Beiträge von mollisia

Hallo Thomas,

ja, das Holz kann er damit bestimmen, aber es ging ja darum wer die Verfärbung verursacht ....

LG, Andreas

Hello Steve,

beli is correct, this is a Cortinarius species. Unfortunately you have only old fruitbodies, so the true colours are not known. Nevertheless they remind me at Cortinarius infractus, to which the roundish spores would also suite well. If you still have the fruitbodies, you can taste wether they are very bitter.

If not, the collection will remain undeterminable.

all the best,

Andreas

Hello Steve,

a warm welcome to the forum and hopefully we can contribute to your inventarisation of the Fungi of Malta. There are some people here familiar with the mediterranean fungus flora.

What concerns this "gall", I have some doubt that it really is fungal. And even more doubt that it originates from the gill edge of this Agaricales. May be this could be a myxomycete?

all the best,

Andreas

Hallo,

neben "unserem" Judas-Ohr A. auricula-judae und dem weltweit tropisch/subtropisch verbreiteten Wolkenohr A. polytricha gibt es noch einige weitere "Ohren"-Arten. In Äthiopien habe ich vier oder fünf Arten finden können. Eines der wichtigsten Unterscheidungsmerkmale ist das Vorhandensein bzw. Fehlen einer mittleren Hyphenschicht (Mediostratum).

Bei Begutachtung von Handelsware bin ich nicht immer mit der Originalbezeichnung der Lieferung einverstanden. Entweder stimmt die Literatur diesbezüglich so nicht, oder die Zuchtpilze werden teilweise falsch etikettiert. Im Regelfall ist dem Abnehmer das egal, Hauptsache es ist Auricularia spec.. Aber wollen explizit das Schwarze Wolkenohr, also unsere A. auricula-judae, und da habe ich schon Bestimmungsprobleme gehabt weil ich mikromorphologisch als A. polytricha agg. bestimmt hätte, der Händler mir aber glaubhaft versichert hat dass die Ernte von einem anerkannten Zuchtstamm von A. auricularia-judae sei.

Spannendes Thema, und ein kleine überschaubare Artengruppe die es sich mal lohnen würde aufzuarbeiten ....

beste Grüße,

Andreas

Hallo,

also ich hielt das für die sogenannten "Bürstenzellen" in der Huthaut einer Gruppe von Schwindlingen. Konkret dachte ich an den Hornstiel-Schwindling (Marasmius cohaerens).

Dass die Bürstenzellen zu etwas dienen war mir nicht bekannt, da bin ich mal gespannt

Allerdings sieht das Bild von Stefan nicht gerade nach Marasmius cohaerens aus, also scheint es eine andere Art der Subsektion Sicci zu sein. Ich tippe dann mal auf einen Gewächshaus oder Blumentopf-Fund?

Die Gattung Marasmius und weitere ähnliche Gattungen sind in den Tropen immens viel artenreicher als in den gemäßigten Zonen, und die meisten Arten sind noch gar nicht beschrieben. Aber auch die bereits beschriebenen Marasmius-Arten erreichen so langsam die 1000!

beste Grüße,

Andreas

Hallo zusammen,

Zitat von Hagen Graebner

Zitat von mollisia

zu den Cracks gehöre ich zwar nicht,

Na Andreas - jetzt stellst Du Dein Licht aber arg unter den Scheffel, Du hast wahrscheinlich schon mehr über Pilze wieder vergessen als viele von uns gelernt haben ...

also das bezog sich auf das Thema, nämlich Dungpilze, und darf schon so stehen bleiben. Was diese (und leider auch noch viele weitere) Pilzgruppen betrifft, da nehm ich die halt auch eher so gelegentlich mit und sie gehören bestimmt nicht zu den Gruppen in denen ich tiefer drin bin. Drum auch immer mal wieder eine Anfrage von mir dazu hier im Forum oder bei AscoFrance. Und freue mich dann, dass es die richtigen Cracks gibt, die mir dann über die eine oder andere Hürde helfen.

beste Grüße,

Andreas

Hallo,

Phanerochaete sanguinea kommt eigentlich auf Nadelholz vor, nicht auf Laubholz.

Pycnoporus cinnabarinus wäre mehr orange, nicht so rot.

Insofern wäre Hyphodiscus hymeniophilus schon mal ein guter Kandidat, aber es gibt da noch einige mehr im Pilzreich. Z. B. Leptospora rubella, allerdings ein Pilz der eher auf Kräuterstängeln als auf Holz wächst. Patellaria sanguinea färbt Holz rot. Wahrscheinlich gibt es noch weitere, und ferner kann es sich ja auch um etwas nicht-pilzliches handeln.

beste Grüße,

Andreas

Hallo Stefan,

stammt von einem relativ kleinen, relativ zähen Pilz, oder?

beste Grüße,

Andreas

Hallo Hagen,

zu den Cracks gehöre ich zwar nicht, aber Saccobolus beckii hatte ich schon öfters. Ist meiner Einschätzung nach einer der häufigeren Saccoboli/Saccobolüsser. Mit so groben Placken als Ornament kommt da kaum was anderes in Frage, und wenn die SPorengröße noch dazupasst dann würde ich den als gesichert ansehen.

beste Grüße,

Andreas

Hallo,

ich wäre mir auch sicher dass Nr. 1 Biscogniauxia nummularia ist. Der hochgestellte Rindenrand ist typisch für die Gattung.

Nr. 2 ist ein Rindensprenger, und wenn er sich glitschig anfühlt dann ist er auch frisch und kann gut mikroskopiert werden.

Nr. 3 würde ich auch an Radulomyces confluens denken. Meist wird der mit KOH mehr oder weniger deutlich gelb und ist dann schon makroskopisch zu erkennen.

Nr. 4 ist Coriolopsis gallica, man sieht an den Bruchstellen die braune Trama.

beste Grüße,

Andreas

Hallo Bernd,

Kongorot/SDS verträgt sich nicht mit KOH, und da ich viel mit Herbarmaterial arbeite, insofern auch viel in KOH aufquelle, benutze ich Kongorot/SDS eigentlich nie. Bei Frischmaterial kann man ebensogut auch Kongorot/Wasser nehmen, dann vermeidet man das Schäumen vom SDS wenn man das Fläschchen mal etwas schüttelt.

Da die Färbeeigenschaften von Kongorot in allen Medien dieselbe ist, hat das Lösungsmedium nur die Aufgabe wie weich und aufnahmefähig das Gewebe dadurch wird. Das ist bei NH3 und bei SDS natürlich etwas besser als in reinem Wasser. Bei Frischmaterial aber völlig egal und insofern einfach eher Geschmacksache.

beste Grüße,

Andreas

Hallo,

zunächst mal muss man doch unterscheiden, ob man Frischmaterial untersucht oder Herbarmaterial.

Bei Frischmaterial ist immer Wasser die beste Lösung, bei inoperculaten Discomyceten sogar +/- zwingend.

Farblose Sporen mikroskopiere ich meist in Kongorot (egal ob in NH3 oder in H2O) und mache es da auch oft so dass ich nur eine Spur Kongorot in den Wassertropfen ziehe um eine entsprechende Verdünnung zu erzielen. In Kongorot färben, Farbstoff abziehen und durch Wasser (GSM, Milchsäure, ....) ersetzen ist zwar theoretisch gut von der Färbungswirkung her, aber man zieht sich eine Menge freier Sporen aus dem Präparat dabei.

Melzers verwendet man dann wenn die Frage nach Amyloidität oder Dextrinoidität im Raum steht. Also auch bei Cortinarius, Hebeloma, Galerina. Ob man dann auch gleich die Sporenmaße nimmt, hat meiner Erfahrung nach keinen Einfluss auf die ermittelten Werte bei den Braunsporern.

Aufpassen muss man aber immer dann, wenn man Farbstoffe verwendet die (auch) das Zellplasma anfärben. Also Phloxin, Melzers, Baumwollblau (bei nicht-cyanophilen Sporen) und ähnliches. Denn es kann sein dass sich die Wand schlechter oder gar nicht färbt, der Inhalt dagegen schon. Dann kommt man zu zu kleinen Messwerten. Besonders ist dies die Gefahr bei Herbarmaterial das nicht richtig aufgequollen ist.

Herbarmaterial färbe ich immer mit Kongorot (NH3). Wenn das nicht reicht zum Aufquellen, dann quelle ich erst in KOH 3 % und färbe dann mit einer Spur Kongorot an. Aufquellen mit Wasser hat bei mir noch nie funktioniert, ich versuche das schon gar nicht mehr.

Tests auf Amyloidität, Dextrinoidität, Cyanophilie, Metachromasie und Porus-Reaktionen lege ich immer direkt ins Reagenz ein, ohne vorher KOH zu verwenden. Dann spannt zwar das Gewebe oft nicht richtig auf, aber darum gehts ja dann in diesem Präparat auch nicht, sondern nur um den Nachweis einer entsprechenden Reaktion.

Man muss also oft mehrere verschiedene Präparate machen, bis man alle Merkmale seines Pilzes zusammen hat!

Eventuell ist es auch wichtig sich bei einer Monographie mal den Methodik-Teil durchzulesen, wenn man Dinge nachvollziehen will, und dann zu Vergleichszwecken eben nach dieser Methodik zu mikroskopieren auch wenn mans sonst anders macht.

beste Grüße,

Andreas

Hallo Alis,

ja, da hast Du natürlich absolut recht. Wenn es ums Messen geht, dann ist ein Präparat in Wasser das beste. Aber aus Exsikkaten heraus messe ich dennoch eigentlich immer in KOH. Nur Baumwollblau eignet sich überhaupt nicht zum Messen, weil die Sporen durch die Milchsäure sich zusammenziehen und dadurch tendenziell schmäler werden. Du bekommst also meist kleinere Breitenmaße dann.

beste Grüße,

Andreas

Hallo,

ja, eine Art aus der Glimmertintlings-Gruppe.

Die sind aber auch mit Lamellen nicht makroskopisch unterscheidbar. Wichtig sind Vorhandensein/Fehlen von Stielhaaren und die Sporenform. Meistens ist es aber der Gewöhnliche Glimmer-Tintling (Coprinellus micaceus).

beste Grüße,

Andreas

Hallo Alis,

was möchtest Du denn in Wasser anschauen? Ich wüsste nichts was da Sinn macht.

Die Sporen hast Du ja schon gut gesehen, die würde man ggf. mit Baumwollblau anfärben um ein eventuelles Ornament besser erkennen zu können. Alles andere ist bei den Moosbecherchen kaum von größerer Bedeutung, und wenn ich mir schon was anschauen würde, dann würde ich es auch zur besseren Sichtbarkeit mit Kongorot anfärben. Also wie immer mit KOH 3% aufquellen und dann mit Kongorot anfärben.

beste Grüße,

Andreas

Hallo,

in der ursprünglichen Liste des Thread-Eröffners steht eine ganze Menge Zeugs drin, dass sich nicht eignet, und auch Glamalc ist in seiner hier beschriebenen Verwendung als Mikroskopiermedium eigentlich nicht geeignet.

Man kann eigentlich sagen, dass eine schwache Lauge das übliche zum Aufquellen eines Präparats ist, und hierbei ist für mich trotz vieler Versuche KOH 3% das einzig wirklich gute Mittel. Höherprozentige Laugen ebenso wie Säuren greifen das Gewebe mehr an als dass sie es einfach nur aufquellen. Die ganzen Glycerin-basierten Mischungen sind für Dauerpräparate gedacht, aber nicht zum Aufquellen. Selbst Kongorot/Ammoniak mit dem 10%igen Ammoniak drin quillt nicht so gut wie KOH3%. Meine bevorzugte und einzig übrig gebliebene Vorgehensweise ist das Aufquellen in KOH 3% und anschließend Anfärben mit Kongorot/NH3. Ob man das KOH absaugt oder nicht ist egal.

Glamalc ist en Mittel um zu spröde Exsikkate etwas anzuweichen damit man sie schneiden kann ohne dass sie in tausend Krümel zersplittern. Es enthält viel Alkohol, damit es wieder restlos verdunstet und das Exsikkat nicht nachhaltig beschädigt. Zum aufquellen eigentlich nicht geeignet.

Was nicht gemacht werden sollte, das ist das Aufquellen mit KOH wenn anschließend mit Melzers auf Amyloidität oder so geprüft werden soll und auch nicht bei Brilliantkresylblau. Hier bitte direkt vom Exsikkat ins entsprechende Medium. Quillt dann zwar nicht so gut, ist aber auch egal weil es ja um einen Nachweis einer Reaktion geht, da muss ich das Gewebe nicht dafür aufquellen. Ansonsten, wenn man das vorher in KOH aufquellen möchte, dann gut mit Wasser spülen.

Der Quelleffekt von KOH 3% auf pilzliche Zellen gleicht meiner Erfahrung nach den Schrumpfeffekt durchs Trocknen etwa aus. Jedenfalls habe ich in vielen untersuchten Fällen keinen Unterschied zwischen Maßen von Frischmaterial und Maßen von gequollenem Herbarmaterial finden können. (Gilt natürlich nicht für den Vital-Tot-Effekt bei inoperculaten Ascos!).

Ach ja, und Anwärmen bringt offen gestanden vor allem den Effekt, dass es viele Zellen zerstört. Selbst bei Baumwollblau/Milchsäure, wo man überall lesen kann dass man das Präparat erwärmen soll, kann ich nur wenig besseren Effekt durchs Erwärmen erkennen. Lediglich beim Nachweis der siderophilen Granulation sollte das Präparat tatsächlich dann in der Karminessigsäure erwärmt werden, ansonsten kenne ich keinen Fall wo das einen wesentlichen Vorteil bringt, und selbst KES geht oft auch ohne Erwärmen ....

Das ist jetzt zwar keine Antwort auf Deine Frage, Bernd, sorry, aber ich wollte das alles was im Thread geschrieben wurde nicht so unwidersprochen stehen lassen.

beste Grüße,

Andreas

Hallo Alis.

in vivo veritas und Vitaltaxonomie bezieht sich in erster Linie auf inoperculate Ascomyceten. Bei den operculaten ist das in den allermeisten Fällen problemlos(er), so in totem Zustand zu mikroskopieren.

Ich denke wie Nobi auch, dass Du Octospora gyalectoides gefunden hast.

beste Grüße,

Andreas

Hallo,

Zitat von nochn Pilz

Hast Du es denn schon?

Ich warte seit vier Wochen drauf, die erste Auflage ist wohl schon vergriffen.

kann ich mir nicht vorstellen dass das vergriffen ist. Ich konnte es noch vor drei Wochen ganz normal in größerer Menge bestellen, und ich habe auch jetzt noch reichlich auf Lager.

beste Grüße,

Andreas

Hallo Gerd,

Sieht für mich etwas nach C. luteobrunnescens aus. Der gehört in die cliduchus (= olidus)-Verwandtschaft und sollte abgetrocknet auch so eine etwas körnelig wirkende Hutoberfläche haben. Was mich mehr noch stört ist die rosarote KOH-Reaktion, die passt weder zu einem der cliduchi, aber auch nicht zu percomis.

beste Grüße,

Andreas

Hallo Jörg,

wenn Du die Gegenüberstellung aufmerksam durchliest, dann wirst Du feststellen dass sich die Arten durch die Form der Nebenfruchtform (gestielt/ungestielt) und durch die Septierung der Sporen unterscheiden lassen.

Zu beidem machst Du keine Angaben - folglich wird Dir auch niemand eine Antwort auf deine Frage geben können.

beste Grüße,

Andreas

Hallo,

der erste Cortinarius nur von oben dürfte unbestimmbar bleiben, aber Bild 2-4 ist sicher Cortinarius anserinus.

Zu dem Mischbild gebe ich Dir recht dass links Cortinarius varius ist, aber dass die anderen percomis sein sollen glaube ich noch nicht so ganz. Außer deine Bilder wären ungewöhnlich blass. Aber selbst dann wäre noch das ockergelbe Velum etwas ungewöhnlich. C. percomis ist eigentlich knallgelb im Fleisch, so wie splendens, und auch der Hut ist orange - sieht varius zum verwechseln ähnlich von oben.

beste Grüße,

Andreas

Hallo,

>>Das feinkörnige Glitzern kommt von kugelrunden Cystiden mit glatter Oberfläche und 25-50 my Diam.<<

nein, das sind Velumzellen, keine Zystiden.

Es ist eminent wichtig, bei Tintlingen sicher zwischen Zellen des Velums und Zellen der Huthaut unterschieden zu können, sonst landet man von vornherein in falschen Teilschlüsseln! Bedeutet auch, dass ihr Tintlinge so transportieren müsst, dass ihr zu Hause noch das Velum mikroskopieren könnt, und zwar NUR das Velum und nicht etwa ein Stück Huthaut dazwischen. Beide Fruchtkörperteile können runde Zellen haben, und es ist entscheiden zu wissen, ob das Velum nur oder auch runde Zellen hat. Wenn ihr da Huthaut aus Versehen mit ins Präparat bringt, dann sind die runden Zellen nicht mehr zuordenbar und führen Euch auf falsche Wege.

beste Grüße,

Andreas

Hallo Bernd,

viele der Lachnellulas kommen auf allen möglichen Nadelhölzern vor, auch wenn viele ein "Lieblingssubstrat" haben. Gerade auf Kiefer kannst Du praktisch alle Arten finden, und die Nähe zu Harz leider kein wirkliches Indiz. Lass es einfach bei Lachnellula spec., alles andere ist reine Raterei und suggeriert eine gewisse Wahrscheinlichkeit der Bestimmung die aber nicht gegeben ist.

Die Arten von Lachnellula lassen sich zumeist ganz gut mit wenigen gut erkennbaren Mikro-Merkmalen bestimmen, eignen sich also gut zum Einstieg ins Mikroskopieren. Sporen und Porus-Reaktion reicht oft schon. Daher ein Präparat in Leitungswasser, eventuell brauchst Du dann doch noch Lugolsche oder Baralsche Lösung für die Porus-Reaktion. Möglichst Frischmaterial mikroskopieren, da sieht man viel besser als aus Exsikkatmaterial!

beste Grüße,

Andreas

Hallo,

da würde ich zunächst mal fragen wollen, was Du unter "günstig" verstehst. So eine Stereolupe kostet neu ca. 170 Euro - nun kannst Du selbst schauen ob Du sie günstig angeboten bekommst.

Zum Einsatz zum Pilze bestimmen muss ich klar sagen: Eine Stereolupe bringt Dich kein Stück weiter als eine normale Lupe auch - aber es ist seeeehr viel bequemer unter einer Stereolupe mit Bewegungsfreiheit zu arbeiten, als mit einer Einschlaglupe und zusammengekniffenem Auge! Aber Bestimmungsmerkmale, die du mit einer normalen Lupe nicht erkennen kannst bringt sie dir auch nicht. Sie kann niemals ein Mikroskop ersetzen, aber dieses wunderbar ergänzen.

Vorsicht auch vor dem Handelsnamen "Stereomikroskop"! Das ist einfach nur ein anderer Name für eine Stereolupe und hat mit Mikroskop NICHTS zu tun. Zwei wirklich unterschiedliche Geräte!

beste Grüße,

Andreas

Hallo Gerd,

schöne Funde!

Nur den Hasen-Stäubling würde ich als Beutel-Stäubling ansehen wollen. Der Hasen-Stäubling hat keine so feinen Flocken auf dem Scheitel, reißt dafür feldrig auf. Auch der zusammengezogene Stielteil passt besser zum Beutel-Stäubling.

beste Grüße,

Andreas