Beiträge von Tricholomopsis

Zitat von Krötenhocker

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Wenn das nur jedem bewusst wäre... warum werden denn so oft in der Literatur Messwerte auf 0,1 µm Genauigkeit angegeben?

Vielleicht weil sie nicht min-max sondern ein Konfidenzintervall angeben?

Äh... nein. Ich bin durchaus in der Lage, bei einer Publikation zu erkennen, ob die Autoren Konfidenzintervalle angeben oder Min-Max-Grenzen. Das kannst du mir ruhig zutrauen Man findet beides - je nach Autor und Publikation.

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Mir ging es um die Aussage, das keine Standardverteilung (also wohl Normalverteilung) vorliegt, nur anhand eines Balkendiagramms zu bestimmen.

Ich bezog mich nur auf deine Aussage, die auf die meine (von dir zitierte) Aussage kam. O.k., dann weißt du, dass es Heterosporie gibt (und kennst auch Publikationen daraus).
Natürlich kann man an einem Balkendiagramm nicht sofort erkennen, welche Verteilung zugrinde liegt. Es ist halt nur ein bisserl "Zufall", dass das Diagramm rechtsschief erscheint (ich hatte auch da nur umgangssprachlich spekuliert). Ich hatte gedacht, dass mein "Aufruf", die Normalverteilung durch sehr viele Messungen zu prüfen, klar machen würde, dass ich auf hohe Stichprobenzahlen aus bin.

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was heißt bei dir verlässlich? Der Mittelwert hat eine Streuung, genau wie die Stichprobe. Die wird bei einer normalverteilten Stichprobe mit steigender Stichprobengröße kleiner.

Ja, und 2 + 2 = 4. Natürlich hat der Mittelwert eine Streuung. Ich gehe aber davon aus, dass bei genüpgend hoher Stichprobenzahl die Streuung kleiner sein dürfte, als die Streuung, die von Kollektion zu Kollektion auftritt. Bei Kremplingen weiß ich es, da ich ein paar Tausend Sporen vermessen hatte.

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Das heißt, deiinem Prof war egal, mit was für einer Verteilung er es zu tun hat???? Das muß aber schon lange her sein. Heutzutage haben wir Computer können diese Tests in Millisekunden durchführen

Das habe ich nicht gesagt. Es war a) nicht "mein" Prof. (ich habe nicht bei ihm studiert) und nein, es war ihm nicht egal, welche Verteilung passen würde. Ich habe eher den Eindruck, dir ist es egal, weil du immer von Normalverteilung ausgehst. Kannst du so machen, tust du ja auch, auch dann, wenn es nicht normalverteilt ist. Wie gesagt, durch geeignetes Rausnehmen von Werten kann man sich immer eine Normalverteilung hinbiegen.

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Also ich vermute (anscheinend im Gegensatz zu dir) eine Normalverteilung.

Heureka! Ja, das ist es, was ich hier jetzt zum dritten Mal schreibe. Nur kann ich meine Vermutung sogar begründen - biologisch begründen.

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Auf der Basis kann ich Ausreissertests machen. Auch wenn ich noch keine habe.
Meistens habe ich aber sowieso eine. Und selten mal Ausreisser.

Und erneut: erhöhe die Stichprobenzahl. Prüfe deine Annahme durch geeignet hohe Stichprobenzahl.

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Wenn es dir ums Beschreiben geht, dann mußt du ja erst recht einen Weg finden, eine schiefe oder logarithmische Verteilung mit seinen Parametern so beschreiben, dass die restliche Welt mathematische Vergleiche damit durchführen kann.

Ich will, dass die restliche biologische Welt Vergleiche anstellen kann. Das ist mein Ziel, wenn ich eine Art beschreibe. Deshalb finde ich bei begrenzter Stichprobenzahl die Angabe von Min-Max-Werten (unter Angabe der Stichprobenzahl) sinnvoller. Deshalb stütze ich mich lieber auf die Mittelwerte, da die mit einfachsten Mitteln gut greifbar sind.

Deinen Punkt des "Wegwerfens" verstehe ich aber immer noch nicht. Was nicht ind Konzept passt, wird gelöscht? Da wird's doch erst spannend.

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Also entweder Konfidenzintervall oder Min Max. Beides durcheinander funktioniert nicht.

Wo soll ich denn geschrieben haben, dass man beides durcheinander machen soll? Man kann aber beides getrennt angebem, wenn man mag. Also die subjektiv geschätzten Min-Max-Grenzen und anhand einer Gaußverteilung (als Grundannahme, die aber eben angreifbar ist) die Intervalle. (damit es nochmal klar wird: getrennt voneinander)

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Wie die angegeben werden, ist zweitrangig. Da habe ich schon alles gesehen. Manchmal sogar mit Mittelwertkonfidenzgrenzen.

Ich schrieb: wie die Min-Max-Grenzen angegeben werden. Und nein, da ist nicht zweitrangig, wie sie angegeben werden. Physiker sind da vielleicht penibler als Biologen - Übergenauigkeit bei Messwerten sind unschön (ich drücke es mal so aus).

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Hab ich schon lange. Da helfen dann tatsächlich die QQ und PP-Plots weiter. Und natürlich kann ein Scatterplot Häufungen zeigen.
Ausserdem kann ein Blick auf die Basidien auch Wunder wirken.

Was denn nun? Wenn du an den Basidien erkennst, dass die Art heterospor sein dürfte, zwängst du trotzdem die Normalverteilung (notfalls trotz zweier Maxima) auf?

Ich breche hier einfach mal ab, da es nichts bringt, fürchte ich. Wir reden ständig aneinander vorbei und ich habe den Eindruck, du leist gar nicht, was ich schreibe, da du immer wieder Dinge bringst, die ich weder geschrieben noch gemeint habe.

Man kann es nämlich so zusammenfassen:

Ich gehe davon aus, dass Normalverteilung nur in Ausnahmefällen vorliegen dürfte und sehe Konfidenzintervalle auf Basis der Normalverteilung als nette Spielerei an, aber nicht als zwingend sinnvoll. Ich gestehe natürlich zu, dass dies ein objektivierbares Verfahren ist - im Gegensatz zu subjektiven Min-Max-Abschätzungen.
Zudem gehe ich davon aus, dass der Faktor Mensch als Messperson größer ist als die Genauigkeit der Intervallangebane (manche messen eher größere Sporen mit als kleinere, andere messen öfter kleinere - die Verteilung kann personenabhängig sein - und es kann auch systemische Fehler geben - falsches Ansetzen der Messung, Messen vom Foto usw.)

Aus diesen Gründen sehe ich die Angabe der Konfidenzintervalle kritisch und in manchen Fällen als unsinnig an (weil Heterosporie wegwischend, was aber eine wichtige Eigenschaft von manchen Arten ist).

Du hingegen weißt, dass rechtsschiefe Verteilungen auftreten können, ignorierst das aber, da die Methode der Konfidenzintervalle einerseits praktisch und einfach ist und andererseits objektivierbar (abgesehen vom Faktor Mensch, dermisst).

Dahr gibst du Intervalle an, wenn du punlizierst(?), ich hingegen meist Min-Max-Grenzen mit Mittelwert.

Zwei Meinungen - jede hat Argumente dafür und dagegen. Kann man wertneutral hinnehmen. Falls es dich ärgert, dass ich keine Konfidenzintervalle (aus Prinzip) angeben will, muss ich dir leider sagen, dass dazu kein Grund besteht (ich vermute es, weil du mir doch arge Mangelbildung in Statistik unterstellst - ich habe auch schon Korrespondenzanalysen zu Fuß gerechnet, um die Algorythmen der Statistiksoftware zu prüfen, die ich dafür verwende - PcOrd).

Dieses "ad hominem" finde ich unnötig.

Besser fände ich es, wenn man neutral diskutieren und argumentieren könnte. Das sehe ich hier leider eher nicht, da du emotional betroffen bist (mein Eindruck). Falls ich mich täusche, fein.

Im Moment steht es halt so: du rechnest deine Intervalle, ich mache es bewusst nicht. Und gut ist. Du wirst meine Intervalle als subjektiv und nicht überprüfbar bezeichnen (vermute ich), ich werde dagegen argumentieren. Und du wirst deine Intervalle als das nonplusultra rühmen und ich werde dagegen argumentieren. Das Argumentieren werden wir aber nur machen, wenn es auch etwas bringt. Und da sind wir, fürchte ich, im Moment an einem Endpunkt angekommen.

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Ich teste einfach gegen. Hier ein Foto meines Objektmikrometers mit dem 100er Öl

Was testest du gegen? Dass du auf plusminus 0,5 µm sie 50 µm ausmessen kannst? Bei einem völlig plan liegendem Objektmikrometer? Das hätteich dir auch gleich sagen können.

Ich versuche es nochmal zu erläutern:

Du erkennst an deinem Foto, dass die Ränder des Gitters unscharf sind. Du setzt irgendwo in der Unschärfe mit der Maus den einen Messpunkt, irgendwo in der Unschärfe den zweiten Messpunkt (oder du versuchst, exakt die Mitte zu finden, also die Mitte der schwarzen Striche). Ich behaupte einfach mal, dass das Erkennen von Strukturen bei ca. 0,3 µm liegt, die Messgenauigkeit der Positionierung deiner Messpunkte ebenfalls. Man kann daraus für die Einzelmessung eine Fehlerabschätzung machen. Und du hast hier ein flaches, kontrastreiches Objekt, keine gewölbte, ev. kontrastarme Spore.
Ich "wage" daher zu sagen, dass Sporenmessungen nicht sooo einfach sind. Und ein Foto einer unscharfen Struktur ist nur ein Foto einer unscharfen Struktur. Messe ich am Originalobjekt, kann ich den Schärfetrieb nutzen, hoch und runter fahren, prüfen, ob die Spore richtig liegt - am Bildschirm verleitet es m.E. dazu, alles zu nehmen, wenn es nur irgendwie richtig liegt oder irgendwie scharf ist.

Ich bin halt altmodisch und schaue das Original an. Ich bin ja sogar so altmodisch, dass ich lieber zeichne, als zu Fotografieren (am Mikroskop) - man kann so eine größere "Tiefenschärfe" z. B. bei Hutdeckschihcten darstellen. Ich bin eben ein "Schüler" von Agerer, der ein "Schüler" von Oberwinkler war - und beide legten großen Wert auf saubere und klare Analysen und Zeichnungen. Uns ja, ich weiß, dass bei kontrastreichen Objekten wie anfärbbaren Sporen mit Ornament durch das Stacken sehr gute Resultate möglich sind.

Langer Rede kuerzer Sinn (zum zweiten): ich bin halt altmodisch - du kannst mich auch fossil nennen. Nur eins mache ich durchaus: ich mache das, was ich tue, bewusst und habe auch Argumente dafür. Ich mache es nicht wegen Unwissenheit oder weil ich zu blöd bin, zu wissen, was ein Konfienzintervall überhaupt ist oder dass auch ein Mittelwert nicht "der" Mittelwert ist, sondern ein Wert ist, der innerhalb eines Intervalls liegt, in dem auch der "wahre" Mittelwert liegt und dass die Größe des Intervalls von der Zahl der Messungen abhängt (und ja, auch davon, ob man 95%, 99% oder 80% oder was auch immer zugrunde legt).

LG
Christoph

Servus Jens,

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Jede Messung ist eine Schätzung. Wenn ich am Bildschirm messe, habe ich eine Scalierung pro Pixel. Natürlich hast du mit der Abbyschen Grenze recht. Das ändert aber nichts daran, das man automatisch irgendeinen Kommawert bei einer Messung am Bildschirm erhält.

Das ist mir völlig bewusst, keine Sorge

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Also 23 Pixel * 0,3425(also Scalierung) ergibt nun mal irgendeinen krummen Wert, erst recht wenn noch diagonal gemessen wird.
Also schreibt das Messprog 7,88 oder 7,9, je nachdem wieviele Nachkommastellen ich einstelle. Und das ist so erst mal richtig.

Auch völlig richtig. Ich habe ja auch nur gesagt, dass das (bei Laien) dazu verleitet, übergenaue Messwerte als Endergebnis (ohne zu runden) aufzugreifen.

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Es geht darum, dass sich diese Schätzungunauigkeit über die Anzahl der Messungen ziemlich ausgleicht. Also mal ein Pixel mehr, mal eins weniger und das erzeugt einen relativ guten Mittelwert.

Siehe meine Aussage. Der Mittelwert ist daher verlässlich, wenn die Zahl der gemessenen Sporne groß genug ist.

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Und grundsätzlich gilt: Gerundet wird am Schluß!

Wenn das nur jedem bewusst wäre... warum werden denn so oft in der Literatur Messwerte auf 0,1 µm Genauigkeit angegeben?

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Das Problem der statistischen Auswertung: Es wird von einer Standardverteilung ausgegangen, die aber nicht vorliegt. Damit sind auch Tests auf Standardverteilung nicht so sinnvoll. Der Grund wurde hier bereits angesprochen. Es gibt mehrere Sporenpopulationen, die gemischt sind.

Das ist ja jetzt eine Aussage, die ich so nicht stehen lassen kann.

Jetzt wird es interessant. Das heißt, du verneinst, dass Sporen von einsporigen Basidien eine andere Sporenpopulation bilden als Sporen von viersporigen Basidien?

Ich behaupte, dass Sporen einsporiger Basidien im Schnitt das vierfache Volumen haben als Sporen viersporiger Basidien. Jetzt hängt es von der Sporenform ab (und der Art, wie sie auswächst), ob das jetzt die Dicke (da fällt es nicht so auf) oder die Länge betrifft. Trotzdem sind sie im Schnitt größer.

Dann behaupte ich (und ich kann das gerne auch belegen), dass es heterospore Pilze gibt. Bei und ist vor allem Amanita da zu nennen - da gibt es dann neben den unterschiedlich sporigen Basidien auch noch dickwandige und dünnwandige Basidien. Erstere sind voluminöser und bilden größere Sporen.

Bei Saftlingen kann das so extrem sein, dass du zwei unterschiedliche Sporenmaßgrenzen hast, die sich nicht mal mehr überlappen (manche aus der Hygrocybe firma-Gruppe, tropische Arten).

Lassen wir die Exoten weg... Ich sage also, dass neben den (vermutlich normalverteilten) Sporen der viersporigen Basidien auch noch die der dreisporigen, der zweisporigen und der einsporigen dazu kommen. Da diese weniger häufig auftreten und wegen der feinen Abstufung (4, 3, 2, 1 statt 4 vs. 1) wird es kaum eigene Maxima geben, dafür aber eine rechtschiefe Verteilung.

Du widersprichst dem bzw. kannst das nicht stehen lassen. Daher interessiert mich, wo ich mich hier irre (denn das und nur das war erstmal meine Aussage).

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Gerade bei kleinen Stichproben kann man anhand von Scatterplots oder Balkendiagrammen meist nicht ansatzweise erkennen, ob eine Normalverteilung vorliegt.

Wie auch, zudem wenn es nicht einmal eine Normalverteilung ist?

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Das bedeutet, testen auf Normalverteilung ist Pflicht, genauso wie ein Ausreissertest.

Ich habe darüber mit einem Mathematikprofessor (Fachgenbiet Statistik) im Rahmen meiner Diplomarbeit (wegen meiner Paxillus-Sporenmessungen) sehr ausführlich korrespondiert und auch direkt diskutiert. Er würde dir nicht folgen - ich hatte es erst auch so vor, aber er hat mich überzeugt, dass dem nicht so ist. Ich bin aber kein Mathematiker, habe nur Physik und Biologie studiert und Physiker wenden die Mathematik eher an als dass sie in die Theorie einsteigen (Biologen sowieso).

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Oft reicht nämlich schon ein Ausreisser aus und es ist keine Normalverteilung mehr.

Du kannst gar nicht entscheiden, ob eine zu große Spore ein Ausreißer ist, wenn du nur weig Sporen misst. Denn wenn die SAporen nicht normalverteilt, sondern rechtsschief verteilt sind, dann ist der "Ausreißer" nach rechts typisch für die zu erhaltene Verteilung. Misst man genügend viele Sporen aus, dann kann man eher entscheiden, ob es Ausreißer sind oder zu erwartende Messungen im rechten Bereich. Presst man aber von vornherein aus Prinzip eine Normalverteilung drauf und schmeißt alles raus, was dem widerspricht (Ausreißer), was hat man dann? Klar, eine Normalverteilung. Ergibt das aber Sinn?

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Im Volvariella Fall oben ist es keine Normalverteilung. Trotzdem erhält man einen Mittelwert und kann Konfidenzintervalle bilden.

Mittelwerte ja, klar. Und der Vergleich zwischen arithmetischem Mittel und Median zeigt, ob es rechtsschief ist oder nicht. Falls ja, sind die Konfidenzintervalle der Normalverteilung biologisch unsinnig. Die Intervalle müssten dann asymmetrisch sein. Man kann natürlich definieren, dass man unabhängig von der Verteilung die Konfidenzintervalle einer Normalverteilung erzwingt und die als Vergleichsmaß anwenden. Das Problem ist da nur eben das Eliminieren von Ausreißern.

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Diese werden in diesem Fall nicht ganz zutreffen, da eben keine Normalverteilung vorliegt, sondern vielleicht eine Logarithmische Verteilung. Diese könnte man zwar normieren, aber viel wichtiger sind doch folgende mögliche Aussagen und Fragen. Ist das bei Volvariella normal? Wenn nein, kann ich meine Stichprobe wegwerfen, weil sie zu keinen in der Literatur publizierten Werten passt.

Häh? Wegwerfen? Warum? Wenn das für Volvariella normal ist, "die Literatur" das aber nicht widergibt, dann sollte man die Befunde nicht wegwerfen, sondern "die Literatur" korrigieren. Ich denke hier nicht nur an Bestimmen, sondern an Beschreiben. Zur einfachen Artbestimmung reichen meist Schnelltests, wenn beispielsweise Sporenmaße zweier Arten sich stark unterscheiden. Ich könnte dann auch sagen, dass ich alle Mittelwerte wegwerfe, nur weil viele Bücher die nicht angeben... Verstehe ich nicht wirklich

Wenn ja, müsste man mal testen, ob eine andere Verteilung in Frage kommt oder ob es gar keine so große Rolle spielt, dass es nur knapp keine Normalverteilung ist.

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Richtig empfunden, jedenfalls beim Mittelwert und den Konfidenzgrenzen und der Stichprobengröße.

Ich habe es wohl zu salopp (oder unpassend mit einer Prise Ironie) formuliert. Es ist mehr als Empfindung - ich kann auch begründen.

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Was du vergessen hast, ist die Konfidenz selber, denn es macht für die Grenzen der geschätzten Verteilung schon was aus, ob ich mit 80, 90 oder 95% schätze.

Nein, ich habe das nicht vergessen, nur nicht explizit dazu geschrieben. Ich ging davon aus, dass das ohnehin klar ist.

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Angaben wie (5,2-)5,6-7,8 x 3,1-4,6 µm empfinde ich als unsinnig, da niemand mit einem Lichtmikroskop 5,6 µm lange Sporen von solchen, die 5,5 µm lang sind, unterscheiden kann. Die Physik ist da unbestechlich.

Die Physik schon. Die Mathematik ist da zum Glück einen Schritt weiter.

Mathematik ist Geisteswissenschaft. Ich rede hier von Biologie - und ich hatte mich hier auf die klassischen Ober- Untergrenzen und nicht auf errechnete Intervallgrenzen bezogen. Die werden meist auch anders angegeben (Mittelwert als Einzelwert und dazu die Intervallgrenzen).

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Denn, man gibt ja keine gemessenen Werte in den Konfidenzgrenzen an, sondern errechnete.

Wer ist "man"? Falls man das macht, also errechnete Werte anzugegen, dann natürlich auf 0,1 µm genau. Dann muss aber auch explizit angegeben sein, dass es nur einfiktiver, errechneter Wert ist.

Ich hatte dazu übrigens ja explizit geschrieben, dass es nett wäre, das mal zu testen. Hast du, nachdem du mal z. B. 40 Sporen gemessen hast und deine Berechnungen gemacht hast, diese mal überprüft, indem du 4000 Sporen misst und dann nochmal die Konfidenzintervalle berechnen lässt bzw. nachprüfst, ob überhaupt eine Normalverteilung vorliegt?

Ich behaupte, dass man bei einer sehr großen Zahl an Einzelmessungen die Normalverteilung abhaken kann (aufgrund der Hetersporie) - es sei denn, man hat eine Spezies, die nur eine Sporenpoputlation hat.

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Und die sollten schon ziemlich genau angegeben werden. Denn, um Mittelwerttests zum Vergleichen von Stichproben machen zu können, benötigt man die Standardabweichung und die kann man nur wieder zurückrechnen, wenn man obige Angaben ziemlich genau hat.

Siehe oben und siehe meinen Beitrag, auf den du dich beziehst.

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Man schätzt immer die Grundgesamtheit, also hier alle Sporen des Pilzes. Eine Diskussion über die Kommastellen der eigenen kleinen Stichprobe ergibt sich nicht aus der Auflösung des Lichtmikroskopes, sondern aus der Reproduzierbarkeit der Angabe und dem späteren Mehrwert.

*seufz* Wir reden hier aneinander vorbei. Übrigens folgt die Reproduzierbarkeit der Angabe aus dem Auflösungsvermögen. Mach mal Sporenfotos bei 100facher Vergößerung - vergrößere das Foto dann di8gital auf 10.000-fach und miss dann auf 0,sonstwas µm genau aus. Dann ist keine der Einzelmessungen sauber reproduzierbart, es sei denn, du versuchstr auzfwändigst den Schärfebereich zu quantifizieren und dann z. B. die Mitte zu nehmen. Dann kann es sein, dass du aber nicht die Sporenwand, sondern einen Beugungsring genommen hast (usw.). Natürlich hängt dier Reproduzierbarkeit der Messung vom Messgerät ab.

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Allgemein bekannt ist, das der Mittelwert-T-Test und der Welch-Test sehr robust darauf reagieren, wenn es mal nicht ganz eine Normalverteilung ist.

"Wenn es mal nicht ganz eine Normalverteilung ist" ist schon sehr euphemistisch, wenn du deutlich heterospore Arten vor die hast. Bei sagen wir mal 20 Messungen und Eliminieren von Ausreißern wirst du aber "berechnen", dass sie nicht heterospor sind. Und schon ist die errechnete Aussage biologisch unsinnig. Extremes Beispiel, ich weiß, aber denk einfach mal drüber nach.

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Das führt dazu, dass auch bei schiefen Verteilungen diese Tests ganz gut funktionieren. Und das bedeutet, dass auch wenn mal keine Normalverteilung vorliegt, man die Angaben mit Konfidenzintervallen trotzdem machen sollte, aber diese Tatsache erwähnen sollte.

"ganz gut funktionieren" ist eine sehr unmathemtische Aussage. Einerseits argumenbtierst du sehr strikt mathematisch, um am Ende bei dem Problem von rechtsschiefen Verteilungen zu sagen "es geht schon ganz gut". Das finde ich in sich unlogisch.
Die These, dass man dann trotzdem Konfidenzintervalle angeben sollte, kann ich durchaus nachvollziehen, aber eben nicht die der Normalverteilung. Da teile ich deine These nicht.

Was mich wundert, ist die Verknüpfung von Pilzbestimmung (Werte wegschmeißen, wenn sie nicht zur Literatur passen) mit dem errechnen von Konfidenzintervallen. Die Pilzbestimmung wäre ein Test, ob die eigenen Sporenmessungen eher auf Art 1 oder auf Art 2 passen. Man kann da durch geeignete Tests die Wahrscheinlichkeit der Zuordnung errechnen, wenn man die Verteilungnen der beiden zugrundeliegenden Arten hat. Dafür muss aber jemand von den beiden Arten bei sehr vielen Fruchtkörpern Messungenb erhoben haben, um auch die Schwankungen zwischen Kollektionen einer Art mit einzubeziehen. (deshalb habe ich so viele Kremplingskollektionen ausgemessen und die Bereiche der Mittelwerte ausgerechnet mit Konfidenzintervallen für die Mittelwerte). Das müsste mit jeder Messgröße passieren (L, B, Q, V usw.). Dazu gibt es aber kaum Daten. Es wäre also wenn, dann doch sinnvoll, hier auf Dokumentation und weniger auf Bestimmung zu gehen (ich weiß nicht, ob das jetzt nachvollziehbar ist). Naja, egal.

Ich will auch nicht streiten - ich nicke nur nicht jede These gleich ab. Und das Aufpressen einer Normalverteilung auf eine rechtsschiefe Verteilung mache ich persönlich eben nicht. Und seit ich wieder Amateur bin und auch nicht mehr so genau messen kann (die Auflösungsgrenze erreicht mein Mikroskop nicht, das in der Uni war da außergewöhnlich) und ich auch wieder (zeitbedingt) gröber arbeite, werte ich wieder eher klassisch aus. Also Schwerpunkt auf Mittelwerte, weniger auf die Grenzen der Populationen. Bin eben nur Amateur.
Das Messen von Fotos lehne ich für mich auch ab - bin da eben altmodisch und mache es so, wie ich es in der Uni gemacht und gelernt habe. Ich messe lieber am Original als an einer Rpeoduktion des Originals. Und da kann ich besser entscheiden, ob die Sporen richtig und wirklich plan liegt.

Meine Sorge ist nur:
Da gibt es ein Blackboxsystem - man macht ein Foto, man lässt am Bildschirm ausmessen, vertraut der Software und schreibt die Ergebnisse ab (kenne ich aus der Biologie, insbesondere bei multivariaten Auswertungen, also Korrespondenzanalysen). Wenn dann der Anwender nicht weiß, was da wirklich passiert, kommt es leicht zu Fehlanwendungen (siehe mein Beispiel der Heterosporie).

Sind alles nur Gedanken. Ich habe mich halt beruflich bedingt damit sehr intensiv beschäftigt. Daher äußere ich mich auch dazu

LG
Christoph

VG, Jens
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Servus Jan-Arne,

mach aus den zwei Arten 10 und wir sind beinsammen. Ich hatte mich mal vor ein paar Jahren mit Henningsomyces beschäftigt, weil ich eine möglicherweise unbeschriebene Art gefunden hatte. Ich habe damals die Spezialistin Philomena Bodensteiner einbezogen und als Cyphelloidenpapst Prof. Agerer (ihren Doktorvater). Leider habe ich den Bestimmungsschlüssel nicht mehr parat (damals war ich noch an der Uni), den ich damals von beiden bekam. Es war dann unklar, ob neu oder doch nur eine aberrante Variante von H. puber - und da beide nicht so an Henningsomyces dran waren, unterblieb dann eine Beschreibung.

Langer Rede kurzer Sinn - Henningsomyces ist komplexer als gedacht (jedenfalls ging mir das damals so) und extrem untergesammelt/unterbearbeitet.

Was der Pilz hier ist, wird ohne genauere anatomische Analyse und ohne ältere Fruchtkörper, nicht sicher zu sagen sein.

LG
Christoph

Serevus Marco,

ja, das ist ein cyphelloider Pilz, also ein Basidiomyzet. Wegen des kleinen Lochs dachte ich direkt an Henningsomyces (aber halt noch sehr jung). Dass sie teils in die Länge wuchsen, klingt sehr danach. Die können auch hellocker werden, wenn sie reifen (je nach Art). Die Gattung ist relativ groß (wenn sie denn stimmen sollte) - mehr als "nur" Henningsomyces candidus! Es gibt aber sehr viele Gattungen cyphelloider Pilze.

Wichtig sind neben den Sporen (eine sieht man ja) - also Form, Größe, Öltröpfchen - vor allem die Randhaare. Sind sie verzweigt, unverzweigt, inkrustiert usw.? Es gibt auch andere röhrenförmige cyphelloide als Henningsoymces.

Hier als kleiner Einstieg eine Grundlagenarbeit von Agerer aus dem Jahr 1973: https://www.zobodat.at/pdf/Mit…Muenchen_19_0163-0334.pdf
Sie enthält einen Gattungsschlüssel für mehr oder weniger weiße Cyphelloide mit Randhaaren.

LG
Christoph

Danke für die Infos zum Fundort! Den Wald kenne ich sogar - das Totholzangebot ist jetzt nicht urwaldartig, aber durchaus naturnah. Gut zu wissen (deshalb sind Publikationen so wichtig).

Zur Trennung der beiden Arten - unsere Aporpium macroporum hat deutlich auf Druck gebräunt. Deadaloide Poren hatten wir auch, aber auch bei normalen Poren ging es bis 1 mm Durchmesser (am Fruchtkörperrand enger).
Wenn Aporpium cansecens auch mal recht große Poren haben sollte, wäre auch das gut zu wissen.

Unsere Sporen waren 5,5-6,4-7(-8) x 3-3,3-4 µm, also deutlich breiter als bei A. canescens. Am besten kann man die beiden Arten wohl am Sporenwuotienten unterscheiden. Bei uns lag der Schnitt bei 1,96 (alles in Bezug auf 40 gemessene Sporen)

Du schreibst

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Sporen zylindrisch –“ allantoid; um 5-7 x 2-3 µm

Das passt doch bestens zu A. canescens. Es fehlen leider die Mittelwerte. Du wirst beim Quotienten vermutlich bei um die 2,3-2,4 bezüglich des Mittelwertes liegen. Und die Sporenbreite im Schnitt unter 2,5 µm?

Das nordamerikanische Aporpium caryae wiederum hätte den Quotienten von A. macroporum, aber insgesamt kleinere Sporen. Anhand der Sporen sollte man die drei Arten (neben der ITS) gut trennen können. Die makroskopische Variabilität hingegen muss noch erforscht werden. Es reicht aber offensichtlich nicht, nur nach größeren Poren zu suchen.
Ich habe mich daher in meinem Schlüssel zur Gattung neben der Poren auf die Mittelwerte der Sporenbreite und des Quotienten gestützt.

LG
Christoph

P.S.: Aporpium canescens hat einen auffallend stechend-scharf-sauren Geruch. Ist der bei deiner Kollektion aufgefallen?

Der Thread ist sehr interessant, danke für den tollen Eröffnungsbeitrag.

Ich habe aber ein paar kritische Anmerkungen.

Die Sporenmessung am Bildschirm suggeriert eine Messgenauigkeit, die nicht existiert. Man kann nicht auf Hunderstelt Mikrometer genau messen, wenn die physikalische Auflösungsgrenze von sehr teuren und sehr gut eingestellten Mikroskopne bei einem Viertelmikrometer (bei blauem Licht) liegt. Daran ändert auch das Ansetzen der Linien mit der Maus nichts, da ihr statt der realen Sporenwandgrenze nur Beugungseffekte wahrnehmt. Die Sporenwandkante ist unscharf - auflösungsbedingt.
Dann besteht die Gefahr, so nicht alle Sporen plan liegen zu haben. Auch verführt es dazu, Sporen in verschiedenen Lagen zu vermessen, nicht nur von der Seite gesehen.

Das Problem der statistischen Auswertung: Es wird von einer Standardverteilung ausgegangen, die aber nicht vorliegt. Damit sind auch Tests auf Standardverteilung nicht so sinnvoll. Der Grund wurde hier bereits angesprochen. Es gibt mehrere Sporenpopulationen, die gemischt sind. In Extremfällen sind Pilze heterospor, das heißt, man kann die Populationen sofort unterscheiden (manche tropische Saftlinge). Andere sind versteckt heterospor (4-, 3-, 2-, 1-sporige Basidien erzeugen eigene Sporenpopulationen). Durch die größeren Sporen bei 1-, 2-, 3-sporigen Basidien sind die Verteilungen rechtsschief. Man erkennt das auch an einem der Balkendiagrammen des Eingangspostings - auf die rechtschiefe Verteilung wurde eine Standardabweichung gedrückt.

Man könnte es testen:
Miss 30 Sporen, lass die Konfidenzintervalle für die Standardabweichung berechnen, miss dann mal 400 Sporen der gleichen Kollektion und schau, ob sie der Vorhersage entsprechen.

Ich messe nicht am Foto, sondern immer am Okular.
In Publikationen sollte man min- max-Angaben immer runden (z. B. auf 0,5 µm), nur bei der Angabe der Standardabweichung (falls das wirklich Sinn ergibt bei rechtsschiefen Verteilungen, die nicht normalverteilt sind) auf eine Kommastelle.

Ich empfinde Mittelwerte (arihtmtisches Mittel und Median, wenn man mag) als sicherer als die Intervalle oder Grenzen, was im Umkehrschluss nicht heißen soll, dass die Grenzen nichts bringen. Nur hängen sie eben von der Zahl der gemessenen Sporen ab. Deshalb reicht es mir bei Publikationen, wenn ich die von-bis-Angaben mit Mittelwerten habe, wenn zudem die Zahl der vermessenen Sporen mit angegeben wird.

Angaben wie (5,2-)5,6-7,8 x 3,1-4,6 µm empfinde ich als unsinnig, da niemand mit einem Lichtmikroskop 5,6 µm lange Sporen von solchen, die 5,5 µm lang sind, unterscheiden kann. Die Physik ist da unbestechlich.
Sowas sollte ehrlicherweise (5-)5,5-8 x 3-4,5 µm heißen. (Mittelwerte habe ich mir jetzt nicht aus den Fingern gesogen...

Soweit nur Gedanken dazu...

LG
Christoph

Hier findet man ebenfalls Schlüssel - bislang von mir erstellt und/oder übersetzt: http://forum.pilze-bayern.de/index.php/topic,1527.0.html - darunter auch Weltschlüssel, Europaschlüssel, teils aber auch nur Schlüssel kleiner Artengruppen (z. B. als neuestes der Antrodia-serialis-Komplex in Europa). Ich habe auf die Indexseite der Schlüssel verlinkt, nicht auf die verschiedenen Schlüssel im Einzelnen.

LG
Christoph

Hallo Stefan,

danke für die Willikommensgrüße und die Blumen

LG
Christoph

Hallo,

Aporpium macroporum (das s in der Beschreibung bitte streichen) ist in Bayern gefunden worden:

Görke C & Hahn C (2016): Ein bayerischer Nachweis von Aporpium macroporum, einem Porling mit Phragmobasidien. Mycol. Bav. 17: 35-45.

Claudia und ich diskutieren hier ausführlich die Abgrenzung zu Aporpium canescens. Schön, dass ein aktueller Fund von Apoprpium canescens aus Deutschland nun vorliegt. Das würde sich auchgut als Publikation in einer Zeitschrift machen, zumal Aporpium möglicherweise Urwaldreliktarten sind (unser Fund stammt aus dem Nationalpark Bayerischer Wald - dort aus einem Urwaldrelikt), die bisherigen Funde von A. canescens scheinen auch dieses Bild zu zeigen. Wie ist denn dein Fundort diesbezüglich einzustufen?

LG
Christoph

Ich finde Catinella auch meist auf corticioiden Pilzen (wie auch Ionomidotis fulvotingens) - möglicherweise besteht da eine trophische Verbindung zu den Cortis... Schöne Fotos!

Hallo,

Agaricus bitorquis rötet im Fleisch und das Röten ist recht variabel - es kann auch auffallend stark ausfallen. Der "Ring" auf dem Bild ist sicher Velum universale, da man oben und unten eine Abrisskante sieht. Jetzt ist Agaricus bitorquis nicht der einzige Champignon mit häutigem Velum universale im Stielbereich. Aber die kräftigen Fruchtkörper, der kompakte Habitus - das spricht schon dafür. Die Artengruppe um A. bitorquis ist aber nicht so leicht, zumindest im Mittelmeerraum (jetzt ist es hier ja auch so heiß).

Coriolopsis passt, aber ob gallica oder trogii ohne Angabe zur Fleichfarbe ist schwer zu beurteilen. Beide können resupinat wachsen und nach Substrat allein darf man nicht gehen.

Amanita strobilifomis passt auch gut, auch wenn es eine Hitzeleiche ist. Es gibt aber auch hier weitere, mediterrane Arten - am Waginger See würde ich die aber nicht erwarten und Amanita solitaria ist es sicher nicht.

LG
Christoph

Dass wir zu viel Stickstoffeintrag haben, ist unbestritten - und auch die Landwirtschaft spielt hier eine große Rolle. Manchmal helfen plakative Sprüche, aber wenn es dann um das Konkrete geht, wird es oft schwierig. "Gegen Gülle" geht nicht - das ist unrealistisch. Man kann ja schlecht Gülle verbieten - auch das Düngen kann man nicht verbieten.

Es gibt auch Landwirte, die verantwortungsvoll mit Dünger umgehen. Ich kenne einen solchen Fall - ein Bach fließt im Lanfkreis Starnberg durch ein Fläche mit Intensivlandwirtschaft. Ich habe die Nitratwerte vor und nach dem Bereich durch eine Seminararbeit prfüen lassen - es gab keine Erhöhung der Nitratbelastung des Baches. Es stellte sich heraus, dass der Landwirt regelmäßig Bodenproben seiner Flächen auf Nitrat- und Ammuniumgehalt untersuchen lässt und anhand dieser die Düngemenge berechnet wird, die auf die Felder kommt. Er spart damit Düngemittel und trägt nicht mehr ein, als durch die Anpflanzung verbraucht wird.

Natürlich haben manche Bauern nur deshalb Wiesen, um die Gülle zu entsorgen, da sie Hochleistungsrinder im Stall haben. Hier ist es besonders übel, wenn im Winter gegüllt wird, was eigentlich verboten ist. Oder wenn zu nah an Gewässer gegüllt wird. Die überdüngte Fettwiese ist schon kauptt - aber das Grundwasser und die Gewässer... da könnte man ansetzen. Grundwasserschutz ist das Gebot - und da kann man auch die vorhandenen gesetzlichen Bestimmungen besser kontrollieren - oder verschärfen (bringt nur was, wenn auch kontrolliert wird).

Massentierhaltung kann man auch kaum verbieten - aber man kann die Rahmenbedingungen so anpassen, dass sie artgerechter ist. Fleichabstinenz zu püredigen, hilft da leider wenig, denn auch das ist nicht realitätsnah. Schaut mal, wie viel im Momenz gegrillt wird. Irgednwoher muss das kommen.

Es geht also nicht um "gegen Gülle", sondern um ein "Güllemanagement".

Die Wahlaufforderung im Eröffnungsthread ist sicher gut gemeint, aber mit sowas sollte man immer sehr vorischtig sein, finde ich.

Übrigens ist das Aufbringen von Gülle auf Magerwiesen in Bayern verboten ("12d-Flächen" sind geschützt, auch in Privatbesitz). Folglich geht es auch hier vor allem um Pufferzonen, um den Schutz der Flächen vor Nitrateintrag durch Oberflächenwasser zu vermeiden/verhindern. Auch da kann man aktiv werden.

Mir der Aktion "gegen Gülle" kann man auch schnell alle Landwirte gegen sich aufbringen. Ob das dem Ziel, wirklich was zu ändern hilft, ist halt die Frage. Ich fürchte, dass dies eher nicht der Fall ist.
Man sieht es auch an den letzten Umfragen zum Wahlverhalten. Die Grünen verlieren an Wählern, da sie als Verbotspartei angesehen werden und weil auch andere Parteien in irgendeiner Form Umweltschutz auf die Fahnen schreiben. Wäre der Ruf der Verbotspartei nicht im Weg, könnten die Grünen zeigen, dass sie "mehr Umweltschutz" (?) wollen - so auch Grundwasserschutz etc. Die "Pilzcommunity" sollte nicht die gleichen Fehler machen.

Das war übrigens nur ein Beispiel - ich will weder pro noch kontra Parteipolitik machen.

Ich hoffe auf ruhige, konstruktive Reaktionen, falls welche kommen. Falls nicht, dann halt Feuer frei.

Hallo EmilS,

schönes Portrait

Zitat von "EmilS"

Andere Arten der Gattung wie Flammulina populicola (Pappel-Samtfußrübling) und Flammulina rossica (Russischer Samtfußrübling) sollten in Deutschland wohl nicht vorkommen und unterscheiden sich unter Anderem durch eine anders aufgebaute Hutdeckschicht (hymeniform).

Flammulina rossica ist in Bayern nachgewiesen. Flammulina populicola noch nicht, könnte aber gut vorkommen - wer mikroskopiert schon Winterpilze?

Rainer: danke für den Link auf meinen Artikel und Schlüssel. Im BMG-Forum ist auch ein öffentlich zugänglicher Schlüssel der Gattung Flammulina für Bayern/Deutschland zu finden.

LG
Christoph