Beiträge von Clavaria

    Hallo zusammen


    Ein kleines Update. Ich war letzte Woche mal wieder im Brandgebiet.



    Grösstenteils waren es die gleichen Arten wie bei der letzten Exkursion. Aber es gab doch einige neue Sachen:


    Psathyrella cf. pennata gehört zu den typischen Brandstellen-Bewohnern.


    Ich habe dazu bereits einen zweiten Thread erstellt, weil mir die Bestimmung nicht zu 100% passt.

    Mikrofotos siehe hier: Komische Brandstellen-Psathyrella



    Für Pholiota highlandensis war es letztes Mal zu früh, nun gab es sie zu tausenden.



    Mycena galopus var. leucogala wuchs am Rande des Brandgebiets.





    Das grösste Rätsel ist wohl diese Morchel, für die eine Sequenzierung fällig ist.

    Nach dem wunderschönen französischen Morchel-Buch sollte das Morchella tomentosa sein.

    Für die Art gibt es bisher nur in Italien einen gesicherten europäischen Nachweis.


    LG Raphael

    Hallo Sebastian


    Ach, ich habe überlesen dass du ja die LSU gemacht hast.


    Ich würde ziemlich ungeniert Skrede anschreiben.

    Anfangs habe ich immer gezögert Experten anzuschreiben, inzwischen mache ich das regelmässig und bekomme eigentlich immer ein sehr positives und hilfreiches Feedback.

    Du hast die Kollektion ja ausgezeichnet dokumentiert, das ist Grundvoraussetzung.


    Hast du auch bei UNITE geschaut? Manchmal gibt es da weitere Sequenzen die in der Genbank fehlen.


    Gruss Raphael

    Hallo Sebastian


    Das tönt aber sehr spannend!


    Helvella ist soweit ich weiss auch genetisch ein Minenfeld, ich meine man braucht spezielle Loci um die Arten sicher zu trennen.


    Ich habe hier auch eine angeblich Helvella fusca rumliegen, die offenbar doch keine ist.

    Die ITS passt auch hier nur zu einer chinesischen Art, die morphologisch und vom Habitat her überhaupt nicht stimmt.

    Offenbar reicht bei Helvella die ITS einfach nicht, ob die LSU weiterhilft weiss ich gerade nicht. Kann man vermutlich bei Skrede nachlesen.


    Hast du deine Dokumentation schon einem Gattungsexperten geschickt? Ich würde erst das machen und mich beraten lassen, bevor ich weitere Sequenzen machen lasse.


    LG Raphael

    Hallo zusammen


    Noch ein kurzes Update hierzu:

    Das vermeintliche Entoloma ochromicaceum hat sich genetisch als Entoloma formosum herausgestellt.


    Entoloma nigroflavescens hat sich bestätigt, nachdem es morphologisch eigentlich nichts anderes sein konnte.

    Die Art wurde erst kürzlich beschrieben.

    Eigentlich noch spannend, die Art ist doch recht markant, ich frage mich ob die früher wirklich noch nie gefunden wurde.

    Fehlbestimmen kann man die kaum. Oder sie wurde als "unbestimmbar" verworfen.

    Das hier ist laut GBIF der dritte Beleg weltweit und der erste ausserhalb Frankreich (abgesehen von Bodenproben).


    Gruss Raphael

    Hallo zusammen


    Ich will mich ja nicht einmischen, aber vermutlich ist die Preisvorstellung etwas hoch.

    Den Bresadola gibt es gratis zum Download, natürlich nur auf Latein (was ChatGPT recht gut übersetzen kann).

    Mal zahlt also 1500 € für die Übersetzung und dafür, dass man ihn im Regal hat.

    Ich würde die Erwartungen etwas zurückschrauben... naja das ist meine Meinung, jede(r) wie er will. Ich meine das konstruktiv, nicht als Kritik.

    Wenn sich ein Liebhaber von alten Büchern findet, kann schon etwas daraus werden. Deutsche Übersetzungen vom Bresadola gibt es nicht oft.


    Gruss Raphael

    Ja das Öl ist sicher in Ordnung :)


    Stereolupe: Ich mache meine Präparate ohne, andere schwören darauf. Je kleiner die Pilze sind, umso eher brauchst du eine.

    Für den Anfang ist es nicht unbedingt nötig.


    Entoloma-Sporen: Ui, ich bin kein Optiker. Vielleicht kann dir das jemand anderes erklären.

    Aber der Effekt ist bekannt. So sieht man auch die Amyloid-Reaktion am Sporenpulver viel besser als unter dem 100er Objektiv.

    Dextrinoidität von Hebeloma und anderen Braunsporern sollte man auch nicht bei maximaler Vergrösserung anschauen, ich nehme dazu immer das 10er Objektiv.


    Gruss Raphael

    Ich lege z.B. eine Lamelle auf einen Objektträger und mache dann einen Tropfen Wasser drauf, lege das Deckgläschen drauf und quetsche das Ganze etwas mit einem Korkenzapfen etwas. Oft habe ich das Problem, dass es scheinbar zu dick ist und das Deckgläschen dann irgendwie schräg liegt, auf einer Seite hat es noch Wasser, auf der anderen Luft. Sollte man besser versuchen von der Lamelle nur einen dünnen Streifen des vordersten Teils mit der Lamellenschneide rauszuschneiden, um es besser quetschen zu können? Und was, falls man zu viel quetscht? Können dann z.B. die Cheilozystiden beschädigt werden und man sieht sie nicht mehr? Würde man diese Brennhaarzystiden denn auch ohne Kongorot finden oder eher nicht? Welches Objektiv hast du für die Fotos oben verwendet, bzw. welches nimmst du normalerweise für Cheilozystiden (40er, 63er oder 100er)?

    Hallo Benjamin


    Das richtige Mass an Quetschen in Übungssache. Was Peter schreibt ist schon mal richtig, weniger Material ist besser.

    Entweder nur ein kleines Stück Lamelle, oder nur einen feinen, aber langen Streifen entlang der Schneide. Beides kann man gut quetschen.

    Du musst mindestens so weit quetschen, dass die meisten Luftbläschen weg sind. Das braucht oft etwas Geduld und Feingefühl, damit sie ohne allzu viel Druck unter dem Deckglas "wegschwimmen".


    Die Zystiden sind bei den meisten Gattungen recht stabil, die zerdrückst du nicht so schnell. Es gibt Ausnahmen, z.B. bei Tintlingen.

    Das Wichtigste beim Mikroskopieren ist Übung. Such dir irgendeinen Risspilz, Täubling, Düngerling oder so. Ohne Bestimmungsabsicht, nur zum Üben.

    Einfach eine Gattung die leicht ansprechbar ist, und gemäss Literatur viele Zystiden hat.

    Damit kannst du gut den richtigen Schnitt und die Druckstärke ausprobieren.


    Die Brennhaarzystiden sieht man auch ohne Kongorot, aber der Kontrast ist halt schlechter.

    Für Zystiden nehme ich meistens das 40er, oder das 63er wenn die Zystiden eher klein (z.B. bei Conocybe).


    Zudem muss ich auch noch schauen, wie das mit dem 100er funktioniert. Zuerst mit dem 63er durchschauen, dann den Revolver etwas weiterdrehen und einen Tropfen Imersionsöl auf das Deckgläschen auftragen und zum Schluss das 100er eindrehen, oder?

    Wenn man das 100er oft braucht, hat man gerne einen freien Platz am Revolver, und das 100er direkt daneben. Also im 40er oder 63er scharf stellen, auf den freien Platz drehen, einen kleinen Tropfen Öl aufs Deckglas, 100er drauf und dann los. Ohne freien Platz geht es natürlich auch.

    Und die Reinigung... ich reinige das alle paar Monate. Wenn du modernes Immersionsöl nimmst, musst du dich da nicht grossartig drum kümmern.


    Sporenabdruck nicht im Kühlschrank machen. Normalerweise hast du mehrere Exemplare, einzelne Fruchtkörper würde ich eh (fast) immer stehen lassen (ein Pilz ist kein Pilz).

    Ein frischer Hut macht in 1-2 Stunden schon einen Abdruck, der fürs Mikroskop reicht. Nur wenn du die genaue Farbe des Spp brauchst (Täublinge etc.), musst du einen richtig dicken Abdruck haben der länger dauert. Die 1-2 Stunden überlebt der Hut auch bei Raumtemperatur und kann nachher trotzdem getrocknet werden.


    Gruss Raphael

    Ich habe einige Präparate der Lamellen erstellt und habe nach Cheiloszystiden gesucht. Ich habe auch viele Fotos gemacht, konnte aber nicht wirklich etwas finden. Die Fotos habe ich gerade nochmal durchgeschaut und auf einem noch etwas gefunden. Könnten diese Härchen etwas sein? Auf einem scheint zumindest eine Art Kristallschopf zu sitzen. Oft weiss ich einfach nicht genau, nach was ich eigentlich suche.

    Hallo Benjamin


    Schwer zu sagen, kann sein oder auch nicht. Du musst vermutlich mehr quetschen, die Lamellenschneide scheint noch recht dick zu sein.

    So wirst du nicht viel sehen. Es müsste etwa so aussehen:


    Brennhaar-Zystiden ohne Kristallschopf:


    Brennhaar-Zystiden mit Kristallschopf:


    Makrozystiden:


    Woher bekommt man die englischen Papers von Antonin et al.? Im Moment werde ich wohl leider keine Zeit haben das zu studieren, aber für die Zukunft wäre das sicher auch sehr interessant.

    Die meisten kannst du auf Researchgate herunterladen:

    Antonin et al 2014 - Melanoleuca juliannae (Basidiomycota, Tricholomataceae), a new species from subgen. Urticocystis. Phytotaxa 170 13–23

    Antonin et al 2015 - Identity of Agaricus brevipes Bull. (Melanoleuca brevipes, Tricholomataceae, Basidiomycota) - Mycological Progress 14

    Antonin et al 2017 - Molecular phylogenetics and taxonomy in Melanoleuca with emphasis on M. exscissa group and the description of M. griseobrunnea sp. nov. Plant Systematics and Evolution 303

    Antonin et al 2017 - Taxonomy, ecology and distribution of Melanoleuca strictipes (Basidiomycota, Agaricales) in Europe - Ceska Mycologie 69(1)

    Antonin et al 2018 - Two lesser-known Melanoleuca species, M. malenconii and M. tristis from anthropogenous habitats in the Czech and Slovak Republics. Acta Musei Moraviae, Scientiae biologicae

    Antonin et al 2021 - Melanoleuca galbuserae, M. fontenlae and M. acystidiata - Three New Species in Subgenus Urticocystis - Journal of Fungi 7

    Antonin et al 2021 - Multilocus phylogeny and taxonomy of European Melanoleuca subgenus Melanoleuca. Mycologia 114(61): 1-30

    Antonín et al 2023. Two new European species of Melanoleuca (Fungi, Agaricales) with comments on the M. graminicola group. Systematics and Biodiversity. 21(1, no. 2218375)

    Kalmer et al. 2018 - Phylogeny of Some Melanoleuca Species in Turkey and Identification of Melanoleuca angelesiana A.H. Sm. As a First Record - Kastamonu University Journal of Forestry Faculty


    Aber ganz ehrlich, ich würde mich da nicht zu früh reinknien. Ich habe mich einen halben Winter damit beschäftigt X/

    Wenn du wieder mal eine schöne Kollektion hast mit mehreren, frischen Fruchtkörpern, kannst du am Mikroskop üben und die Ergebnisse hier rein stellen

    Was mich immer noch etwas wundert ist die Breite der Sporen. Sind diese nicht eher breit? Die Melanoleuca, welche ich in der Literatur nachgeschaut habe, hatten eigentlich die meisten Sporen bis max. 6.5 µm Breite.

    Es gibt einige Arten mit so breiten Sporen. Aber du hast recht, das schränkt die Auswahl schon ordentlich ein.

    Dein Fund könnte Melanoleuca acystidiata, communis, favrei, graminicola oder krieglsteineri sein. Über die Ökologie könnte man vielleicht noch etwas ausschliessen.

    Misst du denn die Sporen im 100er Objektiv? Habe das Gefühl deine Bilder sind eher unter einem 40er oder 63er gemacht.

    Sporen messen solltest du immer mit dem 100er, sonst ist es zu ungenau. Warzen übrigens nicht mitmessen.


    Leider ist der Pilz mittlerweile in einem ziemlich schlechten Zustand. Wie geht man eigentlich am besten vor, wenn man den Pilz für weitere Untersuchungen konservieren möchte?

    Zunächst im Kühlschrank aufbewahren, da halten frische Pilze locker 3 Tage für weitere Untersuchungen. Und sonst halt trocken, wie Peter geschrieben hat.

    Untersuchungen am Trockenmaterial sind etwas mühsamer als an Frischmaterial, aber mit etwas Übung geht das auch gut.


    Gruss Raphael

    Hallo Benjamin


    Zunächst die guten Neuigkeiten: Mit Melanoleuca liegst du richtig.


    Die schlechte Neuigkeit: Eine sichere Bestimmung in der Gattung ist eine Mutprobe, oft gelingt es nur per Sequenzierung.


    Die Weichritterlinge sind in der Präparationstechnik und beim Mikroskopieren sehr anspruchsvoll.

    Sporen messen ist einfach, das hast du im Abwurf gemacht, soweit alles gut.

    In dem Melzer-Präparat sieht man schön die amyloiden Warzen, das ist typisch für Melanoleuca (und einige andere Gattungen).


    Cheilozystiden gibt es nicht bei allen Melanoleucas, und oft sind sie sehr schwer zu finden oder es gibt nur vereinzelte.

    Da musst du in Kongorot anfärben, dann vorsichtig quetschen, nicht zu viel.

    Dann unters Mikroskop tun und je nachdem nach und nach etwas mehr quetschen.

    Dadurch, dass die Zystiden oft spärlich und unauffällig sind, hast du ein Problem: Du kannst nie definitiv beweisen, dass es KEINE Zystiden gibt.

    Nur wenn du eine findest, bist du sicher dass es welche gibt. Das heisst: Wenn du keine findest, musst du lange suchen und mehrere Präparate machen.

    Es gibt drei Möglichkeiten bei Weichritterlingen:

    a) Du findest gar keine Zystiden

    b) Es gibt grosse, breite, auffällige Zystiden (Makrozystiden)

    c) Es gibt schmale, spitze Zystiden die oft an der Spitze einen Kristallschopf haben (Brennhaarzystiden)


    Wenn du die Frage der Cheilozystiden geklärt hast, geht die Mühe an der Stieloberfläche weiter.

    Dazu entnimmst du eine dünne Schicht kurz unter der Stielspitze, und dann suchst du dort:

    a) Gibt es Basidien? (ja, manche Weichritterlinge haben Basidien am Stiel)

    b) Gibt es echte Kaulozystiden, die ähnlich geformt sind wie die an der Lamellenschneide?

    c) Gibt es andere, meist keulige oder zylindrische Elemente?

    Das ist nachher alles wichtig. Kleiner Tipp: Wenn du b mit ja beantwortest, aber an der Schneide keine Zystiden gefunden hast, dann warst du nicht gründlich genug.

    Jeder Weichritterling mit echten Kaulozystiden hat auch Cheilozystiden.


    Makroskopie hätte ich fast vergessen:
    - Querschnitt machen, Farbe des Fleisches in der Stielbasis ist wichtig

    - Geruch notieren

    - Form der Stielbasis ist wichtig (gerade, verdickt, keulig, knollig)

    - Hut und Stiel messen und für später notieren


    So, wenn du das alles hast, studierst du die englischen Papers von Antonin et al. der letzten Jahre.

    Alle andere Literatur kannst du vergessen, nicht einmal mit der Funga Nordica kann man heute noch Weichritterlinge bestimmen.

    Für die Arten ohne Zystiden gibt es keinen aktuellen Bestimmungsschlüssel, d.h. du musst anhand der äusserst ausführlichen Beschreibungen bestimmen.

    Die einzelnen Arten sind oft kaum abgrenzbar, insbesondere wenn man nur einen Fruchtkörper hat.


    Fazit:

    Weichritterlinge sind gut um Mikroskopieren zu lernen, aber brauchen sehr viel Geduld.

    Du darfst nicht enttäuscht sein, wenn am Schluss die ganze Mühe vergebens war.

    Wenn du Lust hast all die Mikromerkmale zu sammeln, kann ich dir zumindest bei der Bestimmung helfen und du kannst dir das Studium der Papers erstmal sparen.


    Noch was: Melanoleuca brevipes ist ein nomen confusum. Der Name wurde quasi für alle braunen Weichritterlinge mit auffällig kurzem Stiel benutzt.

    Das ist aber gar kein arttrennendes Merkmal, sondern kann bei vielen Weichritterlingen auftreten.

    Nachdem diverse brevipes-Kollektionen sequenziert wurden, kamen etliche verschiedene Arten dabei heraus.

    Welche dieser Arten Bulliard im Jahr 1791 in der Hand hatte, als er "Agaricus brevipes" beschrieb, lässt sich leider nicht mehr feststellen.


    LG Raphael

    Hallo zusammen


    Ich habe gestern diese Faserlinge im Waldbrandgebiet gefunden:





    Allerdings habe ich nur von der ersten Kollektion etwas mitgenommen, weil ich dachte es ist alles das gleiche.

    Mein Arbeitsname war Psathyrella pennata, das sollte doch nicht so abwegig sein.


    Aber mikroskopisch passt da nichts zusammen.


    Die Sporen sind recht schlank und deutlich phaseoliform, etwa 8-9 x 4-5 µm.



    Cheilozystiden obtus oder subakut, aber auf keinen Fall so spitz wie Örstadius es bei Ps. pennata darstellt.


    Pleurozystiden teils kopfig, obtus oder subakut. Aber auch nicht richtig spitz.


    Sorry für die schlechten Mikrobilder, es war etwas spät gestern als ich das bearbeitet habe.

    Ich mache dann nochmal bessere Präparate.


    Diese gekrümmten Sporen und Zystiden passen nicht zu Ps. pennata.

    Wenn ich nach Örstadius schlüssele, lande ich im Nirwana bei noli-tangere oder trivialis.


    Kann mir da jemand auf die Sprünge helfen?


    LG Raphael

    Hallo zusammen


    Dank des vielen Regens konnte ich am Dienstag in den Pfynwald, der zu dieser Jahreszeit normalerweise knistertrocken ist.

    Ich erstelle dort über 6 Jahre ein Pilzinventar, deshalb sind solche Gelegenheiten sehr wertvoll.


    Zunächst ging es in einen kleinen Bruchwald mit Pinus, Picea, Salix, Betula, Populus, wo die Feuchtigkeit etwas länger anhält.

    Entsprechend gut war die Ausbeute (ich zeige nicht alles):


    1:

    Wenn man ein Inventar macht, sollte man auch alles mitnehmen. Kleine Telamonien sind meistens unbestimmbar.


    DIe Sporen sind recht klein und grob warzig.


    Die Funga Nordica führt mich in die Irre. Im AdC gibt es einen Cortinarius ovoideosporus ad int., der passt recht gut, auch das Habitat.

    Naja, das ist keine belastbare Bestimmung. Das Ding geht in die Sequenzierung.



    2:

    Dieser Rötling ist etwas knifflig. Der Hut ist deutlich hygrophan. Die Hutmitte ist irgendwie striegelig-schuppig.


    Die Sporen sind heterodiametrisch, meistens 9-10 µm lang.

    Die Basidien sind bunt gemischt 1-, 2- und 4-sporig, ohne Schnallen.


    Die HDS ist eine Kutis, in der Mitte mit Übergang zu einem Trichoderm in Form von schmal keuligen, büscheligen Zellen.


    Ausserdem sind die Hyphen deutlich inkrustiert.


    Es ist wohl etwas aus der Gruppe um Entoloma fernandae.

    E. fernandae hat aber deutlich kleinere Sporen, mikroskopisch würde Entoloma acidophilum am besten passen.

    Leider gibt es kaum glaubhafte Bilder von dieser Art.



    3:

    Ja, das Foto ist schrecklich. Diese glimmerigen Pilzchen rochen kräftig nach Geranien. Geschmack absolut mild.


    Die Sporen sind recht recht kurz und breit, eher schwach warzig.


    Die Zystiden sind halt so, wie sie bei vielen Erlenschnitzlingen sind.


    Die HDS war schwer analysierbar, aber sicher eine Kutis mit deutlich differenzierter Subkutis.

    Vermutlich gibt es für diese HDS-Struktur einen ganz bestimmten Namen, Moreau macht eine halbe Wissenschaft daraus.


    Ich komme auf Alnicola geraniolens, wenn niemand einen besseren Vorschlag hat.



    4:

    Helvella fibrosa ist immer wieder ein schöner Anblick.



    5:

    Mycena renati ebenfalls.



    6:

    Ein einzelner Dachpilz an Holzresten im Boden.


    Die Sporen sind relativ gross für die Sektion Pluteus.


    Cheilozystiden: Meistens schmal keulig


    Hakenzystiden um 20 µm breit.


    HDS mit vielen Schnallen und meist verjüngten Endzellen.


    Es gibt da drei sehr ähnliche Arten. Ich konnte die Holzart nicht feststellen, das macht es noch schwieriger.

    Aber alles in allem passt Pluteus primus am besten.



    7:

    Ein kleinhütiger Weichritterling. Das Stielfleich wird zur Basis dunkelbraun.


    Sporen eher klein und breit elliptisch.


    An der Schneide mit zahlreichen urticiformen Zystiden.


    Nach dem Schlüssel von Antonin et al. komme ich auf Melanoleuca graminicola, aber ohne Gewähr.



    8:

    Ein Scheinhelmling auf Nadeln.


    Der hat ganz lange, schmale Sporen.


    Zystiden waren schwer zu finden, was mich ziemlich verwirrt hat.


    Die HDS hat viele kurze, divertikulate Elemente. Aber keine auffälligen Pileozystiden.


    Habitat und Mikromerkmale führen zu Hemimycena gracilis.




    Dann noch zwei Sachen aus anderen Habitaten.


    9:

    Dieser Kahlkopf wuchs bei auf pflanzlichen Resten, vielleicht auch Holzresten. Dort gab es Pinus, Picea, Betula.


    DIe Sporen sind dickwandig und klein für die Gattung. Nur vereinzelt schwach rhomboid.


    Cheilozystiden lageniform.


    Anhand des Standorts denke ich, dass es Deconica xeroderma ist.



    10:

    Ein kleiner, nabelingsartiger Rötling. Habitat auf sandigem, fast nacktem Boden.


    Die Sporen sind subisodiametrisch und kleiner als 9 µm. Basidien 4-sporig, ohne Schnallen.


    An der Schneide gibt es viele Cheilozystiden.


    HDS grob inkrustiert, im Zentrum trichodermal.


    Diese Gruppe von Rötlingen ist schwierig. Ich tendiere zu Entoloma phaeocyathus.


    So, ich denke das reicht für heute.


    Gruss

    Raphael

    Hallo zusammen


    Ja, früher wurde vieles Entoloma corvinum genannt, was eigentlich eine andere Art ist.

    So war E. corvinum auch in allen gängigen Pilzbüchern falsch drin, und folgerichtig sind vermutlich die meisten Kartierungen auch falsch.

    Da können die lieben Kartierer nichts dafür, sie haben halt nach der verfügbaren Literatur bestimmt und damit unbewusst Folgefehler gemacht.


    Das, was bisher überall E. corvinum genannt wurde, heisst jetzt Entoloma porphyrogriseum:


    Das echte Entoloma corvinum ist wie Björn schreibt eine alpine Art und anscheinend extrem selten.

    Der Epitypus ist im neuen Buch über alpine Pilze (Armada, Bellanger & Moreau 2023) abgebildet und beschrieben.


    Zu den gezeigten Rötlingen sage ich sonst nichts, makroskopisch ist das alles nur Raterei.

    Es sind schöne Kollektionen, wäre spannend die genauer zu untersuchen.

    Aber ohne Mikroskop lässt man sie am besten stehen, gerade die Arten im Offenland sind oft gefährdet.


    Auf die Farbe ist bei Rötlingen übrigens wenig Verlass, es gibt Arten die ganz verschiedene Farben haben können.

    So kann E. porphyrogriseum blau, grau, braun, schwarz oder sogar rosa sein.

    Das gleiche gilt für E. serrulatum, dessen rosa Variante früher E. callirhodon hiess.


    Gruss Raphael

    Hallo Björn


    Ja das ist mir schon öfter aufgefallen. Ich habe immer wieder Kollektionen, wo die Sporen < 12 µm sind im Schnitt.

    Aber alles andere passt zu hirtipes wie die Faust aufs Auge. Kann mir das auch nicht erklären.

    Aber weil die Sporen stets im Bereich des "Erlaubten" waren und nichts anderes in Frage kam, habe ich da nie viel drum gegeben.


    Gruss Raphael

    Hallo zusammen


    Im Zuge einer Arbeit an Panaeolus s.l. hat eine italienische Arbeitsgruppe eine neue Gattung Staktophyllus geschaffen.

    Hier: Consiglio, G; Marchetti, M. 2024. Contributo alla conoscenza del Genere Panaeolus sensu lato. Rivista di Micologia. 66(3):209-286


    Dazu gehört in unseren Breitengraden nur eine Art:

    Staktophyllus guttulatus (Bres.) Consiglio, M. Marchetti & Vizzini, Riv. Micol. 66 (3): 271 (2024)

    (= Panaeolus guttulatus Bres. 1883)


    Die neuen Namen sind offenbar nach nomenklatorischen Regeln noch ungültig, das ist aber nur eine Formalität welche die Autoren sicher baldmöglichst korrigieren werden.


    Staktophyllus guttulatus


    Dieser eine Düngerling war immer ein Spezialfall in der Gattung Panaeolus, aufgrund der Zystiden mit öligen Ausscheidungen.


    Gruss Raphael

    Bei Conocybe pulchella tendiere ich aufgrund von Sporengröße und Standort eher zu C. subpubescens.

    Hallo Karl


    Hm, das ist wirklich schwierig zu entscheiden. So richtig im Wald wuchsen sie nicht, es war nur eine Zeile Bäume zwischen Weg und Wiese.

    Die Sporenmasse überschneiden sind nach FE11. Aber es stimmt, für C. pulchella sind meine Sporen im Schnitt eher am unteren Ende.

    Der sehr zarte Habitus (alle Hüte kleiner als 15 mm) spricht wieder mehr für pulchella.

    Da fällt es mir schwer, eine solide Entscheidung zu treffen.


    Gruss Raphael

    Hallo zusammen


    Es hat etwas gedauert, aber nun habe ich eine Antwort erhalten.

    Hygrophorus subviscifer und spodoleucus sind offenbar zwei gute Arten.

    Meine Kollektion ist Hygrophorus spodoleucus. Hygrophorus subviscifer wäre dunkler. Ansonsten wohl sehr ähnlich.


    Gruss Raphael

    Deine Morchel (1. Bild unter 11) erinnert mich an Morchella deliciosa mit den dunklen Farben und den runden, geschwungenen Waben, die teils die Rippenstruktur "unterbrechen".

    Hallo Sebastian


    Kann gut sein, ich habe die Morcheln nicht genauer angeschaut. Einzelexemplare lohnen sich ohnehin selten.



    12 Fichtenzapfenhelmlinge?

    Halb richtig:


    Hier wuchsen Mycena plumipes und Strobilurus esculentus Seite an Seite.

    Von oben konnte man den Unterschied nur anhand der Hutform erahnen.



    Oh, wie interessant, den kenne ich nicht. Ich wäre an einer Quellenangabe sehr interessiert.

    Antonín et al 2023. Two new European species of Melanoleuca (Fungi, Agaricales) with comments on the M. graminicola group. Systematics and Biodiversity. 21(1, no. 2218375)


    Preprint gibt es hier:

    https://www.researchgate.net/publication/366842815_Melanoleuca_monticola_and_M_romanensis_two_new_European_species_of_Melanoleuca_and_comments_to_M_graminicola_group

    Den fertigen Artikel kann man auf Researchgate anfordern.


    Damit man wirklich damit arbeiten kann, braucht man auch die anderen Melanoleuca-Papers von Antonin et al. der letzten Jahre mit den vollständigen Beschreibungen und Synonymisierungen.


    Gruss Raphael

    Schlussendlich noch drei Risspilze, mit denen ich mich lange abgemüht habe.

    Aber ohne die Hilfe von Ditte geht es wohl nicht. Ich warte sehnsüchtig auf den Schlüssel :)


    20:

    Diese hier wuchsen in der Nadelstreu von Pinus und Picea, auf Kalk. Sie hatten allesamt diesen stumpfen Buckel.

    Geruch schwach, unauffällig.



    Sporen: 8.6-10.0-11.9 x 5.6-6.0-6.6 µm, Q = 1.47-1.67-1.90



    Cheilozystiden etwa 64-88 x 14-20 µm. Einzelne mit sandigem Hals. Pleurozystiden ähnlich.


    Im oberen Drittel zahlreiche Kaulozystiden.


    Ich bin nicht sicher wie wichtig diese kräftige Hutfarbe ist. Je nachdem komme ich in die Nähe von I. glabripes, virgatula oder I. auricoma.

    Aber so richtig passt mir keine von beiden.



    21:

    Dieser hier wuchs auf praktisch nackter Erde. Geruch spermatisch.



    Sporen: 9.6-10.7-12.0 x 5.8-6.5-7.1 µm, Q = 1.43-1.64-1.82



    Cheilozystiden: 52-81 x 13-19 µm


    Kaulozystiden auf der ganzen Stiellänge vorhanden.


    Es ist wohl irgendwas aus der Gruppe um Inocybe leiocephala, subpaleacea. Die Sporen sind aber für die meisten Arten eine Spur zu gross.



    22:

    Diese hier wuchsen in der Nadelstreu bei Pinus, Picea und Larix. Geruch schwach fruchtig.




    Sporen recht gross: 9.7-11.3-12.8 x 5.7-6.1-6.7 µm, Q = 1.66-1.84-2.04



    Zystiden schlank gestielt, mit zahlreichen Parazystiden, 60-88 x 16.23 µm.


    Kaulozystiden nur im oberen Stieldrittel.


    Mit den gängigen Schlüsseln lande ich immer wieder irgendwo bei virgatula oder fuscidula/glabripes, die aber alle deutlich kleinere Sporen haben.

    Fazit: Ich habe keinen valablen Vorschlag was sein sein könnte.


    Bin gespannt, ob sich das per Ferndiagnose etwas machen lässt.


    Viele Grüsse

    Raphael

    also, nun noch ein paar Nichtdungpilze.


    8:

    Dieses Samthäubchen wuchs in der Nadelstreu bei Pinus und Picea. Ich habe es als Conocybe pulchella bestimmt.


    Sporen mittelgross, mit deutlichem Keimporus.


    Cheilozystiden unauffällig, wie immer.


    Stielbekleidung gemischt aus lecythiformen Kaulozystiden und anderen Elementen.


    HDS mit einzelnen schlanken Pileozystiden.



    9:

    Gymnopus ocior. Schon makroskopisch mit den gelben Farbtönen gut ansprechbar.

    Die wuchsen nicht im Wald, sondern auf der Pferdeweide etwas abseits vom Dung bei Populus tremula.


    10:

    Für Lyophyllum deliberatum eigentlich etwas früh im Jahr, vor allem auf 1800m wo vor vier Wochen noch Schnee lag.


    Aber mit diesen rautenförmigen Sporen kann es nichts anderes sein.



    11:


    Die beiden Spitzmorcheln durften stehen bleiben.


    12:

    Ein Rätsel, falls jemand Lust darauf hat. Was seht ihr hier?



    13:

    Marasmius oreades. Sie rochen untypisch nach Thymian, liegt wohl am Habitat.



    14:

    Weichritterlinge scheinen ein gutes Jahr zu haben. Diese hier wuchsen in der Nadelstreu bei Pinus und Picea.

    Die Bestimmung ist ja immer so eine Sache. Die Gattung ist zwar inzwischen recht gut bearbeitet, aber einfach wird das wohl nie sein.

    Für die Arten mit Brennhaar-Zystiden gibt es nun immerhin einen aktuellen Schlüssel.

    Dieser führt mich zu Melanoleuca fontenlae.


    Sporen breit elliptisch, ansonsten halt typische Melanoleuca-Sporen.


    Ich brauchte drei Präparate, bis ich endlich Cheilozystiden fand. Pleurozystiden gab es keine.


    Kaulohymenium mit echten Zystiden und zahlreichen keuligen Elementen.



    15:

    Noch ein Weichritterling. Der Hut ist mehr grau, das muss nichts heissen. Aber der Stiel ist stark faserig.

    Hier habe ich noch keine richtig gute Bestimmung. Vielleicht Melanoleuca favrei, sonst passt nichts so richtig.


    Sporen wieder ähnlich.


    Dieses Mal waren die Cheilozystiden einfach zu finden. Pleurozystiden keine.


    Echte Kaulozystiden konnte ich nicht finden, nur keulige Elemente.



    16:

    Weichritterling Nr. 3. Hier könnte man anhand der gelblichen Lamellen einfach mal Melanoleuca cognata dran schreiben.

    Aber es ist was völlig anderes, vermutlich Melanoleuca paedida.


    Sporen wieder sehr ähnlich wie vorher.


    Massenhaft Brennhaar-Zystiden an der Schneide.


    Und dieser hier hat auch zahlreiche Pleurozystiden.


    Am Stiel nur keulige Elemente.



    17:

    Eine kleine Telamonia in der Nadelstreu. Mit Geruch irgendwo zwischen fruchtig und pelargoniumartig.

    Ich meine das gehört irgendwo in die Gruppe um Cortinarius diasemospermus.


    Sporen schlank und fein warzig.



    18:

    Noch eine grössere Telamonia. Geruch schwach aber angenehm, unspezifisch.

    Was es ist? Keine Ahnung, nach dem AdC komme ich auf Cortinarius ochraceosafranopes ad int., zu dem es aber kaum Literatur gibt.

    Ein Fall für die Sequenzierung.


    Sporen jedenfalls grob warzig und auch eher schlank.



    19:

    Eine rätselhafte Telamonia bei Pinus, Picea und Betula. Einiges spricht für Cortinarius vernus, aber die Fruchtkörper sind viel zu kräftig.

    Geruch am Standard stark nach Rettich, später eher fruchtig, mit Pelargoniumkomponente oder sogar etwas spermatisch.

    Einen brauchbaren Vorschlag habe ich nicht.


    Sporen grob warzig.


    So, bald habt ihr es überstanden. Es folgen dann noch drei Risspilze.

    Hallo zusammen


    Am Freitag wollte ich eine kleine Wanderung machen, und dabei ein wenig nach Pilzen Ausschau halten.

    Es endete damit, dass ich die meiste Zeit kauernd vor in einer völlig unerwarteten Pilzvielfalt verbrachte.


    Der Weg startete in einem trockenen, steilen Kiefernwald. Dort gab es kaum Pilze, dafür aber umso mehr auf einer Waldlichtung, die als Pferdeweide dient.

    Hier machte ich einen ungeplanten Exkurs in die Coprophilie:


    1:

    Hiermit konnte ich vor Ort nicht viel anfangen. Irgendwie war mein Verdacht, es könnte ein Ackerling sein.

    Auffällig ist der weiss gesäumte Hutrand.

    Schlussendlich kam ich auf Agrocybe fimicola, für die offenbar genau diese weissen Velumreste typisch sind.


    Die Sporen passen gut zur pediades-Gruppe.


    Die Basidien sind rein 1- und 2-sporig.


    Zystiden irgendwie lageniform, oft kopfig.



    2:

    Eine schnell ausblassende Conocybe auf altem Mist. Es dürfte Conocybe rickenii sein:


    Sporen recht gross für die Gattung.


    Basidien 1- und 2-sporig.


    Die Cheilozystiden sind meistens recht nutzlos bei der Bestimmung von Samthäubchen.


    Wichtig ist die Stielbekleidung, hier gab es einzelne lecythiforme Elemente.



    3:

    Diese kräftig braunen Kahlköpfe gab es reichlich: Deconica coprophila.


    Sporen in KOH


    Cheilozystiden dicht gedrängt.



    4:


    Diesen Düngerling mit Velumresten am Hut gab es massenhaft. Man beachte den schuppig aufreissenden Hut.

    Mit der dunklen Farbe müsste es eigentlich Panaeolus papilionaceus sein. Aber mal schauen:


    Die Sporen passen, gross und hexagonal.


    Aber die Cheilozystiden sind allesamt kopfig und recht kurz.


    Obendrein hat er bis etwa 200 µm von der Schneide entfernt auch zahlreiche Pleurozystiden.


    Alles in allem finde ich, dass Ludwig's Varietät Panaeolus papilionaceus var. capitatocystis recht gut passt.

    Nur diese Pleurozystiden passen irgendwie gar nicht...


    5:

    Der hier ist wenigstens schon makroskopisch ansprechbar. Panaeolus semiovatus.


    Sporen gross und stark abgeplattet.


    Cheilozystischen lageniform.



    6:

    Dieser Düngerling war irgendwie schwierig.

    Am besten scheint mir Panaeolus subfirmus zu passen, den ich mir aber eigentlich kräftiger vorstelle.


    Sporen zitronenförmig und abgeplattet.


    Cheilozystiden lageniform und etwas kopfig, keine Pleurozystiden.



    7:

    Schliesslich noch ein Dungträuschling. Davon gibt es ja leider mehrere, die man nur mikroskopisch unterscheiden kann.

    Und meistens ist es dann wieder und wieder die gleiche häufige Art (semiglobata).

    Aber dieses Mal hatte ich Glück, es ist Protostropharia dorsipora.


    Leicht zu erkennen an dem stark exzentrischen Keimporus.


    Cheilozystiden flaschenförmig.


    Chrysozystiden selten, aber man findet welche.



    So weit erstmal die Dungpilze, am Nachmittag folgt dann der Rest.


    Gruss Raphael

    Hallo zusammen


    Ich zeige euch hier mal die vermutlich längste Zystide der Welt.


    Heute beim Mikroskopieren eines Risspilzes sah ich dieses Objekt, das ich zunächst für einen Fremdkörper hielt:

    (hier 100fach vergrösstert)


    Bei genauerem Hinsehen zeigt es aber die gleich KOH-Reaktion wie die normalen Zystiden und hat sogar die typischen Kristalle am Apex.

    Und es entspringt direkt an der Lamellenschneide.


    Habe mal grob gemessen, das Ding ist etwa 1 mm lang.


    Ist das eine mutierte Zystide oder doch etwas völlig anderes?


    Gruss Raphael

    hier:


    Stropharia und Hypholoma sind mit Pholiota sogar näher verwandt als Kuehneromyces. Würde man nicht denken...


    A phylogenetic assessment of Pholiota and the new genus Pyrrhulomyces

    En-Jing Tian et al. Mycologia. 2021


    Gruss Raphael

    Hallo zusammen


    Index/Species fungorum ist keine geeignete Referenz um herauszufinden, welcher Name gerade "gültig" ist. Oft stimmt das was da steht, aber halt nicht immer.

    Diese Datenbanken werden von keinem allwissenden Gremium kuratiert, da sind jede Menge Fehler drin.


    Kuehneromyces als eigene Gattung ist aber molekular bestätigt, müsste jetzt die Publikation suchen wenn es jemand genauer wissen will.


    Gruss Raphael