Beiträge von TonioS

Hallo Thorsten,

hier noch einige Fotos mit Wasser, die Deine Fragen beantworten dürften. Darf ich auch fragen, welchen Erkenntnisgewinn das bringt. Kann man damit jetzt die Gattung bestimmen?

Tonio

Hallo,

wenn ich die Farbe wegnehme, ist es dann besser?

Tonio

Hallo zusammen,

wenn Euch das obige Phako-Foto nicht zusagt, dann viell. dieses hier.

VG, Tonio

oder dieses

beide ungefärbt!

Hallo Tom, mein Mikroskop hatte keine Möglichkeit für Dunkelfeld.

VG, Tonio

Hallo Peter,

wie kamst Du denn zu den gezeigten Fotos, wenn Trinokular nicht notwendig. Fotografierst du durch ein Binokular? Von Deinen beiden Fotos würde ich auf jeden Fall dem mit Phasenkontrast den Vorzug geben. Warum bei Hobby-Mykologen kein Phako zum Eisatz kommt, dürfte am Preis der Geräte und an der Handhabung liegen. Mein damaliges Leitz- Mikro hatte zwei versteckte Stellschrauben für das Zentrieren des Phasenrings zusammen mit dem Hilfsmikroskop (der Phasenring verstellt sich manchmal). Zudem musste man noch den Kondensor und die Blende optimieren. Färben mit Hellfeld ist einfacher und billiger. In Publikationen findet man keine gefärbten Präparate.

VG, Tonio

Nachtrag: Im Nachgang sah ich, dass Ihr zwei verschiedene Peter seid, sorry

Zitat von larchbolete

Trinokulartubus ist nicht notwendig

Hallo zusammen,

um der Meinung entgegenzutreten, dass Phasenkontrast ungeeignet für die Pilzmikroskopie wäre, stelle ich hier ein Foto von Aspergillus flavus zur Diskussion. Sicherlich, der Umgang mit dem Phasenkontrast ist nicht einfach. Z.B. gibt es ein sog. kleines Hilfsmikroskop, um den Ring exakt zu zentrieren usw. Möglicherweise haben aber auch andere Hersteller ausser den Indern solche unbrauchbaren Konstruktionen. Insbesondere bei kleinen Strukturen (Sporen, Konidien, Zystiden, Basidien, Phyaliden ...) kommt der 100er-Phasenkontrast voll zur Entfaltung. Wer zusätzlich noch färben will, kann das ja unbeschadet tun; bspw. die Jodreaktion wäre aber auch am Sporenabwurf machbar. Der wesentliche Vorteil wäre, dass man die Eigenfärbung und Strukturen nicht mit einem Färbemittel überdeckt.

VG, Tonio

Hallo zusammen,

Auf den Ästen einer Thuja sah ich kleine Flusenbüschel. Im Mikroskop zeigten sich diese Wuschel mit endständigen großen hyalinen Konidien (25-35 x 9-11 µm). Leider konnte ich diese wieder nicht bestimmen. Ich hoffe, jemand hier im Forum kann mir weiterhelfen. Die Google-KI tippte auf Fusarium. Aber dem möchte ich nicht zustimmen.

VG, Tonio

Für ein neues Mikroskop der führenden Hersteller muss man gutes Geld ausgeben. Alternativ kann man in den Foren oder auf Portalen ein gebrauchtes kaufen. Meist aus einem „Nachlass“. Hier ist aber Vorsicht geboten. In der Regel handelt es sich nicht um Triokulare. Aber man braucht heute dringend die 3. Optik. Man möchte ja eine Kamera aufsetzten oder bequem mit den Handy Fotos machen. Zudem weiß man nie, ob man ein Rückgaberecht hat oder ob man bei Rückgabe auch sein Geld wieder bekommt.

So erging es mir: Ich liebäugelte mit einem Phasenkontrastmikroskop, damit sich die lästige Färberei erübrigen würde. Ein Angebot aus Indien für 600 € + 100 € Zollgebühr war verlockend. Leider erwies sich der Phasenkontrast als Fake. Zwar ein brauchbares Mikroskop aber kein echter Phasenkontrast (ich hatte beruflich mit Mikroskopieren zu tun). Zurückschicken und Zollgebühr zurückfordern: zu aufwendig, zu riskant. Also behielt ich es widerstreben.

Übrigens, mein altes Triokular-Mikroskop incl.einer schwächlichen 1,3 MP-Kamera hatte neu vor ca. 7 Jahren zollfrei aus China 120 € gekostet. Es hatte zwar unverständliche Konstruktionsfehler, aber ich kam damit zurecht. Brauchbare Ersatzoptik (Okulare, Objektive) kann man auch schon für ein paar € aus China kaufen. Für den kleinen Geldbeutel oder bei geringer Nutzung durchaus eine Alternative. Die Chinesen lernen schnell: wahrscheinlich haben sie inzwischen dazugelernt oder besser abgeschaut. Bei häufigem Gebrauch würde ich jedoch zu einem Triokular-Markengerät raten.

VG, Tonio

Hallo Martin,

Den Chemismus kann ich nicht erklären. Auch nicht weshalb das cyano.. heißt. Ob das was mit cyanid zu tun hat, frage ich mich auch. Vielleicht sollte man sich mal die Strukturformel von Baumwollblau ansehen, ob da ein CN dranhängt.

Dass sich alle hyalinen Strukturen damit färben lassen, ist meiner Erfahrung geschuldet. (Ausnahme sehr alte Formen). Umgekehrt lassen sich braune Strukturen nicht färben (Ausnahme sehr junge unausgereifte Formen).

VG, Tonio

Hallo zusammen,

kennt jemand diese Gattung (Konidien 20-25 x 3,5-4,5 µm)? Isoliert von Seggen. Bei Seifert et al. (the gerera of hypho.) kommt die Art Phaeobotrys acutispora am nächsten. Aber diese einzige Art soll nur in Afrika und Südamerika vorkommen und die dort abgebildete Fig. ist nicht deckungsgleich. Die Google-KI legte sich auf Microsporum canis fest. Aber das ist abwegig, da pathogen für Säuger, nicht auf Seggen wachsend und auch anderes Erscheinungsbild..

Wie ernst soll man denn das Ursprungsland für eine Beschreibung nehmen, wenn steht „on dead leaves“ oder „on bamboo“? Bambus gibt es hier doch in vielen Gärten, andere südländische Pflanzen, wie z.B. Citrusbäumchen und Palmen finden wir in allen Gartencentern bzw. beheizten Orangerien und totes Blattlaub sowieso.

Leider habe ich keine Reinkultur und jetzt auch keinen Zugang zu Sequenzierungen mehr. Wenn keine erhellende Antwort kommt, werde ich die Fotos unter Phaeobotrys sp. ablegen.

VG, Tonio

Hallo zusammen,

jetzt im Herbst fallen Myriaden Tonnen Blätter zu Boden. Diese werden anfangs vor allem von anamorphen Pilzen zersetzt, bevor dann die Humifizierung durch Bakterien fortschreitet. Freunde von Hyphomyceten brauchen jetzt keine Feuchtkammern in Form von Döschen; die Feuchtkammer ist die Natur. Man kann also bei einem Spaziergang oder vor dem Haus etwas Pflanzenmaterial aufheben und dann mit dem Mikroskop in die Tiefen der Schimmelpilze eintauchen. Ich will hier die Gattung Harzia zeigen, einen alltäglichen Pilz, der quasi auf jedem pflanzlichen Material vorkommt. Dann seinen seltenen Albinobruder, die Gattung Olpitrichum und schließlich die selteneren Synanamorphen dazu, die Gattung Proteophila (nicht zu verwechseln mit der optisch ähnlichen Gattung Aspergillus). Zuverlässige Artenangaben sind ohne Sequenzierung bei Hyphomyceten kaum möglich.

VG, Tonio

1) Harzia (Konidien gelb-braun, daher nicht färbbar mit Baumwollblau + Milchsäure = acyanophil) - von Corylus

2) Olpitrichum (Konidien hyalin, daher färbbar mit Baumwollblau + Milchsäure = cyanophil) - von Buxus

3) Die synanamorphe Proteophiala zu Harzia - von Rhododendron

(Phyaliden + Konidien hyalin, daher färbbar mit Baumwollblau + Milchsäure)

4) Die synanamorphe Proteophiala zu Olpitrichum - von Raphanus

(Phyaliden + Konidien hyalin, daher färbbar mit Baumwollblau + Milchsäure)

Hallo Dungpilz-Freunde,

hier an einem kleinen Fluss gibt es viele „Biber-Rutschen“. Dort konnte ich einige Köttel auflesen. Es entwickelten sich viele Volutella sp. (1). Daneben sah ich auch viele gelbe Pusteln (2). Diese stufte ich als Staphylokoccus aureus-Haufen ein (Sporen 0,5-1,5 µm). In/an diesen Haufen gab es auch diverse andere Arten. U. a. gab es zwei verschiedene „Conidiomata“. Einmal mit ovalen Konidien (5-7 x 3,5-7 µm) (3), und dann mit runden Konidien (6,5-8 µm) (4). Diese beiden konnte ich nicht bestimmen. Oder sind es nur in Schleimklumpen verklebte Artefakte?

HG, Tonio

1) Volutella sp.

2) Gelbe Pusteln

3) „Conidiomata“ mit ovalen Konidien

4) „Conidiomata“ mit runden Konidien

Sorry. Mein Flüchtigkeitsfehler,

VG, Tonio

Hallo Thorben,

Ich klebte die gleiche Stelle und andere wiederholt ab, konnte diesen Fund aber nicht wiederholen.

VG, Tonio

Hallo Thorben und Stefan,

könnte das ein Myriodontium sp. sein? Ich fand ihn aber nicht auf Keratin, sondern auf einem Röhrling (Xerocomus) quasi als Beifang (konnte keinen FK nachvollziehen). Nachdem aber Seifert et al. schreiben „auf Boden, Federn und Tieren“ stünde das nicht direkt im Widerspruch. Oder habt ihr eine andere Idee?

VG, Tonio

Hallo Thorben,

Colletrichum ist eine gute Wahl. Seifert et al. listen diese Art nicht auf. Aber bei Ellis kommt C. dematium (Fig. 1320) ganz gut hin. Nur sind bei mir die sichelförmigen Konidien einmal septiert. Wie kommst du auf Colletrichum. Hast du andere Monographien als die beiden genannten.?

VG, Tonio

Hallo Thorben,

du hast recht. Heutzutage kann man ohne Sequenzierung keine Art bestimmen, oder höchst selten bei sehr auffälligen und exklusiven Merkmalen. Ich begnüge mich daher mit der Gattungsbestimmung. Alles andere überlasse ich den Mycologen. Auch so betrachte ich das Hobby als sehr spannend und erfüllend.

VG, Tonio

Hallo Ulla und alle Pilzfreunde,

auf Rindenmulch sah ich diesen gelben Pilz von ca. 1 x 0,5 cm. Ich bin mir nicht sicher, ob das überhaupt ein Schleimpilz ist oder das in eine andere Richtung geht. Die sporoiden Gebilde waren auch gelblich mit ca. 20-30 µm Ø.

VG, TonioS

Hallo Thorben,

Wie kommst du denn da auf Verticillium? Das kann doch alles sein. Eher in Richtung Acremonium.

HG, TonioS

Hallo Stefan,

Fusarien mit Seten kenne ich nicht.

VG, Tonio

Hallo Pilzfreunde,

auf Maiglöckchenblättern fand ich zahlreiche Volutella sp. (1).

Aber daneben waren auch noch andere, auf dunklem Untergrund kaum zu sehende interessante Pilze mit dunkelbraunen Seten und hyalinen, sichelförmigen Konidien. Diese identifizierte ich als Rattania sp. (2). Mein Problem mit dieser Bestimmung ist, dass sie nicht mit der Beschreibung bei Seifert et. al. (Eine Species in Indien nachgewiesen) übereinstimmt . Zudem sah ich auch die Anhängsel (polar setulae) an den Konidien nicht.

Also könnte es etwas anderes sein. Hat jemand einen Vorschlag?

Möglicherweise liegt aber bei Seifert et al. ein Irrtum vor: In der Beschreibung steht „Setae unbranched“ und in der Abb. sind die Seten deutlich septiert!

VG, Tonio

1:

2:

Hallo zusammen,

da ist jetzt noch ein Tintling gewachsen. Der könnte schon ein C. lagopus sein, denke ich, Leider hatte ich an diesem Tag keine Zeit für eine Mikroskopierung und am nächst war er schon vergangen.

VG, Tonio

Nachtrag

Seit Tagen blieb meine Anfrage unbeantwortet. Eigentlich hatte ich nur jeweils oder selektiv einen Gattungsnamen erwartet, dann hätte ich dort weitersuchen können.

Nun frage ich mich, was ich falsch gemacht habe:

Habe ich die Komplexität des Themas unterschätzt und mit 5 Fragen die Community überfordert?

Habe ich zu wenig Infos geliefert?

Sind es doch keine „alten Bekannten“ für Euch?

Soll ich zuerst selbst Bücher wälzen?

Wenn es letzteres ist, dann hier meine vage Einschätzung:

A) Coprinopsis sp.

B) Schizothecium dakotense

C) Oedocephalum glomerulosum

D) Podospora sp.

E) Coprinopsis lagopus

VG, Tonio

Hallo Pilzfreunde,

Was Dungpilze anbelangt bin ich völlig unbedarft, weshalb ich mir mal die Pilze auf Pferdedung anschauen wollte. Dazu erwarb ich das Büchlein von M. Richardson & R. Watling mit dem Schlüssel. Aber wie es halt so mit Bestimmungsschlüsseln ist: „falsch abgebogen, schon verflogen“. Kann mir jemand ein besseres Buch oder eine App empfehlen mit Abbildungen?

Für`s erste bitte ich um Bestimmungsunterstützung. Vermutlich sind das alles alte Bekannte für Euch.

VG, Tonio

A) Sporen braun ca. 8-10 x 5-6 µm

B) Ascoma weiß; ca. 32 Sporen pro Ascus, Asci ca. 290 x 80; J- evtl. dextrinoid an Spitze, Sporen ca. 20-27 x 11-13 µm,

C) Hyphomycet, Sporen ca. 5-7 x 3 µm

D) Ascoma schwarz, haarig; 8 Ascosporen pro Ascus, J-; Asci ca. 250 x 40-50; Ascosporen 50-60 x 25-30 µm, leicht kopfige Paraphysen

E) Coprinellus etc., Sporen ca. 7-10 x 5,5-6; Basidien ca. 15 x 10 µm, ~Zystiden? ca. 40-70 x 8-12 µm

Hallo zusammen,

an Bambusstielen fand ich diese Sporen/Konidien - allerdings ohne überzeugende Hyphenstränge. Wenn ich einen Namen hätte, könnte ich gezielter nach mehr suchen. Die Konidio/Ascosporen bilden gemusterte Dreiecke, die sich beim Trocknen zu Hütchen verformen. Sie sitzen an kurzen Stielchen, die an der Hütchenspitze ansetzen, Oft sind Massen davon zu sehen, als ob sie aus Ascomata kämen. Die Maße sind ca. 20 x 18 µm. Hat da jemand einen Namen?

VG Tonio