Beiträge von ogni volta

Hallo Urs, ich habe mal gesehen wie sich Kinder im Karneval mit buntem Schaum aus Sprühdosen gegenseitig besprüht haben. Das sah sehr ähnlich aus. Fragt sich nur warum mitten im Wald

Servus Matthias, im ersten Bild hast du gleich eine Menge Pilze abgebildet! zB unten könntest du die Kiefernnadelspaltlippe (Lophodermium pinastri) haben. Zu denen auf dem Süßgras halte ich mich ohne genauer reinzugucken vornehm zurück.

Es gibt meist mehr Pilze zu finden als man denkt… Selbst zu dieser Jahreszeit

Ich wär auch gern auf Gotland, machst du dort Urlaub oder wohnst du da?

LG Ingo

Aha war offenbar eine Pressemitteilung die von vielen Medien dankbar übernommen wurde. Das Epithet bringt Klicks…

Nagut, seisdrum, jedenfalls schön, dass die Allgemeinheit auch mal von unserem Hobby liest!

Das Original der Arbeit ist hier zu finden.

LG

Na da hab ich mich doch gleich mal gefreut heute morgen:

Auf einer Fichte im Garten: Schweizer Forscher findet bei Mittagsspaziergang neue Pilzgattung

Kleine grau-beige Becherlein: Auf einer Fichte hat ein Wissenschaftler eine neue Pilzart mit besonderer Eigenschaft entdeckt. Der Pilz zerstört männliche…

www.spiegel.de

Vermutlich ein alter Hut, bis sowas mal in den Mainstreammedien landet. Für mich trotzdem neu und ein interessantes Substrat.

Hat den von euch schon mal jemand entdeckt?

Einen schönen Tag,

Ingo

Hallo Sebastian,

Danke, deine Berichte waren/sind ihrerseits eine große Motivation für mich!

Zitat von Sebastian_RLP

Irgendwie habe ich mir das mit dem Vorwaschen auch schon immer so vorgestellt, aber ich bekomme es einfach nicht hin, dann die Ansatzstelle zu finden oder diese gar noch anzufärben.

Vielleicht hast du noch ein paar Tipps für mich.

Ich habe über die Präparation leider auch nirgends was gelesen, sondern einfach auf Versuch und Irrtum ausprobiert. Glücklicherweise hatte ich von O. rustica große Mengen FK, sodass ich Verschiedenes testen konnte. Das lässt sich sicher noch optimieren. Ein Problem ist dass die Rhizoide viel Fremdmaterial enthalten (Algen, Flechten, Detritus, Sand). Gleichzeitig sind die Strukturen sehr fein, sodass man nicht einfach mit der Wurzelbürste (Achtung Wortwitz) rangehen kann. Als probat hat sich für mich folgendes Vorgehen erwiesen:

1) Wässern eines FK mit ein wenig umgebendem Moospolster (vll 2mm rundherum oder bei größeren Moosen einige direkt anliegende/anheftende Gametophyten aka Moospflänzchen) in einem kleinen Schälchen/ Schnapsglas.

2) zugeben von einem kleinen Tropfen Spüli (übertrage ich mit Nadel ins Wasser, sonst ist’s zu viel)

3) vorsichtig schwenken, herausnehmen und je nach Verschmutzugsgrad noch mal mit sehr feiner Pipette abspülen. Ich habe dazu mit einer feinen Nadel in den Balg meiner Plastik (Einweg) Pipette gestochen. Wenn ich sie nun komplett mit Wasser fülle und die eigentliche Spitze zuhalte kann ich einen sehr feinen Wasserstrahl produzieren und damit das Rhizoid nochmal spülen. Das war natürlich improvisiert, professioneller gehts mit einer Spritze und feiner Kanüle zb 25 oder 27G (grau) aus der Apotheke.

4) falls du sehr kleine FK hast kannst du nun versuchen den FK komplett mit anheftendem kleinem Moos (bzw. falls es ein größeres ist das Rhizoid abschneiden) zu mikroskopieren (siehe viertletztes Bild).

Wenn es ein großer FK ist trenne ich das Rhizoid mit einem Kanülenschliff von der Rückseite des FK ab und scheide danach das Rhizoid vom Rest des Gametophyten ab.

Falls sich die Verbindung zum FK während der Prozedur gelöst hat kann auch ein Abkratzen der Rückfläche des FK noch erfolgreich sein, falls dort noch kleine Rhizoidbestandteile anheften.

Von den gewaschenen nicht anheftenden/abgelösten Gametophyten den Rhizoidanteil unten abtrennen.

5) übertragen auf den OT, dann ein Tröpfchen Bwb. Deckglas drauf und Wasser durchziehen um bwb auszuspülen. Kein Erhitzen notwendig!

Wichtig: nicht zu viel Material unter das selbe Deckglas sonst ist die Gefahr doch ein Körnchen dabei zu haben zu groß.

6) vorsichtig quetschen und hoffen dass nichts knirscht

7) Du solltest nun blaue Hypen an gelbbraunen Rhizoiden finden, die du nach auffälligen Strukturen absuchst.

Bemerkung: falls du nicht in einer sandigen Gegend wohnst kannst du möglicherweise auch viel schonender vorgehen und dir das Waschen vielleicht sogar ganz sparen! bei der obigen Prozedur habe ich das Problem, dass die Hyphen sehr oft von den Rhizoiden abreissen und nur noch das Appressorium daran anheftet.

Ich hoffe das hilft ein wenig, melde dich gerne wenn du konkrete Fragen hast.

Ingo

PS: als Spielerei habe ich mal versucht Gegenfärbungen herzustellen, also Rhizoid und Hyphen unterschiedlich zu färben (in diesem Fall natürlich total unnötig da das Rhizoid ja bereits schön kräftig sichtbar ist. Wie gesagt nur weil ich in Experimentierlaune war und weil ich in meinem früheren Leben mal in der Histopathologie gearbeitet habe wo sowas gerne gemacht wird)
Das hat am Besten geklappt mit Malachitgrün>Spülung H2O>bwb>H20 dann bekommt man sowas:

Servus zusammen,

in dieser pilzärmeren Zeit kommt ja mancher Pilzfreund auf eigenartige Ideen. Einige kratzen an Ästchen, scharren im Laub oder wühlen in der S***. Eine nicht minder verrückte Idee: Moosbecher suchen. Ja klar, Moos gibt es überall, ist doch toll!

Aber genau das ist der Sächsämter an der Discounterkasse. Überall lauert die Versuchung! Und Moose sind zwar häufig, aber die stecknadelkopfkleinen Edelsteinchen sind selten genug um immer wieder ein Lotteriegefühl zu verursachen- im nächsten Mooskissen sitzt bestimmt einer! Mist, wieder ne Niete. Nach gefühlt einigen abgescannten Fußballfeldern an Moosstoppeln, kurz vor der Erkenntnis, dass es vermutlich schönere Tätigkeiten gibt um sich Augen und Rücken zu ruinieren, dann doch ein Treffer. Grandios! Es gibt sie wirklich! Welch Glücksgefühl! Eigentlich war es doch gar nicht so schwer... und außerdem sonnenklar dass sie dort wachsen müssen in der kleinen Rinne im Beton! Man denkt, die Nächsten finde ich bestimmt schneller, jetzt wo ich das Habitat kenn... und so folgen die nächsten Fußballfelder an Waschbeton, U Bahnverschalungen, Mülltonnenunterständen...

Und dann, die Beute im Döschen auf dem beschwingten Heimweg stellt man sich vor: die schmeiß ich jetzt unters Mikro, genieß die Sporen und bestimm sie.

Haha. Denn man merkt schnell: ohne Moos nix los. Will heißen: erstmal Moos bestimmen, dann reden wir weiter. Wer nun denkt, ja mei, da schau ich halt mal in einem Moosführer nach...

kein Problem: es gibt da zB das dreibändige Werk "Die Moose Baden Württembergs", Stück ca 1,5Kg. Lebermoose mitgezählt etwas mehr als 1000 Arten.

Dazu kommt noch es wächst oft nicht nur ein Moos am Fundort, das in Frage kommt...und das Befallene ist möglicherweise auch noch das am schwächsten vertretene.

Gut, man will ja beschäftigt sein in dieser sauren Gurkenzeit... (ich habe die Schinken nicht, ein nettes Forenmitglied half mir mit Literatur aus und ich hatte Glück, dass es häufige, gut kenntliche Moose waren) Und so kam schließlich der folgende Beitrag zustande. Gesammelt seit Winterbeginn im Nürnberger (Innen-)Stadtgebiet, bestimmt immer mal wieder.

Einer ging mir durch die Lappen da im Kühlschrank verschimmelt bis ich Zeit hatte ihn anzuschaun. Wäre besser gewesen ihn einfach auf dem Balkon zu lagern, denn austrocknen oder durchfrieren können sie offensichtlich ab. Ich habe eine Kollektion bei Minusgraden und Schneefall entdeckt, mikroskopisch völlig in Ordnung.

Nebenbei bemerkt habe ich leider keine einzige Lamprospora gefunden auf die ich es wegen der hübschen Sporen eigentlich abgesehen hatte, da muss ich euch gleich vorneweg enttäuschen. Auch das gehört zur Lotterie, die meisten Moosbecherarten gehören zu Octospora und haben "Allerwelts" Sporen wie eine beliebige Peziza.

Spannende Sachen kann man trotzdem mit den Teilen anstellen wenn man versucht die Infektionen an den Rhizoiden der Wirtsmoose nachzuweisen. Und ein Bisschen Botanik ist auch mal ganz schick unter dem Vergrößerungsglas.

So, was ist das nun wieder für ein Geschwafel geworden? Zeit für ein paar Bilder oder Heiderzack jetzt halt ich die Bapp.

Der erste Fund: Octospora musci muralis an Grimmia pulvinata. Der Fundort war eine Sandsteinmauer der Nürnberger Kaiserburg. Ich hatte gezielt Areale mit bräunlich verfärbtem (aka hoffentlich geschwächtem) Moos abgesucht aber nichts gefunden. Schließlich fand ich sie auf dem Heimweg in einem wunderbar vitalen, leuchtend grünem Moospolster auf der Oberseite einer Mauer. Zum Glück leuchteten sie wie mit einem Textmarker markiert und waren mit 2-4mm relativ groß.

Daneben lag eine mit Beauveria bassiana verpilzte Wanze. Mir fiel erst auf dem Bild auf, dass sie vermutlich im Todeskampf noch Eier herausgepresst hatte.

Zu Hause gelangen zwar bessere Aufnahmen, aber ich hatte Probleme mit dem Weissabgleich

Mikroskopisch charakterisiert durch gebogene, pigmentierte Paraphysenenden und biserate Asci:

Rand"haare"

Sporen glatt mit meist zwei großen Öltropfen

(21.7) 23.2 - 26.7 (27.8) × (9.4) 9.9 - 10.5 (10.8) µm Q = 2.2 - 2.6 (2.9) ; N = 22

Infektion: gelbbraun die Rhizoide des Mooses; in Baumwollblau/Milchsäure gefärbt die Hyphen welche sich zu einem spezialisierten Haftorgan dem sog. Appressorium ausbilden um in den Wirt eindringen zu können.

Die Präparation verlangt oft mehrere Anläufe mit Vorwaschungen und führt dennoch zu einem exorbitanten Deckglasverbrauch, da die Rhizoiden aufgrund des Sandsteins hier viele Quarzkörnchen mitbringen.

Bonus: dieses (scheinbar?) gliedmaßenlose Tierchen, dafür mit ordenlichen Kneifern wohnte im Moos- vielleicht kennt es ja einer von euch?

Die zweiten Becher fand ich in großer Zahl in einem schattigen Gebüsch auf einem bemoosten Erdhaufen, der nach Bauarbeiten wohl nicht wieder abgetragen worden war.

Es handelt sich um Octospora rustica an Ceratodon purpureus.

Apothecien zwischen Birnmoos (Bryum spec.), dies ist jedoch nicht der Wirt

sondern das geschwächte purpurstielige Hornzahnmoos (Ceratodon purpureus)

Mikroskopisch unspektakulär, Asci uniserat, Paraphysen ohne sonderlich gefäbte Pigmentgranula oder Vakuolen

Sporen glatt, breitelliptisch, ein großer Öltropfen

(13.2) 14 - 15.1 (15.4) × (10.2) 11 - 11.8 (12.3) µm Q = (1.1) 1.2 - 1.37 (1.4) ; N = 19

hier lässt sich die Binnenstruktur des Appressoriums gut erkennen

Der dritte Fund, den ich vorstellen möchte ist Octospora orthotrichi an Orthotrichum diaphanum. Der Fundort war eine Betonmauer welche einen Kinderhort von einer vierspurigen vielbefahrenen Straße trennt. Ich musste den Kopf frei bekommen und fast schon gedankenlos (Suchtverhalten s.o.) überflog ich im Vorbeigehen die kleinen Moospolster, die sich darauf gebildet hatten. Diese waren wirklich klein, vielleicht bis 1cm im Durchmesser. Es begann zu Schneerieseln. Doch da waren tatsächlich winzige bis 1mm große Becher! und mein Tag war gerettet.

Rechts Birkensame, Links Apothecium (<1mm)

Ein paar Tage später war ich mittlerweile bei Dauerfrost nochmals dort und konnte noch einige weitere FK finden.

Hier hatte ich zunächst das Moos fälschlicherweise als Schistidium spec. bestimmt.

Mit den Sporenmaßen und der Ornamentation landet man dann bei Octospora pseudoampezzana. Passt auf den ersten Blick perfekt. Zum Glück traute ich meinen Moosbestimmungen erstmal nicht, denn ich hatte nur die "Blättchen", aber keine Sporenkapseln untersucht.

Das holte ich bei meinem zweiten Besuch nach und siehe da, die Kapseln passten überhaupt nicht und ich konnte das Moos schliesslich als Orthotrichum cf diaphanum bestimmen.

Mikroskopisch war er der schönste der Drei, mit feinwarzig ornamentierten Sporen uni- und biserat!

die Sporen sind bei dieser Art typischerweise in der Seitansicht "brotförmig", sprich sie haben eine gerade und eine gekrümmte Seite.

Färbung mit tpb um mögliche Schrumpfungsartefakte durch bwb auszuschließen

Rand"haare"

Übersichtsbild mit Moos und parasitierendem Fruchtkörper, Appressorium rechts unten

Ausschnittsvergrößerung mit Appressorium

fragliche gallenartige Infektion/ Hyphenknoten links

Sphärisches Infektionsorgan/Appressorium

So das wars erstmal, mir hat der Ausflug in die Bryologie Freude bereitet, aber jetzt ist auch mal wieder gut, ich werde den Entzug durchziehen.

Ganz so zuversichtlich bin ich allerdings nicht, ich fürchte ich könnte einfach bei einer anderen Droge landen...

Mal sehen.

Viele Grüße

Ingo

Ps: Kommentare und Korrekturen wie immer herzlich willkommen, das war völliges Neuland für mich und es würde mich nicht wundern trotz sorgfältiger Prüfung nicht doch irgendwo falsch zu liegen

Zitat von hilmgridd

Vielleicht gibt mir hier noch jmd den entscheidenden Tip für die Haselbecherlingssuche.. Feucht, alte Haseln?

Oder findet Ihr sie auch ohne Gewässernähe?

Hallo Hilmi, ich hab auch lange danach gesucht und hab bei mir in der Stadt alle (spärlichen) Haseln abgeklappert aber nie welche gefunden.

Gefunden habe ich sie dann an abgestorbenen, aber noch ansitzenden Erlenästen von so 2-3cm Stärke. Und zwar gleich mehrfach, sodass ich überzeugt bin dass das nicht nur zufällig war. Vielleicht hast du ja auch an Erle mehr Glück? Viele Grüße Ingo

Hallo Barbara, was du zeigst sind mE. „ausblühende“ Salze aus der Blumenerde bzw. dem Gießwasser. Durch Kapillarkräfte wird das Wasser an die Spitze der Erdkrumen gesogen wo es verdunstet und die meist im Überfluss zugefügten Düngestoffe zusammen mit dem Kalk und anderen löslichen Bestandteilen auskristallisieren. Pilze sind meines Wissens nicht beteiligt, es wäre dort aufgrund der hohen Salzkonzentrationen auch ziemlich unwirtlich.

Wenn es dich optisch stört kannst du die oberste Schicht abtragen, aber mit der Zeit wird sich das wieder bilden. Insbesondere bei Pflanzen auf dem Fensterbrett, die aufgrund der hohen Verdunstung auch oft gegossen werden müssen.

Viele Grüße

Ingo

Servus zusammen,

bei näherer Betrachtung eines Mooskissens auf der Keulchensuche fand ich kleine Köttel, vermutlich Mausdung, die von kleinen gelben gestielten Köpfchen besiedelt waren. Da ich ein Faible für kleine Köpfchenpilze habe (mit meinem Avatar kann ichs nicht verstecken) habe ich sie mitgenommen auch wenn ich nicht viel Hoffnung auf Bestimmung hatte. Das hat sich erfreulicherweise nicht bestätigt, es sollte die hier von Thorben vorgestellte Onychophora coprophila W. Gams sein.

viele Grüße

Ingo

Hallo an alle die den Thread noch verfolgen, mittlerweile bin ich dazu gekommen die neue Kollektion noch zu mikroskopieren.

Zudem habe ich auf dem Parkplatz vor meiner Arbeitsstelle (nicht der o.g. Pendlerparkplatz) noch drei weitere "Vorkommen" entdeckt. Damit denke ich, dass diese winzigen Keulchen keineswegs soo selten sind, sondern wohl eher übersehen. Mit Kenntnis der entsprechenden Habitate und den jetztigen Witterungsverhältnissen (um 0 Grad, auch leichter Frost schadet offenbar nicht) liessen sie sich ohne lange Suche finden.

Von daher schaut doch auch mal in feuchten Moospolstern nach der Farbe Weiss wenn ihr auf Octospora Suche seid- ich kann mir kaum vorstellen dass ihr nicht auch mal fündig werdet.

Mikroskopisch unterschieden sie sich (für mich) nicht, neben der vom Pendlerparkplatz habe ich auch die letzte hier gezeigte Kollektion untersucht.

Übersichten:

P1 (100x)

P2 (leicht gequetscht, daher breiter, 100x)

Die Spitzen waren bei jungen Keulchen immer steril, bei älteren nie, sodass ich davon ausgehe, dass das lediglich ein Reifungsprozess ist (jew. 400x).

Ein Subhymenium konnte ich nicht darstellen, da es mir ohne Auflichtmikroskop nicht gelang die Keulchen zu sezieren. Sie auf gut Glück zu zerpflücken war nicht erfolgreich. Allerdings habe ich versucht die Vollpräparate im Verlauf des Mikroskopierens immer wieder etwas mehr sachte zu quetschen um zumindest das Hymenium von der Medulla zu trennen. Eine Gradwanderung, sie sind derart fragil dass schon ein kleines auf das Deckglas Tippen zu viel zu undefinierbarem Gries führt.

Das war das einzige Bild auf dem ich mir einige subglobose Zellen im "Subhymenium" einbilden könnte (Sterne)

Aus dem gleichen Grund kann ich auch Schnallen nicht sicher ausschliessen, im Vollpräparat fand ich keine, aber es gelang mir nicht die Hypen zu separieren um dies genauer beurteilen zu können (und ich habe am Ende ein Marmeladenglas mit benutzten Objektgläsern fast vollgehabt )

Die Kristalle lagen teils in Clustern vor

"entwurzelte" Keule (400x). Haare am Stiel konnte ich keine finden.

Die Hyphen (auch die generativen in der Medulla) lagen zwischen 3-5µm Dicke

Einen verwertbaren Sporenabwurf erhielt ich nur von P2 (P1 war zulange im Kühlschrank) die Maße quasi identisch mit der ersten Kollektion vom Spielplatz.

(5) 5.1 - 5.9 (6.1) × (2.2) 2.5 - 3 (3.3) µm

Q = (1.7) 1.9 - 2.2 (2.4) ; N = 22

Die Sporen sind damit wieder etwas schlank im Verleich zu dem was Olariaga et al. für Bryopistillaria sagittiformis angeben (4.5–6.5 × 3–3.5 μm) aber mangels besserer Alternativen bleibe ich dabei.

So das war der Ausflug in den Keulenwald, danke für euer Interesse, Kommentare wie immer herzlich willkommen,

viele Grüße

Ingo

Servus Sebastian, tolle Funde an einem wunderbaren Mauer(Mini)Biotop. Ich finde diese Habitate sind oft wie ein Wald im Miniaturformat. Das Umo ist eine Leimflechte mit Cyano“Bakterien“ als Partner. VG Ingo

Hallo Beate, was für eine wunderschöne Farbe! und dann noch auf weißer Birkenrinde- besser kanns vom Farbkontrast ja gar nicht sein!

Viele Grüße Ingo

Noch ein kleiner Nachtrag: als ich heute auf dem Heimweg meinen Zug knapp verpasste habe ich die Zeit bis zum Eintreffen des Nächsten genutzt um auf dem naheligenden Pendlerparkplatz ein paar Moospolster auf den Randsteinen zu inspizieren. Ich kann es selbst kaum glauben, da fand ich schon wieder eine Gruppe Ceratellopsis. (Die Fundorte liegen ca 35km entfernt) Entweder großes Dusl oder sie sind vielleicht wie viele unscheinbare Pilze einfach oft übersehen. Rein makroskopisch halte ich sie für die selbe Art, versuche sie aber sobald ich Zeit dazu habe auch noch zu mikroskopieren.

der Randstein war heute Morgen noch schneebedeckt, durch die Hecke sieht man den Schnee auf der Schattenseite noch hindurchschimmern

interessanterweise gehen sie hier auch auf ein direkt angrenzendes, stark vermodertes Stängelchen über

Viele Grüße Ingo

Hallo nochmal,

ich darf kurz zusammenfassen was mir Klaus Siepe dankenswerter Weise zum oben vorgestellten Fund schrieb:

- das Vorhandensein von Schnallen im Hymenium sowie einer sterilen/fertilen Spitze ist wohl kein eindeutiges/geeignetes Trennmerkmal.

- die fraglichen Zystiden sind wohl etwas herausgelöste Basidiolen

- auf der obigen Datenlage sowie dem Vorkommen auf/bei Moosen ist der Fund wohl am ehesten (Sporen etw. zu klein, Subhymenium, Schnallen?) als Bryopistillaria cf sagittiformis ss. Olariaga et al. zu benennen

an dieser Stelle nochmal herzlichen Dank!

Ingo

Servus Armin, das ist ja eine wirklich schöne Dokumentation geworden, da hat sich die Arbeit gelohnt! Danke dafür!

Wie man bei derart fragilen Fruchtkörpern einen Hymeniumschnitt hinbekommen soll ist mir auch schleierhaft, man berührt sie ja nur mit der Präpariernadel und schon hat man einen Klumpen an der Spitze kleben. Höchstens vielleicht mit einem Gefrierschnitt oder im Labor mit Einbettung.

Die Kristalle die ich bei meiner Kollektion fand hatten ebenfalls keine erkennbare Symmetrie, jedenfalls sicher nicht bipyramidal. Ich könnte mir jedoch vorstellen dass sie zur hübschen Ausbildung eine über längere Zeit konstante Temperatur bzw ein konstantes Mileu benötigen was derzeit vielleicht nicht vorliegt.

Falls du jemand auftust, der Interesse an einer Sequenzierung hat lass es mich wissen, dann kann ich gerne auch meinen Beleg beisteuern.

Viele Grüße Ingo

Hallo Thorben, vielen Dank schon mal, vielleicht meldet sich Klaus Siepe ja.

Bis jetzt scheint es ja noch keinen brauchbaren Schlüssel für Ceratellopsis zu geben?

Ich habe mal die im Forum vorhandenen Beiträge (die meisten sind ja von dir) durchgesehen und so richtig viel Ähnlichkeit hat leider keiner.

Nachdem ich bei der letzten Untersuchung unter Zeitdruck nur zwei FK untersucht und keine guten Aufnahmen hinbekommen habe, war ich gerade nochmal drüber:

Und ich muss mich korrigieren: die Spitze ist nicht steril!

die Keulchen besitzen einen Stiel und dieser ist tatsächlich steril

die Hyphenstruktur war schwierig darzustellen (sämtliche gefärbten Präparate sind misslungen daher ungefärbt)

und ich bin mir nicht sicher ob ich vielleicht Zystiden gefunden habe?

Viele Grüße

Ingo

Chinatusche also und nix Bildbearbeitung

Danke Martin fürs nachfragen.

Beim zweiten Blick macht’s klick

Servus Björn, tolle Funde! Gute Idee mit dem Invertieren der Farben- so kommen die hyalinen Fortsätze von Hapalocystis schön raus.

Und natürlich cool dass du die Diaporthe auf Mahonie auch entdeckt hast!

VG Ingo

Hallo Markus, schöner Fund! Ich hab’s grad nicht im Kopf aber was spricht denn gegen T. fimbriatum? So makroskopisch hätte ich jetzt nix dagegen. Viele Grüße

Ingo

Edit: sehe gerade Ulla war schneller und ist die Spezialistin!

Zum geschuppten Stiel kannst du zB hier vergleichen. VG

Hallo Martin, freut mich dass dir der Bericht gefällt. Nach langer erfolgloser Suche war ich über die kleinen Weißen auch sehr glücklich. Mittlerweile geht es mir allerdings so, dass ich oft im ersten Moment denke „oh toll endlich Moosbecher!“ aber dann sind es doch wieder „nur“ diese altbekannten. Aber es wäre ja langweilig wenn man alles sofort finden würde was man sucht!

In diesem Sinne wünsche ich uns weiterhin eine spannende „Jagd“! Irritierte Blicke der Nichteingeweihten sind einem jedenfalls sicher. Ein Herr hatte mal vermutet ich hätte vielleicht den Ehering verloren und wollte mir beim Suchen helfen. Ein Hausbesitzer meinte sich gleich verteidigen zu müssen, er wisse dass die Mauer mal wieder gepflegt gehöre. Als ich verneinte hätte ich gerne seine Gedanken gelesen

Viele Grüße nach Westen,

Ingo

Hallo zusammen,

das warme und damit vorallem schneefreie Wetter der letzten Wochen nutzte ich um immer mal wieder Moospolster am Straßenrand und auf Grundstücksmauern an denen ich vorbei kam etwas genauer zu betrachten. Moosbecherlinge im engeren Sinne konnte ich dabei leider nicht finden.

Dafür rauhe Mengen dieser kleinen weißen Becher, die ich als Bryoscyphus dicrani bestimmte.

Apothecien bis 1,5-2mm, meist kleiner

Massenaspekt. Das Wirtsmoos sollte C. purpureus sein.

vergrößert:

nach etlichen Funden kann ich sie mittlerweile schon ohne mich zu bücken aus fast 2m Höhe benennen.

Entweder sie haben ein gutes Jahr oder sie sind in meiner Gegend im Gegensatz zu den gefärbten Verwandten einfach recht häufig.

Haken+

Iod-

Sporen lanzettförmig, glatt: 16) 17.4 - 20.5 (21.1) × (6) 6.2 - 7 (7.5) µm Q = (2.6) 2.64 - 3.1 (3.2) ; N = 20

Den zweiten Fund, den ich vorstellen möchte machte ich an einer vertikalen Seite eines großen (Silikat-) Sandsteinquaders. Es handelt sich um gruppierte reinweisse "Eiszapfen" bis ca 1,5mm Länge auf abgestorbenem Moos/Rhizoid. Wie erwartet gestaltet sich die Bestimmung schwierig. Die Sporenmaße passen gut zu Mucronella calva, die allerdings auf Holz (ausschließlich?) vorkommt. Ebenfalls in Frage kommt Ceratellopsis spec. die auf abgestorbenen Moosen vorkommen soll, was besser passt, für sie werden jedoch größere Sporenmaße angegeben. Kristalle, Schnallen und amyloide Sporen sind wohl kein Trennmerkmal da bei beiden Gattungen beschrieben. Ich kann daher keine definitive Zuordnung treffen. Aber vielleicht hat sich ja jemand von euch bereits eingehender damit beschäftigt und hat eine Meinung dazu?

Kristalle

Spitze steril siehe Beitrag unten!

Sporen (ohne Apiculus):

(4.9) 5.2 - 5.9 (6) × (2.4) 2.5 - 3 (3.1) µm

Q = (1.8) 1.9 - 2 (2.2) ; N = 21

(mit Apiculus):

(5.4) 5.7 - 6.4 (6.6) × (2.4) 2.6 - 3.06 (3.1) µm

Q = (1.9) 2 - 2.3 (2.4) ; N = 19

Viele Grüße

Ingo

Servus Andreas, davon habe ich auch gelesen, ich bin aber nicht recht davon überzeugt dass diese Knötchen wirklich die „Fangorgane“ sind. Die Nahrungsquelle der hier in Frage kommenden Nematoden ist abgestorbenes Material wie verrottende Pflanzen- oder Pilzteile. Daher sollte die Masse an Nematoden auf dem Substrat (Holz, Moos etc) zu finden sein. Folglich wäre es mE. für den Pilz am sinnvollsten sie auch dort an seinen Hyphen zu fangen. Die fraglichen Knöpfchen befinden sich aber an den Lamellen (relativ) weit davon entfernt- das macht für mich keinen Sinn.

Wie weite Ausflüge die Nematoden auf Erkundungstour unternehmen weiß ich allerdings nicht. Zumindest habe ich sie aber noch nie auf den Lamellen frischer Pilze mikroskopisch nachweisen können- auf halbverwesten Belegen jedoch regelmäßig

Leider konnte ich bisher im Netz keine genauen Informationen dazu finden wo genau sich die Hyphenfallen befinden.

Was ich aber fand ist ein sehr beeindruckender Film von Frau Prof. Nordbring-Hertz et al. über die Typen von Nematophagie bei Pilzen, jeweils mit exzellenten in vivo! Aufnahmen illustriert.

Viele Grüße

Ingo

Servus Freunde der Ziergewächse, mit diesen tollen Anregungen musste ich natürlich auch mal nach Mahonien sehen. Interessanterweise fand ich sie gleich an mehreren Spielplätzen als Begrenzung (vielleicht um die Schratzen von den Hecken fernzhalten? ). Ein paar tote Ästchen waren schnell eingesteckt.

Zu meiner Überraschung fand ich aber keine riesigen Schneeschuh-Sporen - sondern winzige Äuglein!

Sie gehören nach Ellis wohl zu Diaporthe detrusa und sind zwar deutlich kleiner, aber wie ich finde nicht minder hübsch anzusehen.

Also es lohnt sich der Griff in die Dornen, egal was dabei rauskommt.

Viele Grüße Ingo

Hallo Morena, die Bilder des Eingangsposts sind wirklich toll mit der Taschenlampe inszeniert! Wenn auch vielleicht nicht absichtlich kommt das Setting einem Horrorstreifen durchaus nahe!

Der Pilz ist ja wenn man den Masstab berücksichtigt wirklich riesig. Auch wenn Einzelfruchtkörper in günstiger Umgebung schon mal die üblichen Maße sprengen können denke ich doch dass da einiges aufgrund der Größe schon ausscheidet. Ich werfe daher unter Berücksichtigung der Sporenfarbe und des Begleitbaums mal einen der großen Kremplinge (zB Paxillus validus) und Geschwister in den Ring. Vielleicht erklärt sich ja einer der Spezis mit breitem Wissen hier noch bereit ein Stückchen deines getrockneten Pilzes zu mikroskopieren, möglicherweise kommst du dann zumindest der Gattung näher.

Viele Grüße

Ingo

Servus, diese kleinen weißen Knötchen an den Lamellen kenne ich nur von Pleurotus.

VG Ingo