Beiträge von UmUlmHerum

Hallo miteinander!

Nun bin ich endlich dazugekommen, die Fotos meiner angekündigten Versuchsreihe aufzuarbeiten.

Ich habe am 12.09.26 Sulfovanillin angerührt und eine 1-ml-Einwegspritze luftblasenfrei damit aufgezogen, dann ab in den Wald. Vom Anrühren bis zum letzten Test vergingen knapp 3 Std., die Reaktionsstärke hat in dieser Zeit nicht nachgelassen ––> das SV hat trotz dieser Zeitspanne unverändert funktioniert.

Insgesamt habe ich Fruktifaktionen auf 5 Substraten (große liegende Buchen) beprobt. Die Frk. lagen manchmal mehrere Meter entfernt von einander auf dem selben Stamm. Es gab eine ganze Bandbreite von (Farb-)Reaktionen: von schwarz-weinrot, über weinrot bis rosa und auch weiß! In manchen Fällen verblasste das Weinrot ziemlich schnell.

Tendenziell färben trocknere Fkr. stärker als frischere. Es ist aber nicht immer so, auch saftig-junge Frk. zeigten manchmal eine starke Reaktion. Es gab auch Frk., die keine Rot-Färbung zeigten. Bei manchen davon wude das gelbe SV weiß – wie Milch! Auf Bild "Substrat 5d" seht Ihr auf dem Foto unten links, dass der Hutrand stark reagiert, wenige Millimeter in Richtung Hutmitte schon deutlich schwächer. Manche Beprobungsstellen habe ich mit türkisfarbenen Punkten markiert. Ich glaube, der Rest ist selbsterklärend.

Auf alle Fälle gibt es keine klare Aussage von wegen die eine Art reagiert auf SV weinrot, die andere Art reagiert nicht. Abgesehen davon, wissen wir ja gar nicht, ob bei meinen Tests überhaupt mehrere Arten beteiligt waren...

Schaut Euch mal die Bilder an – ich bin neugierig auf Eure Meinungen dazu!

Gute Nacht – Rika

Substrat 1: Die Frk. der oberen Reihe befanden sich einige Meter links von denen auf dem Foto

Substrat 2: Hier war der räumliche Abstand zwischen den Frk. der oberen und unteren Bildreihe weniger groß

Substrat 3a: Hier habe ich mal verschiedene Stellen am Frk. beprobt

Substrat 3b: Vergleich, wie sich die Farbreaktion innerhalb von 2 min. abschwächt

Substrat 4: Auch hier einmal ein Vergleichsbild mit 6 min. Wartezeit (rechts unten)

Substrat 5a: Hier zuerst ein Überblick und auch mal Fkr. von unten – ohne SV-Test

Substrat 5b:

Substrat 5c:

Substrat 5d:

Substrat 5e:

– Ende Gelände –

Servus Felli,

ja, ich bin – wg. der Sporengröße + Septenanzahl + rauem/schuppigen Stiel. Wenn Du es in Zahlen genau wissen willst, muss ich nachschauen. Lothar hat sie mir anhand der Mikros auch bestätigt.

Gute Nacht – Rika

Hi Wolfgang,

ich habe auch ein paar Sachen, die ich zu Pablo (Alvalab) schicken möchte. Dann kann ich die Wiesenkoralle auch selbst mit dazunehmen.

Weißt Du auswendig, welche Sequenzen sinnvollerweise gecheckt werden sollten? ITS allein wird wohl nicht zielführend sein – ITS hat bei Lentaria auch nur "Typhula" ergeben, mit LSU fanden wir immerhin Übereinstimmungen zu 4 weiteren Genbank-Einträgen der vermutlich selben Art (L. albovinacea) – da müssen die Gattungsgrenzen + Arten auch noch erforscht werden. Für meine kritischen Arten werde ich jeweils eine Multi-Gen-Analyse veranlassen, kostet halt ein paar Euro mehr.

Insgeheim hatte ich gehofft, Du könntest die Sequenziererei über die DGfM abwickeln oder weißt was über entspr. Projekte...

Viele Grüße – Rika

Hallo Wolfgang,

das Vorkommen dieser Wiesenkoralle befindet sich in einem Privatwald, der ganz aktuell genau in diesem Bereich durchforstet werden soll. Vorhin habe ich mit dem zuständigen Förster eine Begehung am kommenden Donnerstag vereinbart, um zu versuchen, zu retten, was zu retten ist. Aber ich habe große Bedenken, da es künftig vermehrten Lichteinfall (Besonnung) geben und sich das ganze Mikroklima verändern wird. Weitere Vorkommen dort: Helvella fallax, Hymenoscyphus carpini, Hymenoscyphus fagineus, Spathularia flavida, Tectella patellaris, Postia guttulata (siehe https://www.pilze-deutschland.…a-peck-j%C3%BClich-1982-1; in unserer Gegend kaum kartiert), ein resupinater, rotbräunlicher Porling auf Lärche (noch unbenannt, Björn Wergen hat ihn letzte Woche mitgenommen, ich habe auch Mikros davon inkl. Sporen + Beleg) und jeden Menge "üblicher Arten" – von Lactarius circellatus über div. Russula zu den lärchenbegleitenden Schmierröhrlingen, Schwefel- und Riesenporling usw.

Aufgrund der anstehenden Durchforstung und den nicht abschätzbaren Folgen wäre es m.E. sinnvoll, mein 2024er Exsikkat doch gleich zu sequenzieren, bevor es unbrauchbar wird. Oder was meinst Du?

Viele Grüße – Rika

Hallo Wolfgang,

C. umbrinella sollte dickere Äste haben, ist nicht so grazil, siehe z.B. bei gbif. Diese Art scheint ja ganz gut untersucht zu sein (inkl. zumindest ITS – reicht das in dieser Gattung??).

Meine "Synonyme" bzw. sehr ähnliche "Arten" laufen unter C. luteo-ochracea, rufipes und microspora.

Viele Grüße – Rika

Hallo Wolfgang,

dank' Dir für die Infos!

Der Beleg ist vom Okt. 2024, der wäre jetzt noch nicht zu alt; anbei ein Foto, wie das Exsikkat frisch ausgesehen hat. Damals habe ich die Teile auch durchmikroskopiert. Aber vermutlich willst Du eigene Mikros machen?! Gerade nachgeschaut: die Sporen sind echt klein, mit meiner Optik kann ich da beim besten Willen nicht erkennen, ob die feinwarzig sind, aber einen großen Öltropfen und einen großen Apiculus haben sie. Also dann doch Clavulinopsis?

Falls es noch mal ordentlich regnen sollte, könnten sie noch kommen. Schau' ma mal...

Viele Grüße – Rika

Hallo Wolfgang,

wie ist das – zumindest "früher" sagte man, dass Clavulinopsis glatte Sporen hätte und Ramariopsis feinwarzige. Ist das überholt? Wonach werden diese beiden Gattungen nun unterschieden? Meine Aufsammlung hatte jedenfalls glatte Sporen...

Dieses Jahr sind sie noch nicht erschienen – zu trocken bisher. Noch dazu sind Baumfällarbeiten in diesem Bereich angezeichnet, der genaue Wuchsort könnte jedoch verschont bleiben.

Gerade habe ich mal in meinen Belegen gesucht: Ein bisschen was habe ich getrocken, siehe Foto (zum Größenvergleich: der Erdbollen ist 15 mm lang). Willst Du was davon (wieviel?) zum Sequenzieren haben?

Viele Grüße – Rika

Hallo Wolfgang,

Zitat

Bei Dir wachsen CHEGD-Arten mitten im Nadelwald?

das kommt schon vor. So hatte ich Geoglossum fallax im reinen Fichtenforst (nur vereinzelt frühzeitig geschnittene Laubbäume (Buche, Weide) als Stubben Ø 10 cm), siehe Foto – im Hintergrund Spitzkeulchen Clavaria falcata, in reiner Nadelstreu. In einem anderen Wald mit altem Baumbestand (Weisstanne, Fichte, Lärche, Buche, Roteiche, Ahorn) gab es wiederholt diese hübsche Wiesenkoralle – über den genauen Artnamen gibt es wohl generell noch keine Klarheit, daher nenne ich sie erstmal Clavulinopsis luteo-ochracea-rufipes. Gleich daneben kam letztes Jahr der kleine Schleimfuß-Saftling Hygrocybe glutinipes und wiederum die Wiesenkoralle... Ein paar Meter weiter unter Buche-Hainbuche fruktifiziert nun schon im 3. Jahr die Glattstielige ("schwarze") Helvella fallax.

Viele Grüße – Rika

Hallo Harald & Björn!

Merci für Eure Anmerkungen!

––> Also ist die Konzentration nicht wirklich festgelegt. ––> Nun, mein Plan ist: Ich werde die Mischung unmittelbar vor dem Weggehen herstellen, in eine 1-ml-Einwegspritze füllen, und zu meinen derzeitigen (wirklich zahlreichen) Austernbänken mitnehmen ––> dann jeweils den SV-Test vor Ort durchführen + Doku-Foto dazu. So werde ich jedenfalls für alle Frk. die gleiche Konzentration verwendet haben, und 2-3 Std. sollte sich das SV schon halten!?*) Da es dort auch jede Menge angetrocknete bzw. trockene Frk. gibt, wäre dies auch interessant.

*) Sollte sich die Wirksamkeit des SV während der Tour abschwächen, würde ich das ja ggf. an einer veränderten (auch abgeschwächten)? Farbreaktion sehen.

Aber ich habe gerade keine Zeit, 30...40 Proben auch noch mikroskopisch zu überprüfen. Jetzt schau ich mal, ob sich diese (zarteren) weißen Exemplare durchgehend von den graubraunen durch SV unterscheiden lassen. Dann sehen wir weiter...

Viele Grüße – Rika

Hallo Emil,

Deine Einwände sind nachvollziehbar und verständlich.

Ich habe nicht mikroskopiert, sondern nur mal zwei Büschel ausgewählt, die sich farblich stark unterschieden – praxisnah im Feld sozusagen.

Die Frk. waren am Montag, als ich sie "geerntet" und am Abend einem Vereinskollegen zum SV-Test übergeben hatte, im ± gleichen Zustand, was die Feuchte betraf.

Wie man jedenfalls sehen kann,

Zitat von zuehli

...

Nach meiner Erfahrung lassen die sich immer noch mit der Sulfovanillin-Reaktion (weinrote Färbung) auseinander halten, die bei ostreatus deutlich ausfällt und bei pulmonarius garnicht bis schwach.

...

hat sich Haralds Aussage bei unserem aktuelle Test mit angetrockneten Frk. bestätigt. Andreas' G. Vorbehalte gegenüber (sehr) nassen Frk. ist bestimmt auch richtig.

Nachdem immer noch eine Menge "Sommeraustern" wachsen, plane ich, SV in einer kleinen Einwegspritze mitzunehmen und vor Ort Massentestungen durchzuführen.

Für mich stellt sich noch die Frage, in welcher Konzentration man das SV anmischen sollte? Ich habe Schwefelsäure 65% + die Vanillin-Kristalle. Dörfelt schreibt für mikr. Studien 1 g "Valinin" (Schreibfehler) mit 10 ml 75%iger Schwefelsäure – ich habe keine Feinwaage! Die Konzentration könnte ja auch eine Rolle bei der Reaktion spielen. Was meint Ihr?

Viele Grüße – Rika

Guten Abend zusammen!

Liebe Kristin, verzeih' bitte, wenn ich (noch mal) in Deine Frage reingrätsche.

Aber zuerst schnell noch eine kurze Antwort zu Deiner Frage: (1) Die "Engelsohren" Pleurocybella porrigena wachsen auf Nadelholz – Austern können das zwar auch, aber das kommt nur sehr selten vor, die Frk. sind dort i.d.R. nur vereinzelt und klein; ich habe Austern auf Fichte zwar schon einige Male gesehen, sie waren immer grau/graubraun, nie rein weiß. (2) Die "Engelsohren" haben keinen Stiel – man kann sie am ehesten mit jungen Stümmelfüßchen (Gattung Crepidotus) verwechseln, aber letztere haben braunes Sporenpulver. Recht informativ ist die Seite von Wikipedia hierzu: https://de.wikipedia.org/wiki/…6rmiger_Wei%C3%9Fseitling

Nun wieder zu den "Sommeraustern":

Wir haben inzwischen verschiedene "Sommeraustern" mit Sulfovanillin getestet: Die Fruchtkörper waren schon 3 Tage gelegen und daher ein wenig angetrocknet. Die Sulfovanillin-Reaktion war überaus deutlich:

Damit können wir bestätigen, dass dieser Test auf leicht angetrockneten Fruchtkörper sehr gut funktioniert! Vermutlich ist das im Moment die einzig sichere und schnelle Methode, um die beiden Arten zu unterscheiden. Die Frk. dürfen anscheinend nicht wässrig sein – das macht ja auch Sinn wg. Verdünnung. Und nun ist mir, die diese Frk. gesammelt hat, auch bewußt, dass auf dem gleichen Substrat (hier von liegender Buche) sowohl Pleurotus ostreatus als auch P. pulmonarius gleichzeitig fruktifizieren können! Inwieweit Zuchtaustern-Gene hybridisiert sind, wissen wir natürlich weiterhin nicht...

Dank für die spannende Diskussion!

Viele Grüße – Rika

Lieber Stefan,

ganz herzlichen Dank für Deine Links! Genau so was habe ich gesucht!

Jetzt habe ich den Zweiten (IMA Fungus 2020, The saprotrophic Pleurotus ostreatus species complex) mal quer gelesen – das ist wirklich erhellend!

Ein kurzes Fazit: P. ostreatus und P. pulmonarius sind genetisch wirklich "weit" von einander entfernt. Und es gibt eine Erklärung, warum sie morphologisch so schwer zu unterscheiden sind – ich zitiere aus einer online-Übersetzung (die Unterstreichungen sind von mir):

Zitat

... Die Abgrenzung der Arten gestaltete sich jedoch aufgrund phänotypischer Plastizität und morphologischer Stasis [Zeitraum ohne Veränderung] lange problematisch.

... Es wurde bereits vermutet, dass sich die nordamerikanische Population von P. pulmonarius in Morphologie, Paarungsverhalten und anderen Merkmalen von der europäischen Population unterscheidet (Petersen und Hughes 1993; Vilgalys et al. 1993), was durch unsere Daten bestätigt wurde.

... Unsere Ergebnisse deuten darauf hin, dass sich die DNA-Sequenzen in diesen phylogenetischen Arten schneller entwickelt haben könnten als die morphologischen Merkmale. Diese Taxa könnten relativ jung sein und hatten daher möglicherweise nicht genügend Zeit, um morphologische Divergenzen zu entwickeln

Eine gute Nacht & viel Regen wünscht – Rika

Hallo miteinander!

Hat vielleicht jemand eine zugängliche Veröffentlichung zur genetischen Untersuchung der beiden(?) Arten? Ich würde mich sehr dafür interessieren, andere hier Forum vermutlich auch.

Viele Grüße – Rika

Hallo zusammen!

Ich habe mir gerade mal den Link zum Pl.-pulmonarius-Portrait angesehen ... und kann mich dem letzten Beitrag von Boern nur anschließen, Zitat:

Zitat

Wenn's denn welche sind - das Portrait müsste ich eigentlich auch irgendwie umschreiben.

Blöd nur, daß mir je mehr ich mir Kollektionen angucke, alles immer diffuser erscheint. Also was Abgrenzungsmöglichkeiten speziell von Pleurotus ostreatus und Pleurotus pulmonarius betrifft. Weil Pleurotus ostreatus schon auch gelegentlich solche lang gestielten fruchtkörper bilden kann, zumindest sind mir solche schon mit langen stielen und gleichzeitig eher dicken Fruchtkörpern mit dunkel - speckigen Hutoberflächen begegnet.

Es wäre echt mal begrüßenswert, das alle etwas solider durchzuarbeiten und zB mal reichlich mitteleuropäische Kollektionen einzusammeln, jeweils ausgiebig morphologisch zu dokumentieren und anschließend zu sequenzieren. Speziell auch solche Kollektionen, die irgendwie aus dem Rahmen fallen bzw. einen gar merkwürdigen merkmalsmischmasch aufweisen.

Kann halt passieren, daß dann doch noch eine weitere Art mit drin steckt, die bisher unerkannt blieb, oder auch daß ostreatus und pulmonarius Hybriden bilden können?

Lg; Pablo.

Alles anzeigen

Viele Grüße – Rika

Hallo Harald,

wie unterscheidest Du die Sommeraustern von den Lungenseitlingen?

Die Huthaut-Dicke-Geschichte glaube ich ehrlich gesagt nicht wirklich, habe bei etlichen – (anfangs) komplett weißen sowie grauen/graubraunen – Funden nachgemessen, ohne wirklich eindeutige Unterschiede erkennen zu können. Meine Theorie ist, dass im Winter wachsende Austern generell festere Strukturen ausbilden (Huthaut ebenso wie Trama), Winterfell sozusagen.

Mehr Gilben und stärkeren Anisgeruch finde ich auch nicht überzeugend.

Es soll ja genetische Unterschiede geben – wie belastbar sind die?

Was ist mit der Theorie, dass die derzeitigen "Sommeraustern" Hybride von Pleurotus ostreatus mit bzw. entfleuchte amerikanischen(?) Zuchtaustern (welches Taxon???) seien und daher keinen Kälteimpuls mehr brauchen.

Viele Grüße – Rika

Hallo miteinander!

Ganoderma resinaceum gehört in den G.-lucidum-Komplex! Sie hat – wie alle Arten in diesem Komplex – eine schmelzbare Wachsschicht auf der Hutoberfläche ... die man polieren kann = glänzend/leuchtend. Ich habe G. resinaceum nun schon zweimal auf beschädigter, lebender Eiche gefunden, über mehrere Wochen das Wachstum dokumentiert, mikroskopiert und kenne diese Art daher recht gut – so dickfleischig mit riesigem Zuwachsrand gibt es das weder bei G. lucidum s.str. noch bei carnosum (eh sicher nicht auf Eiche!) und auch nicht bei G. tsugae oder G. valsiacum. Mit den beiden Letzteren beschäftige ich mich nun schon im zweiten Jahr (im August ein weiterer Fund) auf Douglasienstumpf – kommt demnächst zum Sequenzieren. Schrumz wird sicher keinen Stiel finden. Übrigens kann auch G. valesiacum – was auch immer das genau ist (von der es bisher nur ITS gibt, was zur Artbestimmung nicht ausreicht; in A und CH werden "Glänzende" Lackporlinge, die auf Lärche wachsen, als G. valesiacum bezeichnet) ohne Stiel auskommem.

Viele Grüße – RIka

Hallo Schrumz,

Deine Nummer 17 dürfte der Harzige Lackporling (Ganoderma resinaceum) sein. Er wächst typischerweise im unteren Stammbereich von Eichen und ist so wulstig dick. Die Huthaut lässt sich mit dem Feuerzeug schmelzen (wenn der Frk. alt genug ist).

Viele Grüße – Rika

Hallo Claudia,

wenn Du Deinen Phlox morgens fotografierst, liegt er im Schatten und die Sonne steht noch tief = die Blaufarben. Im direkten Sonnenlicht wird es alles Rot. Vergleiche mal das Blattgrün vom Phlox und dem Efeu im Hintergrund. Die unterschiedliche Farbwirkung hat aber wohl auch was mit den Phloxblüten selbst zu tun, der Sonnenhut "verfärbt" sich zwischen Schatten und Sonnenlicht nicht so stark – hat aber auch nicht so eine glatte Blütenoberfläche.

Ich habe mal bei Deinen beiden ersten Bildern an den Farben gedreht, links Deine Originale, rechts meine Bearbeitung. Nun sieht der Farbunterschied schon lange nicht mehr zu krass aus. Du könntest mal eine Blüte abschneiden und im Haus in die Vase stellen – ich möchte fast wetten, dass sich dann die Farbe (bei gleicher Beleuchtung) über den Tag nicht ändert.

Viele Grüße – Rika

Hallo Chris,

was sollte gegen Entomophthora muscae (= Entomophthora schizophorae) sprechen? Dies ist anscheinend die einzige Art, die unsere Stubenfliegen befällt.

Wenn Du Dich mit dieser Gattung näher beschäftigen möchtest, dann schau hier rein (kann auch als PDF runtergeladen werden): "Genomic Determinants of Entomopathogenic Fungi and Their Involvement in Pathogenesis" https://link.springer.com/article/10.1186/s43008-021-00084-w

Hieraus ein Link zur Table 1 "Recognized Entomophthora species": https://link.springer.com/arti…3008-021-00084-w/tables/1

Viele Grüße – Rika

Hallo Sigisagi,

ich sehe nichts, was bei Deinem ersten Fund gegen das Schweinsohr Gomphus clavatus spricht – im Alter sind die nicht mehr lila, siehe z.B. https://de.wikipedia.org/wiki/Schweinsohr_(Pilz).

Bei Deinem zweiten Fund handelt es sich um die Elastische Lorchel Helvella elastica – die habe ich auch gerade in meinem Wäldern.

Was ich allerdings nicht verstehe, ist Dein Aussage, dass Du auf Reizker aus bist und die erst noch kommen?? In welcher Klimazone dieser Erde gehst Du in den Wald, dass Du diese Hoffnung um diese Jahreszeit haben kannst? Reizker sind ja nun keine Winterpilze...

Viele Grüße – Rika

Hallo Timm,

tja, wir werden es vermutlich nicht eindeutig herausbekommen...

Anbei noch ein paar Gallertfältlingsbilder mit allen möglichen Strukturen, allerdings keine solchen supertuper Makros. Mag sich jeder seine eigene Meinung bilden.

Gute Nacht – Rika

P.S.: Ich weiß nicht, wieso es mir die beiden letzten (Übersichts-)Bilder mit nur 380 kB bzw. 529 kB runtergeladen hat anstelle von 2 MB ?!? Hab´s mehrfach versucht...

Guten Abend!

Ein bisschen verspätet – bin nicht jeden Tag hier unterwegs:

Ich favoritisiere nachwievor den Wilden Hausschwamm (Serpula himantioides) – noch mal ein Foto vom jungen Zuwachsrand, da sind die Falten noch recht hell, rosa-bräunlich. Nach rechts oben hin sieht man den Farbverlauf zum "üblichen"/reifen Zustand.

Der Gallertfleischiger Fältling (Merulius tremellosus) hat mehr längsrillige Falten und gegen den Kiefern-Fältling/Orangefarbener Fältling/Weiche Gewebehaut (Leucogyrophana mollusca) spricht m.E. die Farbe und die Form der Falten – siehe auch

Pilzkunde.de - Dr. Lothar und Katharina Krieglsteiner – Leucogyrophana mollusca - Weiche Gewebehaut - Seite 10

Timm – hast Du nicht noch weitere Bilder von Deinem Fund?

Viele Grüße – Rika

Hallo zusammen,

das 1.-Platz-Foto von Timm dürfte der Wilde Hausschwamm – Serpula himantioides – sein.

Viele Grüße – Rika

Hallo miteinander,

wenn Ihr Euch "das Ding" näher anschaut, seht Ihr:

Es ist innen aus gebündeltem Stroh bestehend, das Gebiss gehört zu einem Raubtier – nicht zu einem Pflanzenfresser, an den "Enden der Beine" sind große Krallen montiert – keine Hufe, die Augen sind aus Glas. Zu was das Ganze mal gedient hat? Keine Ahnung...

Viele Grüße – Rika

Hallo Urs-Peter,

das sind frostgeschädigte Teile. Ascocoryne ist richtig, auf Artebene geht´s in diesem Fall – ohne Nebenfruchtform – sicher nur per Mikro. Meine Vermutung wäre A. cylichnium, eben weil man nirgends die NFF sieht.

Frohes Fest – Rika