Servus Thomas,
C. calochrous s.str. ist das sicher nicht. Der hat einen viel intensiver und dunkler gelben Hut und eine gelblich gesäumte Knolle. Vielleicht eher C. platypus, schau mal, ob er Cheilozystiden hat. C. anserinus hat eine bittere Huthaut.
Grüße
Matthias
Am Rand eines Buchenbestandes, wuchs eine kleine Art, die uns Rätsel aufgibt. Jung blau, rasch verblassend, scharf gerandete Knolle. KOH auf dem Hut führt zu einer rosabraunen Verfärbung. KOH im Fleisch negativ. Sporen amygdaliform im Mittel 9,5 x 5 mµ
Cortinarius sp.
Servus Karl, was spricht denn bei dem kleinen Blauen gegen C. caerulescens?
Grüße
Matthias
Tolle Dokus, das Durchschauen hat Spaß gemacht!
Die Ripartites ist ja interessant, schaut ein bisschen aus wie eine Clitocella mit zu dunklen Lamellen. Sowas werde ich wahrscheinlich nie finden.
Grüße
Hias
Mir scheint T. columbetta die plausibelste Bestimmung. An T. stiparophyllum glaube ich nicht, schon gar nicht im Nadelwald. T. columbetta kenne ich aber auch nur von wenigen Funden (auch im Nadelwald).
Grüße
Hias
Servus beinand,
in den letzten Jahren habe ich mich auch schon mit etlichen Kollektionen aus dem Geophylla-Aggregat herumgeschlagen. Vermeintliche cygnea, oloris oder geophylla haben sich dann bei der Sequenzierung als posterula entpuppt.
Da mir fruchtloses Herumrätseln keinen Spaß macht, lasse ich die Seidig-Weißen jetzt stehen. Ich nehme nur noch die "Lilacinae" mit, aber nur, weil sie so hübsch sind. Bestimmen ist auch bei denen schwierig.
LG Hias
Servus Benjamin,
die Exsikkat sind bei mir meist halbierte oder geviertelte Fruchtkörper je nach Größe der Pilze. Dann nehme ich z.B. den getrockneten halben Pilz, mache zunächst einen "Vorschnitt" am Hut, damit eine glatte Schnittfläche entsteht. Dort mache ich dann in der Regel in Scheitelnähe (aber nicht direkt am Scheitel) mit einer scharfen Rasierklinge radial einen Feinschnitt. Den nehme ich mit einer Pinzette ab und verfrachte ihn in einen Tropfen KOH auf dem Objektträger. Das gelingt nicht immer auf Anhieb, braucht manchmal a bissl Geduld. Manchmal verfachte ich auch 2 oder 3 Schnitte ins Präparat und suche mir dann das Beste raus.
LG Hias
Servus Benjamin,
ja genau, über den Weißabgleich den Hintergrund neutralisieren. Ich habe gute Erfahrungen damit gemacht.
Ob das methodisch abolut korrekt ist, weiß ich nicht, aber ich denke, entscheindend ist, dass du es immer gleich machst, so dass du vergleichbare Ergebnisse hast.
Du kannst dir ja mal ein paar Dokus von mir durchschauen. Immer das letzte Sporenfoto ist in Melzers und mit neutralisiertem Hintergrund. Dadurch sieht man schon auf den Thumnails in der Übersicht sofort den Farbumschlag durch die dextrinoide Reaktion.
Die HDS-Schnitte mach ich immer am Exsikkat, bei Telamonia sollte es aber auch bei Frischmaterial ganz gut funktionieren. Bei schleimiger Huthaut wie bei "Phlegmacien" oder vielen Milchlingen tut man sich am Exsikkat leichter, weil das Gewebe nicht "abhauen" kann. Ich mache die Schnitte mit nur einer Klinge und ohne Quetschen, aber da muss jeder seine eigene Technik herausfinden, die ihm am besten liegt.
Grüße
Hias
Servus beinand,
zur Bestimmung der Art kann ich leider nichts Erhellendes beitragen. Die Fk sind aus meiner Sicht auch ein bisschen zu alt, als dass sinnvolle Aussagen zur Makroskopie möglich wären.
Noch ein Hinweis zur Erfassung der Dextrinoidität der Sporen:
In FAN8 wird eine 4-stufige Skala von D0 bis D3 verwendet, wohl in Anlehnung an die Dissertation von Tuula Niskanen (2008), die aber nur die Begriffe
non dextrinoid, weakly dextrinoid, moderately dextrinoid, and strongly dextrinoid und nicht die D-Abkürzungen verwendet hat. Das ist ein bisschen verwirrend, da die von Jan Vesterholt für Hebeloma eingeführte 5-stufige Skala D0-D4 von vielen (z.B. von mir) auch für Cortinarius benutzt wurde.
Bei nur schwacher Dextrinoidität sind Vergleichsfotos, wie sie Benjamin erstellt hat, sehr nützlich, am besten (falls das technisch möglich ist) mit neutralisiertem Hintergrund. Feinere Unterschiede sieht man am besten am Sporenabwurf.
Und noch eine Anmerkung zur HDS-Struktur:
Es würde mich wundern, wenn die HDS bei der gezeigten Art wirklich "simplex" wäre. Ich wüsste auf Anhieb keine telamonioide Art mit einfacher HDS. Das Hypoderm kann man sehr leicht übersehen, wenn der Schnitt nur minimal zu dick ist. Auf dem gezeigten HDS-Fotos sieht man aber gut, dass keine grobe Inkrusationen oder Pigment-Placken vorhanden sind, was z.B. die Sektion Flexipedes ausschließt.
LG
Hias
Servus Nils,
der Zweite gerhört sicher zum Plautus-Komplex. Es gibt aber (Stand 2020) weder für P. plautus, noch für P. semibulbosus und P. depauperatus Typus-Sequenzen, so dass diese Namen noch nicht stabil verwendet werden können. Alle drei zu synonymisieren wie im Pilzkompendium halte ich aber für falsch. Nach Gröger ist der dunkelbraune mit den braunen Stielschuppen P. plautus, der ganz blasse wie du ihn gefunden hast P. depauperatus/semibulbosus.
Grüße
Matthias
Servus Raphael,
eine zündende Idee habe ich nicht, auch weil ich ja so gut wie nie oberhalb der Baumgrenze herumlaufe. Aber C. argenteolilacinus kenne ich von zwei Funden aus dem Bergwald. Gemessen an diesen Funden kann ich mir nicht vorstellen, dass deiner da dazugehört. Die Wald-Kollektionen hatten praktisch keine Brauntöne, sondern dominierend Grautöne am Hut, eine stärker eingewachsen faserige Huthaut und fast leuchtend blaue Farben an Stielspitze und Lamellen.
Grüße
Hias
Wow, ordentlich was los in alpinen Höhen!
Bin gespannt, was bei den Squenzierungen rauskommt.
Grüße
Matthias
Servus,
toll! P. montirivicola wäre wohl der 2. Nachweis für Bayern. Oder hast du sie zwischenzeitlich schon öfter gehabt? Wo ungefähr hast du dich denn rumgetrieben?
Grüße
Hias
Servus Raphael,
I. brunneorufa habe ich schon ewig nicht mehr gefunden, aber meine älteren Aufsammlungen waren allesamt viel schlankstieliger, hatten längere Sporen und auch längere, voluminösere Hymenialzystiden.
Beste Grüße
Hias
Servus Raphael,
bei den Parvuli habe ich selbst nur wenig Material und kann das schlecht beurteilen. Aber: Synonymisierungen ganzer Sektionen wie in FAN8 (Decipiens-Gruppe!) sehe ich kritisch. Ich finde, Arten, die morphologisch gut trennbar sind, sollte man nicht zusammenwerfen, nur weil die ITS keine schlüssige Trennung ermöglicht. C. croceocingulatus sieht z.B. völlig anders aus als C. neofallax und hat in Gegensatz zu Letzterem indextrinoide Sporen.
LG Hias
Alles anzeigenHallo zusammen
Hier noch ein paar Updates nach der Sequenzierung:
Nr. 2: Tricholoma triste wurde bestätigt.
Nr. 4 ist nicht Lyophyllum maleolens, sondern das (auch genetisch) sehr ähnliche Lyophyllum aemiliae.
Nr. 5 wurde als Cortinarius pseudofallax bestätigt, inzwischen gilt der Name als vermutliches Synonym von C. parvannulatus.
LG Raphael
Servus Raphael,
sehr interessant! Die "Parvuli" sind ein bisserl unübersichtlich (Kokkonen 2020). Meine beiden ex parvannulati sind inzwichen als C. neofallax bestimmt. So weit ich weiß, gibt's noch keine Typussequenz von C. parvannulatus. Wie war denn die Ökologie bei deiner Aufsammlung? Meine C. neofallax standen beide montan im jungen Fichtenwald über Kalk bzw. Würmmoräne.
Grüße
Hias
Servus beinand,
klasse, das ist wirklich spannend! Ich lasse meine dann bei Gelegenheit auch mal sequenzieren.
Grüße
Hias
Toll! Wenn ich mich nicht dauernd mit Schwammerln herumschlagen müsste, würde ich ausgiebig Moose sammeln.
Grüße
Hias
Servus Johann,
eine Antwort auf deine Frage findest du in der Monografie von G. Robich "Mycena d'Europa" (2007). In dem Werk gibt es einen Sektionsschlüssel und jeweils eine Beschreibung der einzelnen Sektionen auf Italienisch und Englisch. Und dann natürlich entsprechende Artenschlüssel auf Sektionsebene.
Herzliche Grüße
Hias
Alles anzeigenHallo Hias
Meinst du das hier? https://onlinelibrary.wiley.com/doi/pdf/10.1002/tax.13149
Ja, ich empfehle auch diese neuen Collybia-Kombinationen zu ignorieren. Das wird sich kaum durchsetzen, der Widerstand ist gleich gross wie bei Cortinarius.
Was die Autoren des Papers vorschlagen, macht viel mehr Sinn, auch wenn es nicht der nomenklatorische Standard-Prozess ist.
Die drei Sklerotienrüblinge, die bisher noch in Collybia s.str. laufen, sind genetisch mit einigen grossen Trichterlingen und Rötelritterlingen sehr nahe verwandt.
Diese Tatsache kriegt man nicht vom Tisch.
Aber da macht es viel mehr Sinn, diese drei Arten umzukombinieren, statt die meisten Rötelritterlinge und Trichterlinge. Genau das schlagen die Autoren hier vor.
Gruss Raphael
Ja genau, das Paper meinte ich. Witzigerweise sind es ja dieselben Autoren, die 2023 massenhaft Clitocybe und Lepista-Arten zu Collybia umkombiniert haben, die dieses Unding 2024 wieder korrigieren. So schnell kann es gehen.
Ich habe irgendwas läuten hören, dass Zheng‑Mi He et al. (2023) da ziemlichen Unsinn geschrieben haben. Leider habe ich vergessen, wo ich die Info her habe. Vielleicht weiß jemand hier was Genaueres dazu?
Ich werde diese abenteuerlichen taxonomischen Neuerungen jedenfall erstmal ignorieren. Bei Cortinarius hat sich das auch bewährt.
Beste Grüße
Matthias
Servus Bernd,
du kannst es ja mal mit dem Identifier auf Hebeloma.org versuchen:
Wäre interessant, was dabei rauskommt.
H. collariatum wurde inzwischen mit der amerkanischen Art H. velatum synonymisiert. In der Tat, die Sporen sind für H. mesophaeum a bisserl groß, aber ausschließen würde ich das trotzdem nicht. Zumal H. velatum in der Regel nicht bei Birke wächst (mehr Infos dazu auch auf Heleloma.org).
Grüße
Hias
Servus Raphael,
ich hab mittlerweile schon etliche Glaucopodes mit Sequenz, die zu C. glaucopus s.str., subfoetens oder subrubrovelatus gehören. Ich kann bislang immer noch keine verlässlichen morphologischen Trennmerkmale erkennen. Die in Liimatainen et. al. (2014) postulierten halte ich für Wunschdenken. Vielleicht wird's ja noch - oder man synonymisiert irgendwann doch.
Grüße
Hias
Prima, dann kommt da ja bald mal Licht ins Dunkel!
LG Hias
Servus Matthias,
ich hab nur eine Kollektion von C. geraniolens, aber immerhin sequenziert. Meine waren deutlich schmächtiger mit schwachem Pelargonium-Geruch und deutlich gedrungeneren Sporen:
Beste Grüße
Matthias
Servus beinand,
NR_173977 (GenBank-Nr.) ist der Typus von I. monastichum. 98.52% Übereinstimmung mit dem Typus ist schon hoch, zumal I. cervicolor als nächstverwandte Art nur zu 92% mit I. monastichum übereinstimmt. Andererseits ist 98.52% auch kein voll überzeugender Wert, da müsste mach sich mal das Chromatogramm anschauen und vielleicht einen Einzelbasenvergleich mit dem Typus machen.
Ansonsten gilt natürlich, was Ditte schon schrieb. Die Sporenmaße (13,7 x 7,4) liegen deutlich über dem für I. monastichum angegebenen Wert (9,0-10,6-12,1 μm (SD 0,6 μm) × 5,6-6,3-7,5 μm). Ob eine so starke Streuung der Sporenmaße möglich ist? Waren vielleicht auch 2-sporige Basidien im Spiel?
Allein auf die Sequenz würde ich mich nicht verlassen und sicherheitshalber ein ? hinter die Bestimmung setzen.
Grüße
Hias
