben wäre ein Blick auf die Unterseite hilfreich.

Zu den Flechten halte ich mich mal zurück, vielleicht mag Martin ja Vorschläge abgeben.

Viele Grüße Ingo

Servus Felli,

ich glaub auch dass sich die Ornamentation im Lebensverlauf verändert. Von fein zu grob.

Zitat von Felli

wäre es echt toll, wenn man mal mehrere Arten in größerer Anzahl zur etwa gleicher Zeit finden würde

nach meinem Fund dachte ich, vielleicht ist das Wetter ja gerade günstig und hab mal zwei Stunden Suche in eine vielversprechende großteils betonierte Industriebrache investiert. Ergebnis 1 „lausige“ O. cf rustica, das wars. Trotz vermutlich einem Dutzend verschiedener Moose in ausgedehnten Beständen. Den Rücken habe ich zwei Tage später noch gespürt…

Umso wichtiger finde ich ausführliche Dokus und Diskussionen wie zB hier im Forum. Die helfen sich einen Überblick zu verschaffen.

Viele Grüße

Ingo

Hallo Felli, meiner Meinung nach hast du Moos und Mitesser richtig bestimmt.

Ein schöner Fund, den ich, nach jahrelanger erfolgloser Suche auch kürzlich machen konnte. Die Bestimmung des Mooses- bei dieser Art glücklicherweise nicht allzu schwierig- ist hier wohl der entscheidende Punkt. Wenn mann von den übrigen grobgenetzten Arten (zb. L miniata, carbonicola, densireticulata, kristianensii u.a.) jeweils nur ein Sporenbild/eine Zeichung betrachtet könnte man den Eindruck haben, dass eine Unterscheidung anhand des Sporenornaments ein klarer Fall sei. Die Netzzeichnung scheint mir jedoch keineswegs ein so konstantes Merkmal, wie man zB hier sehen kann:

Ich war erstaunt wie variabel das grobgenetzte Ornament selbst innerhalb eines Ascus ist!

Wenn sie wie in meinem Fall in einem sortenreinen Drehzahnmoospolster wachsen ist die Sache geritzt, aber in einem bunten Mischbestand kanns knifflig sein. Die Sporengröße liegt bei den meisten oben erwähnten Arten nämlich auch zwischen 16-20µm und ist bei Unreife offenbar kleiner.

Viele Grüße

Ingo

Hallo Chris, ich denke eher an einen der weißen Zitterlinge. Die Punkte haben nichts mit dem Pilz zu tun. VG Ingo

Hallo Petra und Werner, Gratulation zum Fund und zur Bestimmung dieser wunderschönen Seltenheit! Auch tolle Fotos sind euch gelungen! Danke für die Vorstellung,

Viele Grüße Ingo

Mittlerweile sind zwei Jahre vergangen und wenn ich auch damals sehr viel Zeit mit der Suche nach den kleinen orangen Punkten verbracht habe, so ist mir doch nie ein Fund einer Lamprospora gelungen. Nun habe ich an den Feiertagen mal frische Luft geschnappt und auf dem Garagendach der Schwiegermutter gleich zwei Arten dieser Gattung mit den hübschen Sporen finden dürfen.

Lamprospora tortulae-ruralis an Dachdrehzahnmoss (Syntrichia ruralis)

(16.2) 17.1 - 19.2 (19.5) × (16) 16.3 - 18.7 (19) µm Q = 1 - 1.07 (1.1) ; N = 13

Appressorium (leider war ich bei der Präparation etwas zu grob)

und Lamprospora seaveri an purpurstieligem Hornzahnmoos (Ceratodon purpureus)

(15.4) 15.6 - 17.5 (17.6) × (15.4) 15.5 - 17.1 (17.2) µm Q = 1 - 1.05 (1.1) ; N = 12

Der in meiner Gegend ausgesprochen häufige Bryoscyphus dicrani durfte natürlich auch nicht fehlen, hier an einem von einem Vogel herausgepickten Stück C. purpureus:

Viele Grüße,

auf ein pilzreiches Jahr 2025!

Ingo

Hallo Peter, schöne Doku der „kleinsporigen Eichenspaltlippe“. Ich fand Eichenspaltlippen auf der Stecknadelflechtensuche regelmäßig und hatte bei meinem Erstfund ebenfalls zunächst eine Flechte in Betracht gezogen.

Zu den Pyknidien auf der zweiten Probe kann ich leider nichts sagen.

Schönen Feiertag,

Ingo

Nun wurde das Kind (um)getauft auf den Namen: Luteodiscus epibryus (Höhn.) Baral, Sochorová & Halasů, comb. nov.

Basionym: Phialea epibrya Höhn., Sber. Akad. Wiss. Wien, Math.-naturw. Kl., Abt. 1 116: 136 (1907). ≡ Hymenoscyphus epibryus (Höhn.) Haluwyn, Bull. Sem. Soc. Mycol. Nord 45‒46: 83 (1990) [1989].

Die ausführliche Beschreibung der neuen Gattung Luteodiscus inclusive seiner zweiten (neu beschriebenen) Art L. hemiamyloideus findet sich in Mycological progress 23(1):1-42 (DGfM) zB hier. Eine tolle und sehr aufwändig recherchierte Arbeit, meine Hochachtung an Zotto (H.O. Baral) und die Mitautoren.

Viele Grüße Ingo

Servus Thorben & LB,

Zitat von thorben96

wahrscheinlich ist das Onychophora coprophila (= Amphichorda coprophila), also ein Pilz der auf Dung wächst.

genau den hatte ich im Kopf, aber nachdem ich unterwegs bin konnte ich nicht in mein Archiv gucken. Das Hirn ist halt auch nicht mehr das frischeste.

Schau mal hier,

LG Ingo

Hallo Martin, danke für den launigen Erfahrungsbericht! Ich musste herzhaft lachen!

Wer weiß wie W vBrackel ihn bestimmt hat? Psst -vielleicht hat er ihn einfach am Geschmack erkannt?!

Lieben Gruß

Ingo

Hallo LB,

ich finde deine Fotos dieser doch sehr kleinen Objekte sehr gelungen!

Zur Art: da wirst du leider ohne Mikroskopie zu keiner belastbaren Antwort kommen.

Stilbella halte ich aber für durchaus möglich.

Mäusekot war das Substrat nicht zufälligerweise?

VG Ingo

Hallo Peter, da sind dir ja wunderschöne Aufnahmen gelungen! Ich frage mich wie du sie so scharf abbilden konntest bei der Geschwindigkeit mit der sie offenbar herumkullern? eine Belichtungszeit von zB 1/500 ist ja bei der geringen Lichtstärke im Dunkelfeld ja eher nicht möglich oder doch?

viele Grüße Ingo

Hallo zusammen,

Zitat von Bergwald

Komischerweise tue ich mir beim Parallelblick schwerer, als beim Kreuzblick.

Zitat von Peter

das geht mir genauso.

falls es jemand interessiert: das liegt daran, dass der Kreuzblick auf einer Konvergenz der Augen beruht. Konvergenz ist ein Bestandteil der Akkomodationsreaktion, die wir alle täglich praktizieren. Bei der Fixation eines Objektes in der Nähe müssen unsere beiden Augen etwas nach innen gezogen werden um beide das Objekt abbilden zu können. Aus den Bildabweichungen, die dabei aufgrund unseres Augenabstandes entstehen (sog. Querdisparation) errechnet unser Gehirn einen dreidimensionalen Eindruck. Ein bewusstes "Innenschielen auf Kommando" können daher die meisten Menschen ohne große Mühe erlernen, sie müssen "einfach" die Akkomodation etwas übertreiben. Eine Divergenz (Außenschielen) ist physiologischerseits nicht vorgesehen und kann daher auch nicht bewusst durchgeführt werden (außer der Mensch hat eine vorbestehende latente/ manifeste Exotropie/Außenschielen). Maximal möglich ist bei gesunden (orthophoren) Menschen der Parallelstand (sog. Primärposition) bei entspanntem Blick in die Ferne. Im obigen Fall befindet sich das Objekt aber nicht in der Ferne, sondern in der Nähe (ich fixiere ja den PC Bildschirm und muss trotzdem so tun als würde ich in die Unendlichkeit blicken). Das erfordert ein deutlich höheres Maß an Selbstkontrolle.

Viele Grüße

Ingo

Hallo Chris,

das ist mal eine schöne Doku geworden, die entspannt und ruhig von damals und heute erzählt. Und die mit einem zwinkernden Auge die Begeisterung rüberbringt, ohne von Superlativ zu Superlativ zu hechten. Das ist leider selten geworden in den Medien der heutigen Zeit.

Danke fürs Teilen, irgendwie ist das Projekt an mir vorbei gegangen, obwohl ich sogar kurz auf der gezeigten Ausstellung der NHG vorbeigeschaut hatte; naja meine Rasselbande hat kein längeres Gespräch zugelassen;)

Lieben Gruß

Ingo

Zitat von PBR

Kaninchen auf dem Campus - das waren meine ersten verdächtigen

Hi, ich vermute Vögel zB Amseln. Die habe ich auch schon beobachtet wie sie größere Mooskissen komplett herauszupfen um darunter Würmer zu suchen.

VG Ingo

Hallo Björn, da stockt einem ja der Atem, eine Rarität nach der anderen Da muss man ja fast sagen Danke für den Parasol zwischendrin zum Luftholen..

Sehr hübsch finde ich Epicoccum andropogonis- nach dem muss ich mal Ausschau halten, vielleicht habe ich eine Chance, es war hier ein gutes Claviceps Jahr.

VG Ingo