Beiträge von PBR

Hallo zusammen, wie versprochen:

In trocknem Zustand würde ich die Flechte als beige bis ocker (etwa wie ein trockner Kaffeefitter) beschreiben.

Ich komme auf folgende Messwerte:

Durchmesser der Schüppchen (n=46): 1,8mm (0,96-3,36mm)

Thallus Dicke (n=3): 204-286 µm

Rhizohyphen dia (n=6, in KOH 2%): 4,31 µm (3.78-5.08)

Medullary hyphae dia (n=6, in KOH 2%): 4,33 µm (3,41-5,34 µm)

Upper cortex cell dia (in KOH 2%): 6,5-17,6 µm

Lower cortex cell dia (in KOH 2%): 5,3-11,1 µm

Sporen (n=16, in KOH 2%): 12,5µm (10,9-15,21µm) x 5,3 µm (4,4-6,3 µm)

Dicke des Cortex mag ich nicht messen, die Schnitte sind nicht gut senkrecht auf der Schuppe.

Größen passen mir nicht ganz zu P. squamulosum. Ich lasse die Werte hier erstmal so zur Diskussion stehen.

Morgen ist ein langer Tag und das war mehr Arbeit als gedacht.

Gruß

Peter

(10) Trockner Zustand

(11) Trocken Detail

(12) In den Rissen erkennt man gut die Rhizohypen

(13) Schnitte sind heute besser gelungen

(14) Thallusdicke, Tiefe mit RH

(15) Oberer Cortex

(16) Medulla

(17) Unterer Cortex

(18) Rhizohyphae

(19) Sporen (in KOH)

(20) Neben den großen Pyknidien Perithecien findet sich dieses (auch andere). Dort kleinere elypt Sporen ohne Binnenzeichnung.

Zu groß für Konidien lt. Literatur. Unreife Sporen? (10-12µmx6-7µm)

(21) Unreife Sporen?

Hallo Martin,

viele Dank für Deine Einschätzung - und danke fürs nachsehen im Aktuellen Wirth (der steht noch auf der Wunschliste) Ich habe mich heute mal bis zur Publikation aus '94 in der P. tenellum beschrieben wird vorgearbeitet. Du hast recht, sie ist für Süden+Mongolei beschrieben, das passt für hier nicht unbedingt. Ganz abseits davon - so richtig wird mir da nicht klar warum das als eigene Art geführt wird. Consortium of lichen herbaria bietet auch nicht viel an. Wenn man jetzt ketzerisch annimmt P. squamulosum kann noch ein bisschen kleiner sein? Molekular scheint es zumindest bei kleiner Gruppengröße einen Unterschied zu geben (Paper)

LGBI3 führt P. tenellum auch nicht.

In Die Flechten Baden-Württembergs schaue ich gerade nach (gestern Abend war ich zu müde), das läuft aber noch unter was anderem. Die vorgeschlagenen Parameter messe ich auch noch nach.

Hallo Zusammen,

angeregt durch einen social media Beitrag von einem Lichenologen von der Insel habe ich mich heute am späten Nachmittag mit dem restlichen Licht aufgemacht um nach kleinen Bodenflechen auf einer selten genutzten Wendeplatte neben einer Bahnanlage in meiner Nähe zu suchen. Ich bin fündig geworden.

Ich komme bei der Flechte im Spannungsfeld zwischen Placidium squamulosum und P. tenellum heraus.

P. squamulosum überlappt bzw. grenzt direkt bei eigentlich allen morphologischen Paramtern an P. tenellum wobei letztere dem Namen folgend zarter gebaut ist.

Mir sind heute abend nur dicke Schnitte gelungen. Dies werde ich noch einmal wiederholen - die Rhizohypen sollen bei P. tenella dünner sein, so auch die Zellen im unteren Cortex. Beides konnte ich mikroskopisch noch nicht zweifelsfrei darstellen.

Was ich machen konnte war ein Maß der Schuppen: 2.3 mm (1.3-3.9mm) das ist deutlich im unteren Bereich für P.squamulosum und grenzwertig groß für P. tenellum.

Habt ihr da ggf. einen Hinweis? Auf eure Ansichten bin ich gespannt. Schon einmal vielen Dank dafür.

Peter

(1) Die Fleche besteht aus kleinen Schüppchen 1. ca. 3,5 (bis 3,9) mm Durchmessend; diese mit zahlreichen Perithecien.

(2) Zwischen den Schüppchen reichlich Nostoc (will ich noch mikroskopieren).

(3) Unterseite der Schüppchen mit sehr feinen Haftfasern/hypen

(4) Im dicken Schnitt weitgehend farblose Perithecien mit oberflächlicher Pigmentierung.

(5) Paraplektenchymatishe Rinde. Quetschpräparat, kann nicht zwischen Ober- und Unterrinde differenzieren. Letztere ist wohl undeutlich ausgeprägt also eher Oberrinde.

(6) Asci mit Sporen 15-16µm x 5,8-6,2µm. Von der Breite her im eher im Bereich von P. tenellum aber hier auch überlappend. Und ich habe noch nicht genug gemessen.

(7) Hymenium.

(8) Flechtenlager in situ.

(9) Kleine Wendeplatte nahe einer Bahnanlage die außer durch Radfahrer selten befahren und teils überwachsen ist. Ansonsten viel Peltigera rufescens, Enchylium tenax und massig Nostoc an diesem Ort.

You will need to remove some spaces. Otherwise thats the relevant table

Hm, thats a problem with the forum software, either right click and "open in separate window" or copy paste this: https:// bolioptics. com/blog/how-to-convert-diopters-to-magnification/

Yes, I would have expected that changing both eyepieces in the same manner would not affect overall performance. It does however.

Peter

Hallo Martin, hallo Ingo,

vielen Dank für euer Feedback. U.a. durch eure Diskussionen bin ich auch mit dem Peltigera Fieber angesteckt. Bislang aber nur über P. rufescens (zumindest bringt mich meine Bestimmung von immer wieder dahin, auch wenn die Thalli unterschiedlich aussehen) und P. didactyla gestolpert (und einmal cf. P. praetextata).

Auf dem Uniklinik Campus haben wir dieses Jahr fast quadratmetergroße Vorkommen - ich nehme an es wurde viel durch Rasenmäher verschleppt und das Wetter war günstig. Ich werde das demnächst in einem separaten Thread vorstellen (hoffe ich).

Viele Grüße

Peter

(5) Andere Peltigera (cf. rufescens) mit meiner Hand als Größenvergleich.

Diopter adjustment also changes image size, I also have never seen this mentioned but it should happen if you think about it.

Going from one extreme to the other in an adjustable eyepiece should yield a range of about 4 diopters resulting in an rough doubling of image size. (e.g. see HERE) when you project it to a sensor in an otherwise unchanged system.

Also: If you go to the limits of the diopter adjustment on eyepieces funny things happen*. Just don't go there...

Personally I would recommend (like you do) the ocular micrometer in the unadjusted eyepiece, or if adjustable keeping it at 0 for convenience and adjusting with the opposite eyepiece. (idk why stereo microscopes often come with 2 adjustable eyepieces...). If you want to adjust you have to re-calibrate.

Peter

*a funny thing that happend to me is the objectives in a compound microscopes loosing parfocality (usually all objectives have the same focus point and you can switch them without loosing focus). This is no longer true if both(!) eyepieces are set to -2.5/+2.5 diopters even if by conventional

Hallo zusammen,

hier scheint ja das Peltigera-Fieber ausgebrochen zu sein. Dem kann ich mich nicht ganz verwehren. Wir sind zur Zeit mit den Kindern bei Oma und im dortigen Garten findet sich auf Moos eine kleinteilig wachsende Peltigera. Richtige Rosetten werden nicht ausgebildet - es wächst auf ca. 40x40 cm auf bemoosten Steinen in halbschattiger Hanglage.

Die Loben sind dunkelgrün mit hellgrünen Soralen auf den Lappen. Apothecien finden sich einige. Die Unterseite hat verzweigte, randlich weiße (zur Mitte hin dunkler werdende) Rhizinien und weiße Adern die zur Mitte hin bräunlich werden.

Bei meiner Bestimmung komme ich auf Peltigera didactyla.

Was meint ihr dazu? Mit Peltigeren fühle ich mich noch nicht so richtig wohl.

Viele Grüße

Peter

(1) Peltigera auf Moos.

(2) Details mit auf der Fläche der Läppchen stehenden Soralen.

(3) Werdende Apothecien

(4) Seitenansicht mit Blick unter die Lappen.

Hallo zusammen.

Nach und nach arbeite ich mich durch meine Funde aus dem April. Einen davon möchte ich euch heute vorstellen.

Die Flechte war auf entrindetem Astwerk am Wegrand. Eine lose anhaftende blaugraue Flechte vom Parmelia Typ mit Pseudocyphellen, Soralen und Isidien. Die Unterseite ist braun mit einem dichten Besatz aus Rhizidien welche bis zum Rand reichen. Chemie ist C-, P+ gelb, K+ sofort gelb->braun/orange, KC ähnlich wie K.

Ich würde diese Flechte als Parmelia submontana ansprechen.

Zur Bestimmung: Der Gattungsschlüssel auf ITALIC führt einen ziemlich direkt zu P. submontana, die dort beschriebenen Merkmale scheinen mit zu passen. Mit dem Gattungsschlüssel in Wirth 1995/DFBW bin ich irgendwie nicht zurecht gekommen. Das muss ich noch einmal nachvollziehen.

Zum neuen ITALIC Keymaker zeige ich unten noch mein Vorgehen.

(10) Habitus der Flechte

(11) Stellenweise mit Soralen, an der Unterseite bis zum Rand mit einfachen Rhizidien

(12) Stellenweise mit Isidien

(13) Chemie P+ gelb, K gelb->braun/orange, KC gelb->braun/orange, C-

Zum ITALIC 8.0 Keymaker (ITALIC Keymaker (units.it))

(14) Auf Flechten beschränkt, auch Arten die in IT nicht nachgewiesen sind. Familie habe ich erstmal offen gelassen da ich am Anfang an meinem Bauchgefühl "wird schon eine Parmelia art sein" gezweifelt habe.

(15) Traits Ausschnitt "Foliose", "Not gelatinous when wet", "and/or apothecia of other colours", "vegetative diaspores present", "whith isidia", "Thallus K+ yellow turning red or brown".

(16) "Bark and wood" --> Make key,

Es bleiben 4 sp.

(17) Die verbleibenden 4 Arten die entweder mit dem Textschlüssel oder dem interaktiven Schlüssel schnell bearbeitet sind.

Viele Grüße

Peter

Hi,

genau - mit dem Keymaker kannst Du dir eigene Schlüssel machen - z.B. nach Habitat. Aber ggf. auch nur nach Merkmalen die man an seiner Probe erkennt (Photobiont, Apothecien, Wachstumsform, Chemie). Danach wird man in einem "custom" Schlüssel weiter geleitet.

Peter

Liebe alle,

das neue ITALIC (version 8) ist verfügbar!

Unter anderem hat es jetzt einen "Keymaker" mit dem schnell individuelle Bestimmungsschlüssel z.B. nach Ökologie und bestimmten Merkmalen erstellt werden können:

ITALIC 8.0 - the information system on Italian lichens

ITALIC 8.0, the latest version of the Information System on Italian Lichens, is online since September 2024. The system makes available information and…

italic.units.it

Viele Grüße

Peter

Wir verschicken von der Uni viel Frischgewebe. Da hat sich unterm Strich gezeigt, dass man mit einem vernünftigen Kurierdienst günstiger ist und eine bessere Kontrolle erlaubt.

TNT overnight funktioniert meistens, wir haben aber nach ein paar verlorenen Paketen zu GO! gewechselt - das geht aber nur als Firmenkunde.

Egal was für Proben es sind - man steckt viel Arbeit rein, und wenn dann relativieren sich 6,90 vs. 40 Eur ganz schnell in persönlichem Ärger.

Peter

Hallo Martin,

danke für den schönen Bericht! Das ist spannend.

Ich habe hier auch noch einige Proben mit lichenicolen Pilzen liegen. Die sollte ich mal bearbeiten.

Peter

Hallo Martin,

keine Ehrfurcht nötig. Ich hangele mich einfach nur Merkmal für Merkmal runter.

Du hast an genau den richtigen Stellen nachgehakt und Zweifel angemeldet - das hat besser gemacht, da bin ich mir sicher. Danke dafür.

P

Kleines Update: ich habe über die BLAM Mailingliste Feedback bekommen: "Flechte 2 (Hannover Bahnbrücke) ist Opegrapha demutata. Dunkler gefärbte Sporen sind überaltert und treten bei Opegrapha öfter auf. An Wuchsorten wie jene Fundstelle an der Basis einer (alten) Bahnbrücke wurde die Art auch von uns wiederholt festgestellt."

Kleines Update: ich habe über die BLAM Mailingliste Feedback bekommen: "Bei Flechte 1 (Nordhessen Burgruine) handelt es sich - wie von Ihnen bestimmt - um Arthonia calcarea. Alle gut dokumentierten Merkmale treffen auf diese zumindest im Süden Deutschlands seltene Art zu; in Norddeutschland ist Arthonia calcarea etwas häufiger und vor allem an alten Dorfkirchen zu finden."

Es handelt sich wohl um den jetzt 2. bekannten Wachstumsort in Hessen.

D.h. ich muss hier mal die Dorfkirchen abklappern...

Gruß

Peter

Du hast die Schlüssel sogar in deinem tollen Übersichtspost verlinkt (unter Gattungsschlüssel).

Vom Mobil bekomme ich die auch nicht auf, ich vermute es ist im weitesten Sinne dieser Fehler:

Beitrag

RE: Links einfügen

Hallo,
[…]

bei mir funktioniert immer noch nichts . Ich bin gespannt ob das noch einmal etwas wird.

VG Jörg

Hannes2

13. August 2024

Hallo Martin,

bei mir funktionieren die Links (zumindest wenn ich sie mit der mittleren Maustaste/Öffnen in neuem Fenster klicke). Kann es das bekannte Forenproblem sein?

ansonsten hier nochmal zum copy paste:

https://britishlichensociety.org.uk/identification/lgbi3 (Übersicht über die Schlüssel)

https://britishlichensociety.o…t/files/Opegraphaceae.pdf (Direktlink zum relevanten Schlüssel)

https://britishlichensociety.o…iles/Lecanographaceae.pdf (Seite 7 für A. ochrocheila)

Konidien/Konidiosporen habe ich noch keine finden können. Ich bin mir nicht sicher ob es an "ich kann (sehe) es nicht" oder "ich sehe keine weil ich keine habe" liegt.

Peter

Hallo Martin,

ich habe noch einmal die J Färbung wiederholt und komme tatsächlich zum Ergebnis: Subhymenium J braun, ganz überwiegend. An einer kleinen Stelle hat man noch einen blauen Schimmer wie auf Bild (8). Die Abtrennung zu A.

(14A)

(14B) Übersichtsaufnahmen in J mit überweigend braunem Subhymenium.

Auch nach dem LGBI3 Schlüssel für Opegraphaceae (PDF) komme ich zu O. demutata. Mit weiteren Sporenmessungen befunde ich mich immer noch im Rahmen wenngleich sie hier etwas größer und dunkler gefärbt sind: (11) 14-18 x (3,5) 4-4,5 µm. Auch die Dicke von Hymenium liegt Rahmen der Literatur (bei mir 65-69 µm).

Von meiner Seite aus ist jetzt das Ende der Fahnenstange erreicht. Alyxoria ochocheila wird als Art angegeben die ähnlich ist. Diese hat aber ein anderes Substrat (Rinde) und eine Farbreaktion auf der Bereifung die ich nicht sehen konnte.

aus LGBI3.

Für mich also bis auf weiteres Opegrapha demutata. Auch wenn sie ES ist.

Ich habe jetzt noch einmal bei Experten Angefragt und bin gespannt ob ich Antworten bekomme.

Viele Grüße

Peter

Hallo Martin,

wieder einmal ein toller Bericht. Ich werde mir den sicherlich noch öfters ansehen.

Vielen Dank!

Peter

Liebes Forum,

etwas schweren Herzens möchte ich mein zweites Labormikroskop verkaufen (ich liebe sie alle, aber ich brauche Platz).

Es handelt sich um ein robustes Olympus BX50. Der Rahmen hat einige Farbabplatzer, mechanisch und optisch ist alles tadellos.

Im Moment mit folgender Ausstattung:

Objektive Plan 4x, Plan 10x, Plan 20x und Plan 40x an einem 6-Fach Revolver,

Kondensor (U-AC)

Binokolatrubus mit Okularen. Ich habe auch ein Messokular das ich ggf. mit dazu geben kann.

100W Halogen Beleuchtung

Eingebaute Filter (2x ND (Graufilter) und 1x Blaufilter)

Tisch mit Präparateführer (Hier kann ich zwei verschiedene Anbieten - Einschub oder Klemme für 2 Objektträger).

Das BX System ist extrem Modular und kann erweitert werden. Mit 100W Beleuchtung hat man gute Reserven für Photographie und besodere Beleuchtungsverfahren wie DIC oder Phasenkontrast. Das BX50 ist aus der ersten Serie der Olympus BX Mikroskope, die Komponenten sind (fast) alle bis hin zu den aktuellen Kompatibel.

In der Ausstattung möchte ich 1800,00 EUR für das Mikroskop haben. Es darf gerne vorort (Hannover) ausprobiert werden. In sinvollem Umkreis von Hannover (oder bei etwas Geduld Frankfurt a.M.) kann ich es auch vorbei bringen.

Viele Grüße

Peter

Bei Bedarf und Interesse kann ich das System auch (gegen Aufpreis) erweitern.

- z.B. Trinokulartubus mit Fotoadapter (für Systemkamera oder für C-Mount)

- Phasenkontrasteinrichtung (Phasenkontrastkondensor und Objektive PlanFL 10x PH, PlanFL 20x PH, PlanFL 40x PH, Ach 100x PH)

- 100x Objektiv (PlanSApo)

Du hast recht. Die Stelle bei ITALIC habe ich übersehen. Das ist das schöne hier am Forum, 4 Augen sehen mehr als zwei.

Ich werde das defintiv wiederholen. Die Einschätzung Subhymenium J+blau habe ich anhand der Bilder getroffen, das mag auch komisch eingefaltet sein, bei Quetschpräparten ist die Anatomie ja doch etwas durch den Wolf gedreht.

Melde mich sobald ich die Versuche wiederholt habe.

Danke

Peter

Hallo Martin.

Vielen Dank. Ich werde mal Ausschau nach Pyknidien halten.

Die Ap. sind definitv bereift. Ap. Maße sind auch schon im Hauptbeitrag.

Ich hatte glück und habe ein Bruchstück einer Mörtelfuge mit Flechte gefunden.

Eine Bereifung würde zumindest nach Wirth 1994 zu O. demutata passen.

Zum Thema J: Du hast recht. Das Subhymenium ist defintiv blau. Ich habe bislang keine Angabe für O. demutata finden können.

Da Alyxoria in die Differentialüberlegung mit hinein gehört scheint somit klar (wird ja auch anderswo als A. demutata geführt). Ich befürchte ich werde am Ende hier keine konkrete Artdiagnose hin bekommen und ein Spektrum an Möglichkeiten nennen müssen.

(11) Bereifte Ap. (Stereomikroskop)

(12) Makro Details

(13) Weiter makro Details. Hier sehen die Ap deutlich anders aus und der Thallus ist mehr areoliert. Vielleicht muss ich nochmal eine Probe nehmen.

Viele Grüße

Peter

Mittagsschlaf lieft gut, ich durfte Bilder machen. Mehr wird kommen.

Ich war nur blöd und habe vergessen einen geeigneten Maßstab mitzunehmen. Werde mir wohl mal schnipsel mit Millimeterpapier mitnehmen (oder selbter Drucken, vielleicht auf Klebeetiketten).

Etwas Gemessen habe ich für die vorliegende Flechte.

Ap. Länge 415 µm (min-max 288-598) (Ende zu Ende ohne ggf. Krümmung mit einzubeziehen)

Ap. Breite 136 µm (min-max 103-160)

Die werte editiere ich auch mal in den Ursprungsbeitrag. Dann ist alles zusammen.

Du bist ja auch ein bisschen im Nachbarforum unterwegs, ist da mehr mit Flechten? Sonst überlege ich mal vielleicht bei den Briten zu fragen, die sind was das angeht ja auch ganz gut dabei.

Peter

Hallo Martin,

danke für Deine ausführliche Antwort. Ich werde die Punkte bearbeitnen - das wird aber nicht ganz so schnell gehen wie bei der letzten. Morgen steht ein Familienfest an und heute Nachmittag/Abend gehe ich mit dem großen (6) zur langen Nacht der Fledermäuse.

Bei der J Reaktion (ist übrgigens rein J nicht K/J) tendiere ich zu vollständig Blau beim durchfokussieren. Die Asci färben sich nicht aber im Gegesnatz zur anderen Flechte sind die Paraphysen gefärbt (das ist was ich mit Bild 8B zeigen wollte).

Bei den Quetschpräparaten konnte ich mit K keine Farbreaktion beobachten. Auch ist ein Bruchstück unter K (Stemi) eher transparent geworden.

Die gelben Punkte halte ich für Soredien der nebenliegenden Flechte. Wahrscheinlich waren diese K+ rot. Sie stören hier beim Bestimmen doch --- darum das ? hinter K.

Werde dran bleiben. Am Ende muss ich vielleicht Sequenzieren - oder nochmal jemanden fragen der sich noch besser auskennt (nur wen?)

Soweit in Kürze. Nun gehts gleich los Mittagsschlaf+Fotos von der anderen Flechte machten.

Viele Grüße

Peter