Hallo!
Ok, nachdem ich Björn Wergens Beitrag 2015 gelesen habe, lerne ich:
Die Xanthorien gehören zwar zu den Pezizomycotina, aber nicht zu den operculaten Pezizomycetes und sind inoperculat!
Auch Nachschlagen hilft und bringt Erfahrung. 
Wenn man nur immer wüsste, wo was steht und welches von den Funden richtig ist.
LG, Martin
Hallo Ingo, Stefan, Nobi!
Danke für Erklärungen und auch für den Link!
Das ist alles sehr interessant, danke!
Dass die Amyloität nicht nur genau das Deckelchen bei den operculaten oder den engen Spritzenausgang bei den inoperculaten Ascos färbt, sondern relativ variabel / beliebig ausfallen bzw. ganz fehlen kann, ist mir auch schon aufgefallen. Da wird's dann schwierig mit der ERKENNBARKEIT.
Ich fürchte, Ingo, die Anwendbarkeit deiner wunderschönen Paradebeispiele oben (alle mit IKI angefärbt) relativiert sich, wenn eine eindeutige Anfärbbarkeit ausbleibt oder man keinen offenen Deckel sieht. 
Hilft es auf den Aufbau der Ascusspitze zu achten? Vermutlich auch nicht eindeutig.
Ich hatte die Vermutung, dass inoperculate Asci eher einen komplexen, dickeren Apikalapparat haben, der wie eine Spritzdüse wirkt, während die opecurlaten Asci an der Ascusspitze eher dünnwandig sind.
Das scheint aber leider auch nicht so einfach zu sein, wie mich das Beispiel X.parietina lehrt:
Xanthoria parietina, in Lugol gefärbt, ist ein Farbrausch!
Hier reagieren offenbar auch Teile der oberen, sehr dicken Ascuswand. Darunter wird die Ascuswandung dünn.
Man erkennt sehr schön eine seitlich dickwandige Spitze, weshalb ich einen inoperculaten Typ vermutet hätte.
Aber Xanthorien gehören wie alle Lecanoromyceten zu den echten Schlauchpilzen, den Pezizomycotina; und die sind wohl operculat (manche pseudoprototunikat).
Einen Deckel kann ich beim besten Wilen nicht entdecken.
Letztlich hilft vermutlich wie üblich nur Erfahrung oder Nachschlagen.
Jetzt aber lese ich mal den Link, den Nobi dankenswerterweise eingefügt hat!
LG, Martin
Bild: Asci von Xanthoria parietina in Lugol gefärbt
Hallo Ingo!
Wirklich tolle Darstellung, vielen Dank! 
Jetzt gibt es doch aber auch noch bitunikate und prototunicate Asci, die manchmal als weitere Gruppen neben operkulaten und inoperculaten Asci genannt werden - vermutlich aber als Untergruppen der inoperculaten betrachtet werden können, und auf die du vermutlich anspielst.
Kann man die bitunicaten mikroskopisch sauber von bzw. innerhalb der inoperculaten Ascos scheiden? Ev. durch eine fehlende Amyloität an der Spitze? Die doppelte Kompartimentierung soll ja nicht so einfach zu erkennen sein...
LG, Martin
Hallo, Karl!
Ich war mir wirklich nicht sicher.
Vielen Dank für deine Einordnung!
Eigentlich einleuchtend - die Alternative kommt ja nicht wirklich in Betracht.
LG, Martin
Hallo Pilzfreunde,
diese Woche hat mich meine Frau auf einen Pilz im Garten aufmerksam gemacht, den ich bereits vergessen hatte (Bild 1).
Unweit der großen Eibe und der aus diversen Laubgehölzen bestehenden Hecke (u.a. Hainbuche, Weide, Schneeball, Zierkirsche, ...) schiebt sich ein heller, weißlicher Pilz in die Höhe.
Heute war mir etwas fad, deshalb habe ich ihn gepflückt und wollte ihn bestimmen.
Beim Stöbern in meinen Fotos finde ich ihn tatsächlich bereits Mitte Dezember von mir fotografiert, neben Jungfern-Ellerlingen wachsend (Bild 2).
Er ist dickstielig, der Hut ist schmal, er besitzt Leisten und ist außen wie innen weiß (Hut, Lamellen/Leisten, Stiel, Fleisch).
Die Maße der inamyloiden, tropfenförmigen Sporen sind 8,1-9,0-9,9 x 5,0-5,5-6,0 µm² (21 St.), sie wirken schwach ornamentiert (Bild 4).
Die Sporenmaße würden zu Cuphophyllus virgineus passen, wobei die Form etwas seltsam ist.
Die Form erinnert mich fast an Cantharellus - aber in dieser Jahreszeit, Mitten im Winter?
Die Ellerlinge sind auch längst längst verschwunden, nur dieser eine seltsame Pilz blieb.
Was mich irritiert, ist, dass ich Basidien mit unterschiedlich vielen Sterigmen finde, die auf 2-, 3- und 4-sporige Basidien hindeuten.
Passt das zu Cuphophyllus?
Die Farbe erschient mir etwas skurril für Cantharellus, da gibt es auch - glaube ich - Basidien mit unterschiedliche vielne Sporen...
Kann bitte jemand einen Tipp geben, worauf noch zu achten wäre?
LG, Martin
Bild 1 Gartenpilz heute, etwas angeknabbert und verfallend
Bild 2 Gleicher Pilz am 18.12.21, noch frisch und jung
Bild 3 Basidien
Bild 4 Sporenansammlung
Bild 5 Spore
Hallo,
wenn ich richtig informiert bin, ist es z.B. in Baden-Württemberg verboten, nachts den Wald zu betreten. Motiviert ist das damit, dass die vor allem dämmerungsaktiven Tiere ihre Ruhe vor uns haben und nicht während ihrer Aktivitätsphasen verschreckt werden. Die Gehölze stellen mit die letzten Refugien für sie dar.
Ich wüsste auch nicht, was ich nachts für Pilze im Wald finden wollte...
Wobei ich zugeben muss, dass eine Vollmond-Sommernacht im Wald tatsächlich einen ganz besonderen Zauber hat, wenn man leise ist und aufmerksam und freiwillig dort.
LG, Martin
Hallo,
ich finde das Thema Ferreum variabilis etc. im Prinzip ja auch lustig, aber ich frage mich, ob sich "Rio - neu im Forum", nicht womöglich veralbert fühlt, wenn man ihre Erstanfrage so ausweitet.
Bis 1.April ist doch noch 'ne Weile hin!
LG, Martin
Hallo Ramona!
Wow! Ein blauer Plüsch-Tintling?! Trägt der noch seinen Schlafanzug?
Sieht jedenfalls toll aus und interessant!!
Was heiẞt denn "am Wechsel", ist das eine Ortsbezeichnug?
LG, Martin
Hallo Bernd!
Das ist eine tolle Bilderserie, die du da gemacht hast, danke!
Das Hauptwachstum scheint also im August zu liegen, wenn ich das richtig sehe.
Ist es im August noch spätsommerlich, oder schon richtig herbstlich bei euch in Littauen?
LG, Martin
Hallo Bernd,
ich danke dir sehr, vielmals!
Ich werde versuchen, ein Auge auf ihm zu haben.
LG, Martin
Hallo,
vor etwa einem Monat fand ich an einem Haselbusch einen älteren Porling, der für mich völlig vergammelt wirkte.
Es handelt sich um einen resupinaten Porling mit schwarzem Rand und groben, tiefen Poren.
Er wächst an einem Ast eines Haselnuss-Strauches am Gebüschrand.
Jetzt habe ich aber im Buch eine Pilz gefunden, dessen Beschreibung und Abbildung ganz gut zu meinen Fotos und den Fundumständen passen würde.
Vor allem der schwarze Rand um den Porling erscheint mir äußerst auffällig:
Das könnte meiner Meinung nach gut ein etwas älterer Dichomitus campestris, ein Schwärzender Haselporling sein, das Substrat passt auch.
Mich stört ein wenig die Aussage, dass diese Pilzart in der nemoralen Zone und im Westen selten sei, aber in der hemiborealen Zone häufig bis gemein sei; er also baltische Bedingungen lieben sollte...
Da ich mir nicht sicher bin, ob die Zuordnung stimmt, stelle ich die Fotos ein - vielleicht hat jemand eine Meinung hierzu?
Bernd sollte ihn dann vielleicht kennen, kruenta?
LG, Martin
Bilder:
Bild 1 Pilz von links
Bild 2 Pilz von rechts
Hallo Pablo,
ja, ohne Mikroskop ist hier wieder gar nichts zu wollen.
Am besten immer voll ausgebildete Fruchtkörper zur Bestimmung nehmen. Bei den jungen sind die makroskopischen Gemeinsamkeiten größer als die trennenden Merkmale.
Es war nur ja nur ein Versuch ..
Jedenfalls schaue ich mal Kretzschmaria (deusta) an zum Vergleich.
Danke dir vielmals!
LG, Martin
Hallo Wolfgang P.
ich war heute vor Ort, um nach weiteren, eventuell größeren Fruchtkörpern von Hohenbuellia Ausschau zu halten.
Leider:
In der vergangenen Woche waren die Waldarbeiter fleißig und haben dort viele Bäume (vornehmlich große Eichen und Buchen, aber auch kleinere Stämmchen, die im Weg waren) gefällt, die jetzt dort durcheinander rumliegen und auf den Abtransport warten; auch die beiden ineinander verkeilten Kirschen, an denen ich die Hohenbuellia gefunden hatte, standen nicht mehr da, wo sie letzte Woche waren. Auch sie gingen zu Boden und wurden zerstückelt.
Nach längerer Suche und Vergleich mit der Streckenaufzeichnung und den Fotos von letzter Woche, konnte ich den Baumstamm sicher ausfindig machen.
Fruchtkörper konnte ich allerdings nur einen einzigen kleinen finden, in der gleichen Größe (2-3mm) wie letzte Woche.
Alles Größere mit Hut an diesem und den benachbarten Kirschstämmen war nur Plicatura crispa.
Was ich dir anbieten kann, wenn du möchtest, ist, dir die kleinen getrockneten Fruchtkörperchen in einem Brief zuzusenden.
Vielleicht kannst du ja etwas damit anfangen, und vielleicht bekommst du heraus, um was es sich hier genau handelt.
Ob sich das bei dieser geringen Menge lohnt, und ob du möchstest, musst natürlich Du wissen.
Also melde dich, wenn du die Fruchtkörper haben möchtest.
Andererseits konnte ich eine Menge der am gleichen Baumstamm benachbart wachsenden Dermea cf cerasi (Thorbens Vorschlag/Verdacht) und ihrer Anamorphe finden.
Die werde ich nachher mikroskopieren - bin schon gespannt!
LG, Martin
Hallo Björn,
vielen Dank für deine erläuternde Antwort!
Mit der schwarzen Oberfläche hast Du natürlich Recht, da muss es vielerlei mögliche Ursachen geben!
Zumindest in Bild 6 darf ich aber doch zurecht kleine B.adustae um die große herum vermuten, oder?
Ich werde versuchen, weiter ein Auge auf diese Objekte zu haben; vielleicht erkenne ich im Lauf der Zeit, was dahintersteckt.
Wenn ich diech recht verstehe, meinst Du vermutlich so etwas wie in Bild 7 und 8:
Hier sitzen Kohlenbeeren dicht an dicht mit etwas plüschig wirkenden Fruchtkörpern, die, wie ich vermute, die jeweils zugehörigen Anamorphe sein könnten.
In Bild 8 sieht man in schöner Reihenfolge, wie unter den pelzigen Strukuren die fertigen Teleomorphen herauswachsen. Interprätiere ich das richtig?
Die Anamophe wird dabei wie Brotrinde weggesprengt.
Bild 7
Bild 8
LG, Martin
Hallo miteinander!
Letztes Wochenende fiel mein Blick beim Spazieren im Wald auf einen am Wegesrand liegenden, entrindeten, schwarzen Ast, woran interessante, kleine Pilze zu erkennen waren (Bild1).
Vielleicht sind es nur unbestimmbare Jungstadien von irgendwelchen Rindenpilzen, crèmeweiß mit weichen Rundungen - aber ich bilde mir aber ein, sie erinnern mich an etwas.
Und ich könnte mir in den A.. llerwertesten beißen, weil ich keine Probe mitgenommen habe! 
Auf den hellen Fruchtkörpern lassen sich schwarze, braune und graue Strukturen erkennen:
Das Schwarze ist wahrscheinlich angehobenes Holz; die Pilze scheinen sich von unterhalb hervorzuzwängen und heben dabei Teile der schwarz gefärbten Holzoberfläche mit an.
Daneben exisitieren auf den Fruchtkörpern die runden, transparent wirkenden, braunen Flecken (Bild 2+3). Damit kann ich nicht wirklich etwas anfangen, vielleicht Befall?Wenn die grauen Strukturen aber erste Porenbildungen sind, könnte es sich vielleicht um junge Bjerkanderae adustae (Angebrannte Rauchporlinge) handeln?
Sein Initialstadium sieht doch so dem sehr ähnlich (Bild 6).
Stimmt es übrigens, dass B.adusta eine schwarze Verfärbung der Oberfläche des umliegenden Holzes verursachen kann (<=> "Angebrannter" Rauchporling)?
Was meint ihr dazu?
LG, Martin
Bild 1 der Ast mit einer dichten Gruppe von weißlichen Fruchtkörpern
Bild 2 das Holz ist kohleschwarz verfärbt
Bild 3 die Fruchtkörper pressen das Holz beiseite und in die Höhe. Braune, fleckige Beläge ev. durch Befall?
Bild 4 graue Strukturen - vielleicht ein Hinweis?
Bild 5 schwarze Rhizinien müssen nicht vom gleichen Pilz sein
Zum Vergleich Fruchtkörper vonh Bjerkandera adusta in unterschiedlichem Alter
Bild 6 B.adusta an anderer Stelle gefunden, mit kleineren Exemplaren am Bildrand
Hallo Günther,
zur Sichtbarmachung der Gloeozystiden (GZ) reicht Kresylblau (KB) also vermutlich aus!
Björn hat aber recht, wenn er darauf hinweist, man muss die SV-Reaktion beobachten, wenn der Schlüssel das so verlangt;
dann führt zur Artbestimmung via Schlüssel wohl kein Weg an SV vorbei.
Es gibt nämlich mit SV einfärbbare und mit SV nicht einfärbbare GZ. Die sollen ggf. unterschieden werden.
Ob es mit KB ebenso einfärbbare und nicht einfärbbare GZ gibt, und ob diese dann deckungsgleich mit den mit SV einfärbbaren und nicht einfärbbaren GZ sind, ist denkbar aber unklar.
LG, Martin
Hallo Ingo & Björn!
Danke für die Bestätigung meines leisen Verdachtes!
Übrigens wegen Sulfovannilin zum Einfärben der Goeozystidien:
Kann es sein, dass auch Kresylblau zum Einfärben der Goeozystidien funktioniert?
Das habe ich zwar auch nicht, aber es erscheint mir etwas angenehmer im Umgang als 70%ige H2SO4...
Vielleicht bestelle ich das dann beim nächsten Chemie-Einkauf mal mit - wird wahrscheinlich nicht so schnell schlecht.
KOH zum Verseifen des Öls (?) geht also auch zum Nachweis von Goeozystidien? Wahrscheinlich muss sie dann hochkonzentriert sein (20%-30%)?
Welche Chemikalien sollte man denn vorrätig haben?
Im Moment habe ich zuhause
- Lugol (Flechten)
- Natrium-Hypochlorid (Flechten)
- Paraphenylen-Diamin (Flechten)
- KOH 20% & 30% (Flechten)
- Kongorot in SDS
- Karminessigsäure
Ich habe den Verdacht, Baumwollblau (Kollagene), Kresylblau (pos. gel. Moleküle) und ev. Methylenblau (Pektine, Chromatin, usw.) wären von Zeit zu Zeit auch nicht schlecht zu haben.
LG, Martin
Hallo,
der Sporenabwurf war jetzt erfolgreich und viele reife, avertrocknete Sporen liegen vor.
Ich musste habe in Wasser quellen lassen, beobachtete aber viele Sporen mit Vakuolen (?), weshalb ich noch ein Tröpfchen Lugol zusetzte - das soll ja erlaubt sein.
Dann wurden nur Sporen ohne Vakuolen gemessen.
Bild: Sporen in Wasser, wieder aufgequollen
Die gestrige Messung wird bestätigt, allerdings leicht nach oben korrigiert (+0,5µm), da die Sporen vermutlich besser ausgerichtet sind.
Einen Faktor 2 schaffe ich leider nicht, Björn.
L x B = (7,0) 8,0-8,5-9,0 (9,0) x (3,5) 3,8-4,0-4,2 (4,5)
Ich frage mich, ob das Medium durch den osmotischen Druck, den es auf die Zelle ausübt, womöglich einen erheblichen Einfluss auf das Ergebnis der Sporenmessung hat.
Wahrscheinlich resultieren u.a. hieraus die leichten aber merklichen Schwankungen der Messergebnisse.
Geplatzte Zellen/Sporen konnte ich allerdings keine entdecken...
Zum Thema Gloeozystidien wollte ich noch nachfragen, ob damit so etwas hier gemeint sein könnte,
lange Zystidien mit seltsamem, wie gefaltet wirkendem Inhalt (in Kongorot gefärbt):
Bild 3g 400x
Bild 3h 1000x
Ich könnte natürlich versuchen diese auffälligen Zellen zu vermessen, sie wirken jedenfalls recht lang.
Vorgestern habe ich sie fotografiert, aber leider nicht gemessen.
LG, Martin
Hallo Björn,
tja, davon habe ich weder das eine noch das andere.
Martin
Hallo Björn,
ich steh auf dem Schlauch - was ist SV?
Martin
Hallo Peter,
so viel weiß ich: Schichtpilze erkennst du mit am besten an der Unterseite! 
LG, Martin
Hallo,
mein erster Sporenabwurf hat leider nicht geklappt, die Chose ist wieder eingetrocknet - tja: eindeutig Anfängerfehler!
So, nach dem erneuten Einweichen habe ich vorhin an 4-6 Stellen von der Probenoberfläche Material gezupft und unter das Mikroskop gelegt.
Der Rest der angefeuchteten Probe liegt derzeit unter einem vom Durchmesser passenden Kunststoffschälchen auf einem Objektträger im Schrank, vielleicht klappts ja heute nacht.
In der Folge habe ich vorhin 22 Sporen auf dem Boden des Objektträgers liegend vorgefunden und gemessen, dann abgebrochen da die Werte dicht beisammen liegen.
Das Ergebnis liegt tatsächlich deutlich höher als bei der Erstmessung (Warum?).
Der Minimalwert von heute entspricht dabei etwa dem Maximalwert der Erstmessung.
Ergebnis jeweils in der Form (Min) - Median-StAbw - Median - Median+StAbw - (Max) - ich hoffe das passt so!
Länge: (7,0) 7,4-8,0-8,6 (9,0) µm
Breite: (3,0) 3,7-4,0-4,3 (4,5) µm
Quotient: (1,8) 1,8-2,0-2,2 (2,3); jeweils aus den L/B-Wertepaaren der einzelne Sporen gewonnen
Wenn ich bedenke, dass sich die Sporen in Wasser durchaus mal drehen und dadurch die Längenmessung zu kleineren Werten verfälscht ausfällt - der Vorteil eines Sporenabwurfs wird dadurch offensichtlich - liegen die Werte zwar am unteren Rand des Wertebereiches von P.incarnata (8-12 x 3,5-5 oder 7,5-10 x 3,5-5 je nach Quelle), aber sie liegen drinnen - wie Ingo eben schon orakelt hat!
Für P.aurantica finde ich die Sporengrößen-Angabe von 16-18 x 8-9.
Da liegen wir aber noch weit weg, obwohl mir der von der Farbe her mehr zusagen würde...
Bin schon auf den Abwurf gespannt und hoffe, er klappt diesmal!
VG, Martin
PS.: Übrigens ist die Pilzkruste gar nicht so dick, wenn man mit der Pinzette hineingreift, ist man sofort auf der Borke und hat quasi nichts erwischt.
Die einzelnen Pinzettenzupf-Proben haben alle etwa die gleiche Dicke, könnte das nicht die Krustendicke sein?
Mirkoskop 100x
Hallo Björn,
der Sporenabwurf läuft.
Ich hoffe er klappt noch, die Probe war schon fast eingetrocknet...
(Ich habe sie wieder angefeuchtet)
LG, Martin
Hallo.
Für Peniophora incarnata sind die Sporen viel zu klein. Phlebia subochracea passt da besser, dachte ich.
LG, Martin
Hallo Ingo!
ich glaube, ich habe ganz oben eindeutig schwarze Rhizinien gesehen.
Sind hier also 2 Peltigeren durchmischt gewachsen?
LG, Martin
