Hallo zusammen,
sehe ich es richtig, daß der Schlüssel in diesem Artikel hier den aktuellsten Stand zu Hodophilus in Europa darstellt? Damit würde ich dann nämlich ohne Geruch, ohne schwarze Punkte und ohne gelbliche Farben am Stiel mit den länglichen Sporen bei H. decurrentior rauskommen. Auf den ersten Blick scheint die Beschreibung recht gut zu unserem Fund zu passen.
Björn
Hallo Florian,
dein erster Pilz ist sicher Arrhenia rickenii. Selten ist die Art aber wirklich nicht. Hier im Ruhrgebiet findet sich der Pilz eigentlich überall, wo man entsprechende Habitate hat.
Björn
Hallo Jan-Arne,
ah, ich hatte gar nicht auf dem Schirm, daß die beiden Arten in Pilze-Deutschland getrennt sind - das kommt davon, wenn man immer nur nach Camarophyllopsis sucht. Aber dein Hinweis scheint ins Ziel zu führen: Ich habe jetzt diesen Artikel hier gefunden, wo Camarophyllopsis und Hodophilus über die Huthaut getrennt sind. Damit landet man dann hier ganz klar bei H. hymenocephalus.
Björn
Hallo zusammen,
weiter geht es mit dem zweiten Teil von der APR-Exkursion auf der Halde Hoppenbruch
1. Ein Rötling unter diversen Laubbäumen. Im Feld erwähnten einige Exkursionsteilnehmer einen alkalischen Geruch. Den konnte ich allerdings nicht wirklich wahrnehmen (wie riecht alkalisch überhaupt?). Zu Hause hatte ich bei einem Fruchtkörper eher den Eindruck, daß ein Mehlgeruch vorliegt. Sporen messen 7.9-9.2 x 6.1-7.7 µm, Q=1.1-1.5, bzw. 8.5+-0.4 µm x 6.8+-0.5 µm, 1.3+-0.1, Basidien viersporig mit Basalschnalle, keine Cheilozystiden, Huthaut mit intazellulärem Pigment. Damit komme ich dann erstmal bei Entoloma lividoalbum raus, den ich aber nur in kräftiger kenne. Alternativ dann Entoloma rhodopolium s.l. Was sagen die Rötlingsexperten?
2. Octosporopsis nicolai an Lunularia cruciata
3. Cyclaneusma niveum ex Pinus nigra
4. Botryobasidium aureum
5. Und noch eine Erdzunge, von der ich allerdings kein Makrofoto habe. Sporen messen 67-80 µm, im Mittel 75 µm. Auch noch mal Geoglossum cookeanum mit etwas untypischen Paraphysen?
Björn
Hallo zusammen,
am letzten Sonntag ging es mit dem APR wieder mal zur Halde Hoppenbruch, wo man im Spätherbst mit Erdzungen und anderen spannenden Pilzen rechnen kann. Und auch diesmal wurden wir nicht enttäuscht.
1. Direkt am Parkplatz ging es los: Octospora musci-muralis an Grimmia pulvinata, die ich dann später auf dem Heimweg auch noch an einer Bushaltestelle hatte.
2. Miricatena prunicola ex Prunus serotina
3. Neottiella albocincta
4. Geoglossum cookeanum
5. Trichoglossum hirsutum
6. Ein Camarophyllopsis. Die Sporen messen 4.7-5.6 x 3.3-3.7 µm, Q=1.4-1.7, bzw. im Mittel 5.2 x 3.5 µm, Q=1.5. Geruch war (zum Glück) nicht vorhanden. Damit tendiere ich am ehestens zu C. hymenocephala/phaeophylla. In der Gattung fehlt mir allerdings bis jetzt jegliche Erfahrung (und außerdem scheint da auch einiges aufgespalten worden zu sein).
Huthaut
Lamelle
An einer Stelle dann zystidenartige Elemente. Der Teil ist aber recht sicher keine Lamellenschneide gewesen.
Zum Teil auch zystidenartige Elemente entlang der Lamellenschneide
7. Eine Tricholoma unter Kiefer
8. Eine Geopora. Die Sporen messen 22-27 x 14-17 µm. Damit kommen dann G. tenuis, G. arenicola und G. foliacea in die engere Auswahl...
9. Leotia lubrica
Björn
Hallo Nobi,
vielen Dank für den Artikel zu Saccobolus succineus. Dann hoffen wir einfach mal, daß der weiterhin in Thailand die Sonne genießt und uns hier nicht weiter behelligt 
Daß Schizothecium dakotense recht selten ist, hatte ich schon gesehen. Um so schöner, daß sich der Pilz dann sowohl von außen als auch von innen ablichten ließ. Oft ist es bei den Dungpilzen ja so, daß von den spannenden Arten nur wenige Fruchtkörper wachsen und man dann keine Aufnahme mehr auf/im Substrat hinbekommt.
Björn
Hallo zusammen,
da das Wetter bei uns am Samtag ziemlich usselig war, hat es bei mir nur für eine kleine Runde in den Landschaftspark gereicht, wo ich aber dennoch einige schöne Funde machen konnte.
1. Tulostoma brumale
2. Arrhenia spathulata
3. Neottiella rutilans
4. Pulvinula constellatio
Björn
Hallo zusammen,
nach längerer Zeit gibt es mal wieder ein bißchen Neues vom Schaf zu vermelden.
1. Schon vor längerer Zeit gab es ein Schizothecium. Die Sporen messen 17-18 µm x 11 µm, das Pedicel ca. 7 µm x 2 µm, so daß ich bei Schizothecium vesticola auskomme.
2. Heute dann ein einzelner Saccobolus in gelb. Die Sporen messen 19-20 µm x 7-8 µm. Mit van Brummelen lande ich dann direct bei Saccobolus citrinus. Dummerweise hat Doveri noch einen S. succineus mit sehr ähnlichen Sporenmaßen, der im wesentlichen über die Farbe getrennt wird. Für mich ist der Unterschied zwischen zitronengelb und berstein- bis schwefelgelb aber nicht ganz klar....
3. Noch mal ein Schizothecium. Diesmal 32 Sporen pro Ascus und Sporenmaße von 19-23 µm x 12-14 µm: Schizothecium dakotense
Björn
Hallo zusammen,
warum macht Ihr Euch das eigentlich alle so kompliziert? Ein mikroskopischer Blick auf die Lamellenschneide und die Trennung von S. aeruginosa und S. caerulea ist ein Kinderspiel. Pilze sind nun einmal Mikroorganismen, da muß man schon damit rechnen, daß der Einsatz des Mikroskops entweder zwingend erforderlich ist oder wenigstens den Weg deutlich vereinfacht. Oft sind Mikromerkmale ja auch deutlich stabiler als Makromerkmale.
Björn
Hallo Karl,
Sporen mit mehr als sieben Septen sind mir nicht bewußt aufgefallen, ich habe da aber auch nicht gezielt nach Ausschau gehalten. Und mittlerweile haben die Erdzungen schon ihren Weg ins einen mageren, vermoosten Vorgarten gefunden 
Björn
Hallo noch mal,
Nachtfrost mag die Inocybe-Bestimmung schwierig bis unmöglich machen, aber wenn der Mikroskopiker ein Brett vor dem Kopf hat, wird es auch nicht einfacher. Ich habe seit Mitte Oktober eine neue Kamera, dere Chipgröße von der der alten Kamera abweicht. Entsprechend hat sich natürlich auch die Umrechnung von Pixeln in Mikrometer geändert, aber das hatte ich in meinem Meßprogramm nicht umgestellt. Also waren alle Messungen oben um ca. 10 % zu groß. Jetzt ist aber alles korrigiert.
Björn
Hallo Ingo,
vergleiche deinen Fund doch mal mit Acalitus brevitarsus.
Björn
Hallo zusammen,
das Geheimnis der großen Sporen ist gelüftet! Ich hatte mir Mitte Oktober eine neue Spiegelreflexkamera geholt, deren Chip pixelmäßig etwas größer ist als bei der alten Kamera. Damit stimmte natürlich die Skalierung in meinem Meßprogramm nicht mehr und alle Sporenmaße sind um den Faktor 0.87 zu verkleinern. Damit landet man dann bei
Lepiota boudieri 8.4-11.0 µm x 3.1-4.0 µm, im Mittel 9.6 x 3.6 µm
Lepiota oreadiformis 11.5-13.2 µm x 5.5-6.2 µm, im Mittel 12.4 x 6.0 µm
Entoloma rhodopolium s.l. 7.9-8.9 µm x 6.0-7.3 µm, im Mittel 8.3 µm x 6.5 µm
Lepiota pseudolilacea 6.2-7.8 µm x 3.6-4.6 µm, im Mittel 6.8 x 4.1 µm
Damit erscheinen mir die Sporen für L. pseudolilacea arg klein. Mit dem Gröger werde ich dann aber nicht recht glücklich: L. subincarnata sieht makroskopisch anders aus und L. lepida sollte in der Huthaut eine Unterschicht aus kürzeren Elementen haben.
Björn
Hallo Ingo,
der Schimmel ist wirklich sehr beeindruckend unter dem Mikroskop. Der Rost auf Alnus ist allerdings keiner. Diese relativ kräftigen, orangenen Gebilde sind tierischen Ursprungs.
Björn
Hallo zusammen,
im Prinzip gibt Stropharia ja schon selber die Antwort: Dort, wo es keinen wissenschaftlichen Konsenz gibt, gibt es auch nicht DIE aktuelle und korrekte Taxonomie. Wenn es die gäbe, würden die nämlich einfach alle benutzen und gut ist. Ansonsten ist das mit der Taxonomie aber ja auch kein großes Problem. Ob ich einen Pilz jetzt als Agaricus phalloides Vaill. ex Fr. oder als Amanita phalloides (Vaill. ex Fr.) Link anspreche, macht keinen Unterschied, weil man über Datenbanken wie Index Fungorum und Mycobank eben sofort feststellen wird, daß beide Namen synonym sind.
Björn
Hallo zusammen,
nachdem wir ja am letzten Wochenende Erdzungen in allen Formen und Farben hatten (na gut, alle zungenförmig und alle schwarz), kam von gdno81 der Hinweis, daß er vor 4 Wochen in Bottrop auf einem Friedhof nicht nur Trichoglossum hirsutum sondern sogar Trichoglossum walteri gefunden habe. Also habe ich dem Friedhof dann am Mittwoch mal direkt einen Besuch abgestattet. Auch wenn es in der Nacht Frost gab, waren schnell Erdzungen gefunden. Schon im Feld wirkten die aber nicht wie Trichoglossum, sondern eher wie Geoglossum. Der Blick unters Mikroskop hat das dann schnell bestätigt: Unseptierte Sporen im Abwurf mit einer Länge zwischen 70-90 µm, also Geoglossum fallax. Der Vorteil ist, daß man dann bei der Zuordnung von Makro- und Mikrofotos weniger Probleme hat
Björn
Hi Steve,
you have to distinguish two different average values. The first one is the average of the sample that you have measured. That's easy and just given by 1/N*sum_i l_i where l_i is the length of spore i and you sum overall spores from 1 to N. The second average is the average to the true distribution, i.e. if you could measure all spores of all specimens of a given species. Obviously, one cannot determine this value by a direct measurement, but one can infer it using statistical methods which implies that one usually ends up with a certain interval in which this average is with a certain probability. It is this second value which is indicated by the range [m, M].
Björn
Hallo zusammen,
zunächst mal vielen Dank für das ganze Lob zur Erdzungenpräsentation. Auch vielen Dank an Karl für die verlinkten Artikel. Gerade der spanische Artikel gefällt mir sehr gut, weil das endlich mal eine Zusammenstellung der ganzen Geoglossum-Arten ist. Ansonsten findet man ja oft nur hier und da häppchenweise Information zu dieser Gattung. Was Geoglossum elongatum im Roobeekschen Sinne angeht, bin ich schon gespannt auf das Ergebnis der Sequenzierung. Vielleicht schaffe ich es dieses Jahr auch noch mal in die Borkenberge und kann von da auch noch Material dieser Art besorgen.
Und um Grüni ein noch schöneres Bild im Kopf zu geben, sei darauf verwiesen, daß einige Exemplare des Zungenreigens ja sogar eine haarige Zunge haben
Björn
Hi guys,
from my understanding of the manual (as you already said, it's in French after all), the Min [m ; M] Max provides the following information:
The interval [Min, Max] is centered around the average of the sample and there is a 95% probability (at least if you use the standard settings of Piximetre) that a random spore will have a size inside this interval.
The interval [m, M] tells us that there is a 95% (standard settings) probability that the average spore size is inside this interval.
To come back to my original argument: Obviously, one can spend more or less time thinking about the statistics of spore measurements (if I remember correctly, there was an older, very long and detailed thread on this topic in the forum). The important point for scientific publications is that one should be 100% sure about the method that one has used. That means that if one is in doubt one should rather calculate averages, standard deviations, minimal & maximal values etc. by oneself and state the used approach in the method section of the publication.
Björn
Waaas? Ketzerei!
Björn
Hi Ingo,
there are two things that one should distinguish. One is the use of Piximetre by amateurs like you and me who use it to measure spores and then get to some ID that is (hopefully) correct. In this case, one does not have to worry too much about the details of the statistics provided one measures a sufficiently large number of spores (whatever that number is but typically 20 spores should be ok). However, when you want to publish in a scientific journal, you have to be clear about the methods that you use. If you as an author don't know what the programme that you used for measurement does, nobody else will be able to verify of falsify your observations. It is in this case that one should know whether Piximetre calculates deciles and uses them to display some result of the measurements or whether it calculates averages, standard deviations and maximal/minimal spore sizes.
Björn
Hallo zusammen,
ich werde beim nächsten Mal drauf achten, daß ganz zufällig ein Blättchen Habichtskraut mit Entyloma hieracii mit im Bild ist ;-D
Björn
Hallo Claudia,
wenn man ins Depot mitgenommen wird, muß man ja auch mindestens eine für das Gebiet neue Art zur Fundliste beisteuern. Und da ich ja nur Pflanzenpilze kann, muß ich dann eben da mein Glück versuchen Wobei das Gebiet pflanzentechnisch nicht so ergiebig ist, deshalb sind die Phytofunde da auch sehr übersichtlich.
Björn
Hallo zusammen,
hier nun das schon angekündigte Finale furioso. Erdzungen am laufenden Band. Während unserer Exkursion haben wir uns langsam gesteigert. Gab es an der ersten Stelle nur drei kleinere Grüppchen mit Zungen, wuchsen am nächsten Splitterschutzwall dann Erdzungen en masse. Danach waren wir dann quasi so gesättigt, daß die Erdzungen am dritten Standort fast schon komplett ignoriert wurden.
1. Glutinoglossum glutinosum. Flutscht schön zwischen den Fingern und ist damit schon im Feld ansprechbar
2. Hier messen die Sporen 55-71 µm, im Mittel 62 µm und sind siebenfach septiert. Die Paraphysen sind zylindrisch und das letzte Glied ist keulig verdickt. Da würde ich dann Geoglossum umbratile dranschreiben wollen.
3. Hier messen die abgeworfenen Sporen 70-83, im Mittel 77 µm und sind unseptiert. Damit landet man dann bei Geoglossum fallax. Bei dem, was Roobeek unter Geoglossum elongatum versteht, wären die Sporen kleiner.
4. Auch wieder unseptierte Sporen im Abwurf, diesmal 73-91 µm, im Mittel 84 µm, also auch Geoglossum fallax
5. Und zum dritten Mal unseptierte Sporen im Abwurf mit 69-90 µm, im Mittel 81 µm, also wieder Geoglossum fallax
6. Jetzt wird es aber mal Zeit für etwas Neues. Sporen messen 61-77 µm im Mittel 69 µm und sind siebenfach septiert. Die Paraphysen sind moniliform, so daß wir es hier mit Geoglossum cookeanum zu tun haben.
7. Diese kleine Gruppe hatte ich offenbar nicht eingesteckt.
8. Zum krönenden Abschluß dann noch die Erzunge mit den längsten Sporen: 129-146 µm, im Mittel 140 µm und fünfzehnfach septiert. Dazu noch mit hübschen Setae ausgestattet: Trichoglossum hirsutum.
Björn
Hi guys,
the manual of piximetre explains in very much detail how the statistics is done, see here. So the limits are by no means erroneous, you just have to interpret in the right way. Concerning the use of spore statistics of Piximetre in papers, it is crucial that the author of the paper understands what Piximetre is doing and explains it in the paper in such a way that the reader can also understand the approach used. Otherwise, one will just produce crap instead of good science.
Björn
