Beiträge von Tricholomopsis

Servus Dieter,

die Regeln für Benennung und Beschreibung von Taxa sind im Nomenklaturcode zusammengefasst. Du findest den aktuellen Code hier online: http://www.iapt-taxon.org/nomen/main.php

Wichtig ist, dass der Protolog (also die definierende Bedschreibung) klar erkennbar ist - als noch Latein Pflicht war, war das simpel, da ja nur der Protolog auf Latein verfasst wurde. Er ist aber auch auf Englisch erkennbar, da du ja mit dem Artnamen und der Bemerkung "spec. nov." beginnst und mit der Definition des Holotypus endest. Es wird empfohlen, den Holotypus (und auch Isotypen, falls vorhanden) durch "hic designatus" (oder entsprechend auf Englisch) hervorzuheben. Der Typus muss zugänglich hinterlegt sein, das heißt, der Hinterlegungsort muss angegeben werden. Sinnvoll ist ein offizielles Herbar.
Der Protolog muss Merkmale enthalten, die die neue Art definieren. Es würde also nicht reichen, wenn du einen neuenTrichterling beschreibst und nur beschreibst "cap, stipe and flesh whitish". Das würde die Art nicht erkennbar beschreiben.
Natürlich musst du auch prüfen, on der Name nicht bereits besetzt ist, den du wählst. Dank MycoBank und/oder Index Fungorum ist das heute einfacher als früher.
Oft genug passieren Formfehler bei der Definition des Typusbelegs. Man darf auch keine Mischbelege als Typus hinterlegen (also mit mehreren Sammeldaten, da mehrere Kollektionen zusammengeworfen wurden).
Die Publikation muss in einer Zeitschrift mit ISBN-Nummer erfolgen (die Zeitschrift muss offiziell existieren und zugänglich sein, also in einer der offiziellen Bibliotheken - bei uns z. B. Senckenberg - hinterlegt sein - das Publikationsdatum ist das Datum der Hinterlegung).

Ansonsten gibt es viele Sollvorschriften - man muss also nicht. Man sollte (was sehr sinnvoll ist) einen MycoBank-Eintrag generieren und die MycoBank-Nummer in der Beschreibung angeben. Man sollte auch idealerweise eine Sequenz in der GenBank hinterlegen und angeben - meist nimmt man wohl die Barcoding-Region (ITS). Man sollte auch die Ethymologie des Epithetons erklären. Man sollte ausführlich diskutieren, warum man der Meinung ist, dass die Art neu ist. Man sollte die relevanten Merkmale alle erarbeitet haben. (usw.)

Beispiel: Jemand beschreibt eine neue Art der Gattung "Omphalina", gibt aber z.B. den Aufbau der Lamellentrama nicht an. Das kann man so machen, es ist erlaubt, aber es ist nicht sinnvoll. Dann muss ein anderer die Hausaufgaben für den Beschreiber machen, da die Lamellentrama wichtig ist für die Gattungszuordnung (Omphalina, Gerronema, Chryomphalina usw. - es gibt viele Nabelingsgattungen).

Der Code gibt dir die "rechtlichen" Minimalanforderungen an, die Qualität der Bedschreibung liegt beim Autor.

Und ich gebe Karl recht: man sollte nicht nur wegen einer Sequenz alleine neu beschreiben (was nicht auf dich gemünzt ist) - zumindest, wenn der Pilz Merkmale zeigt. Bei Hefen geht es ja oft nicht anders.

LG
Christoph

Zitat von Josef-08

Sollte ich in den nächsten Tagen doch noch zu der Stelle kommen und den Pilz wiederfinden, werde ich mich gerne mit Dir in Verbindung setzen.
Kann/soll ich die Pilze trocknen?

Servus Josef,

getrocknet würde völlig reichen. Bei den Temperaturen, die manchmal herrschen, ist das frisch Verschicken etwas gefährlich und hier auch nicht wirklich nötig.

(Wenn du - falls du nochmal hinkommst - den Beleg aber lieber z.B. an Pablo schicken willst, ist das für mich gar kein Problem.)

LG
Christoph

Servus Stefan,

Polyporus tubaeformis kommt bestimmt in Sachsen vor. Ich kenne ihn aus dem Bayerischen Wald und das ist ja nicht sooo weit weg.

Servus Pablo,

Polyporus tubaeformis ist übrigens wirklich sehr nah mit Polyporus melanopus verwandt - mittlerweile wurde Polyporus ja (auch) zerlegt und die Schwarzfüßler finden sich in einer eigenen Gattung Picipes, während Polyporus varius zu Cerioporus gestellt wurde:

Zmitrovich IV, Kovalenko AE (2016): Lentinoid and polyporoid fungi, two generic conglomerates containing important medicinal mushrooms in molecular perspective. International Journal of Medicinal Mushrooms. 18(1):23-38 (über researchgate als pdf abrufbar).

Wobei "Polyporus" melanopus deutlich anders als "P." tubaeformis aussieht. Ich habe P. melanopus aber auch erst wenige Male in der Hand gehabt. Der Stiel ist schon ganz anders, viel länger, gerne knorrig verdreht. Polyporus hygrocybe habe ich noch nicht (bewusst) in der Hand gehabt. Leider komme ich nicht an die Originalbeschreibung ran.

Die Kollektion ist wirklich interessant und gehört dringend mikroskopiert. Wenn Josef einen Beleg gemacht hat, kann ich gerne reinmikroskopieren ( Josef - wenn du ihn verschicken willst - es kann aber natürlich auch jemand anders machen).

LG
Christoph

Bei mir ist L. glaucescens auch die häufigere Art. L. piperatus war zwischendurch mal jahrelang quasi weg, kam dann aber plötzlich wieder - dennoch seltener als L. glaucescens.

Das schmutzige Graugrün empfinde ich (wenn man Geduld hat) als zuverlässig. Die KOH-Reaktion geht halt direkt im Gelände (wie auch beim Artenpaar L. vellereus vs. L. bertillonii) und ist m.E. eindeutig und glasklar.

LG
Christoph

Hi Tuppie,

das dürfte ein Stummelfüßchen sein, Gattung Crepidotus. Er sieht aber schon etwas mitgenommen aus. An so kleinen Asterln ist Crepidotus cesatii sehr häufig und der würde makroskopisch gut passen. Das ist aber letzten Endes nur geraten. Ohne Mikroskopie geht da nix, denke ich.

LG
Christoph

Hygrocybe persistens ist gut möglich - aber ohne Mikroskopie (sehr große Sporen, zweisporige Basidien) geht da wohl nicht viel. Hygrocybe konradii hat auch die Papille, Hygrocybe aurantiolutescens ebenfalls (wenn man die Art anerkennt - ich kenne die nur leichten orangerot, aber den solls auch in gelb geben). Hygrocybe persistens ist am Hut jedenfalls relativ trocken, was passen würde. Rein makroskopisch traue ich mir hier aber keine Artbestimmung zu.

LG
Christoph

Servus Stefan,

Zitat

wo hast du denn den ausgegraben? Von dem habe ich noch nie was gehört?

Polyporus tubaeformis (P. Karst.) Ryvarden & Gilb., Synopsis Fungorum 7: 578 (1994)

Du findest ihn sowohl im alten Ryvarden & Gilbertson (European Polypores) als auch im neuen Porlingsbuch von Ryvarden & Melo (Poroid Fungi of Europe).

Servus Josef,

Zitat von Josef-08

"ich habe mir den kleinen Porling auch noch vorgenommen und verschiedene Literatur zu Rate gezogen.
Ich bleibe bei meiner Meinung: Löwengelber Porling. Der kann sehr variabel sein.
Polyporus melanopus kenne ich ebenso wie auch Polyporus badius(ein häufiger Pilz).
Beide schließe ich aus, das sind überwiegend größere und kompaktere Pilze."

Polyporus badius und Polyporus melanopus schließe ich ja auch aus. Es ist auch gut möglich, dass es eine aberrante Form von Polyporus varius ist. Polyporus tubaeformis wird im Alter ähnlich wie Polyporus badius schön dunkelrotbraun, jung ist er aber ähnlich blass wie dein Fund. Möglicherweise sind die Poren etwas zu groß für Polyporus tubaeformis.

Ich würde mir nicht zutrauen, die Kollektion ohne Mikroskop zu bestimmen, da es für Polyporus varius doch sehr untypisch ist. Ich bin mir mit Polyporus tubaeformis auch nicht sicher. Der wird nur meist verkannt, weil er unter deutschsprachigen Mykologen wenig bekannt ist, aber bei uns vorkommt und auch in Bayern (als Beispiel) nachgewiesen ist. Wäre der Pilz älter, wäre es sehr einfach - bleibt der Hut blassgelblich bis ockerfarben, ist es P. varius, wird er rotbraun ist es P. tubaeformis.

Zitat

Die Vertiefung in der Mitte war nicht so ausgeprägt, wie das vielleicht auf den Bildern erscheint;
jedenfalls nicht so, dass man sie als besonderes Erkennungsmerkmal heranziehen könnte.

Das ist das Problem der Foto"bestimmungen" Man sieht einen vertieften Hut und geht davon aus, dass alle so seien.

LG
Christoph

Tolle Präsentation, danke! Im Nationalpark Bayerischer Wald taucht sie in den Ruckowitzhängen immer wieder auf und kenne sie persönlich nur von dort. Dein Fund stammt ja auch aus einem Schutzgebiet - ich nehme an, ebenfalls bodensauer?

LG
Christoph

Hi "Felli"

Man sieht auf dem Foto die Ockertöne ganz oben an den Hutkantenandeutungen / am Fruchtkörperrand. Das macht Rhodonia placenta nicht. Antrodia serialis kann ziemlich groß werden, das würde schon passen. Und der ockerfarbene Rand ist eben auch ein guter Hinweis. Dass Makrobestimmungen, insbesondere am Foto, immer nur Vermutungen sind, ist aber eh klar.

LG
Christoph

Ich denke bei den Bildern an Polyporus tubaeformis - da passen sowohl die herablaufenden Poren als auch die Hutfarbe (im Jungzustand) und zudem die deutlich vertiefte Hutmitte.

LG
Christoph

Hallo Markus,

eine deutschsprachige Beschreibung habe ich auch noch nicht gefunden. Das ist das Zitat des Originalartikels mit den Beschreibungen, Emendierungen und den Neotypisierungen:

Van De Putte, K., Nuytinck, J., De Crop, E., Verbeken, A. (2015): Lactifluus volemus
in Europe: three species in one –“ revealed by a multilocus genealogical approach, Bayesian species
delimitation and morphology, Fungal Biology (2015), doi: 10.1016/j.funbio.2015.08.015.

Ich bin gerade dabei, für die nächste Ausgabe der Mycologia Bavarica einen deutschsprachigen Übersichtsartikel zur Gattung Lactifluus zu schreiben (also inklusive der weißen), der auf der Studie von van de Putte et al. (2015) basiert. Vielleicht wird das dann eine Hilfestellung.

LG
Christoph

P.S.: man muss bei dem Artportrait eigentlich nur ein "s.l." oder "agg." dranstellen und in der Synonymliste "inkl. ..." schreiben. Dann passt es auch zum aktuellen Stand.

P.P.S.:

Zitat

Klar ist auch, das Pablo da nicht nebenher alles auf aktuellen Stand zaubern kann.

Es ist doch keine Kritik an Pablo und auch keine Aufforderung, sofort was zu ändern. Falls entsprechende Anmerkungen nicht gewünscht sind, kann ich das auch lassen, klar. Wäre kein Problem.
Zur Frage, ob mehr beschrieben wurde - weltweit einige, aber aus Europa sind nur vier "Brätlinge" bekannt.

Lieber Beorn,

die meisten der abgebildeten Brätlinge - vor allem der auf dem karierten papier - dürften Lactifluus subvolemus sein - mehr hell gelbbraune Töne, nur die Mitte (gern abgesetzt) dunkler. Lactifluus volemus s.str. dürfte nicht dabei sein. Edit: Bild vier des ersten Beitrags zeigt einen rein baunen Hut ohne Rottöne - das kenne ich von L.oedematopus nicht und kann der "echte" Brätling im wissenschaftlichen Sinn sein, dürfte alse L. volemus s.str. sein (mit langen Huthauthaaren, was zu prüfen wäre).
Lactifluus oedematopus ist überigens mit hoher Wahrscheinlichkeit kein Synonym zu Lactifluus (Lactarius) volemus. Die HDS ist anders (Haare viel kürzer als bei L. volemus und L. subvolemus) und in Stammbäumen trennen sich alle drei gut auf.

LG
Christoph

Lieber Jens,

kein Grund zur Aufregung. Wie ich schon schrieb, bleibe ich dabei, dass ich bei Sporenmaßen eher eine rechtsschiefe Verteilung als eine Normalverteilung annehme und erwarte. Eine Diskussion darüber scheint hier leider - wie ich finde - zwecklos, da diese nicht sachlich, sondern emotional geführt wird. Und da bei einem eigentlich sachlichen Thema eine emotionale Diskussion m.E. wenig zielführend ist, bin ich wie gesagt raus aus der Diskussion und gehe daher auch nicht weiter auf die Bemerkungen zu Einzelsätzen ein.

LG
Christoph

Servus Chris

Der Brätling kann auch Lactifluus subvolemus sein.

Für Lactifluus oedematopus ist er mir insgesamt zu hell.
Für Lactifluus volemus s.str. ist der Stiel schon sehr blass.
Lactifluus subvolemus hat ja ganz gerne eine abgesetzt, dunklere Hutmitte (muss aber eben nicht ausgeprägt sein) - und genau da sind die größeren Fruchtkörper ziemlich zerfressen. Ohne DHS-Mikroskopie würde ich den Brätling nur auf Aggregatebene bestimmen.

An dem Ast mit der Tremella mesenterica (es war Peniophora als Wirt dabei?) scheint noch Graphis scripta (i.w.S.) drauf zu sein.

Pfirsichtäublinge riechen für mich wie die Milchbrätlinge, klar nach Fisch/Hering/Topinambur.

Liebe Grüße,
Christoph

Toller Fundbericht, Dieter!

Die Antrodia sieht schon sehr nach Antrodia serialis aus. Es war ja auch ein Fichtenstamm... An Kiefer muss man auch Antrodia primaeva achten. Die hätte weniger dominante Skeletthyphen und ist daher auch steril unterscheidbar.

Ich habe hier einen kleinen Schlüssel zum Antrodia-serialis-Komplex aus Spirin et al (2017) gepostet (ins Deutsche übersetzt): http://forum.pilze-bayern.de/index.php/topic,1535.0.html

Der Flechtennabeling erstaunt immer wieder. Ich mag ihn sehr, da er klar zeigt, dass Flechten wirklich "echte" Pilze sind und eben auch Lamellenfruchtkörper haben können.

LG,
Christoph

Zitat von Krötenhocker

Christoph:

Ich probier dazu gar nichts aus, weil mir das alles klar ist.

Gut, dann lass es bleiben.

Zitat

Große Standardabweichung --> flache Kurve
Nur habe ich eben mit dieser deiner Aussage ein Problem gehabt,

Hm, Du gehst also weiterhin davon aus, dass die Diskussionspartner keine oder nur wenig Ahnung von der Materie haben. (schade)

Dann halt ganz konkret:
Gipfel sehr flach, Flanken relativ steil - keine Normalverteilung. Nicht jede symmetrische Verteilung ist eine Normalverteilung. Ich hoffe, du widersprichst dem jetzt nicht.

Zitat

Das bei Craterelles grüner Kurve die Kurvenform zu stark von einer Normalverteilungskurvenform abweicht, sehe ich selbstverständlich genauso.

Na also

Zitat

Zitat

Oder anders gefragt: wie begründest du deine These, dass Basidien unabhängig von der Sporenzahl...

Wie jetzt? Wo habe ich hier überhaupt eine biologische These aufgestellt?

Ich habe nichts von biologisch geschrieben. Dennoch stellst du die These auf, dass die ganzen Verteilungen normalverteilt seien. Und darum geht es hier doch letzten Endes in der Diskussion (dachte ich).

Zitat

Meinst du nicht, das deine biologischen Thesen in einen eigenen Thread gehören? Hier sollte es m.E. um Sporenmessung gehen und da kann es für eine (von dir gewünschte) Methodik sehr wohl eine große Rolle spielen, dass sich die Sporenvolumina verdoppeln.

Kann man machen, muss man aber nicht machen. Zudem die Studien dazu, die deutschsprachig sind und gut erreichbar sind, aus den 70er Jahren stammen. Deshalb war ich auch so überrascht, dass die These der unterschiedlichen Sporenpopulationen (die man sogar im Mirksokop ansehen kann - du musst nur Basidien ansehen) für dich so abstrus ist.

Zitat

Hoffentlich sind die Sporenvoluminaverdoppelungsquellen gut einsehbar....

Ich meine beispielsweise die Studie von Groß & Schmidt (1974) - Z. Pilzk. 40: 163-214. Hier online lesbar: https://www.dgfm-ev.de/publika…-hoeheren-pilzen/download

Die Studie ist ein Klassiker.

Ach ja, noch zu dem Aufaddieren der Verteilungen. Ich habe die Fläche natürlich nicht normiert. Ich wollte nur den Effekt aufzeigen.

Wir haben die gleiche Diskussion übrigens vor vielen Jahren mal im PilzePilze-Forum geführt und dann abgebrochen. Ich finde deine Methodik ja gut und ich finde es toll, dass du ein Programm wie Smaff erstellt hast und jedem anbietest, es zu nutzen. Ich finde es nur schade, dass du Gedanken rund um die Grundlagen, auf die du dich beziehst, so rigoros verneinst.

Es ist schade, dass es dann statt zu einem wirklichen Austausch zu latenten Aggressionen kommt. Craterelle hat dies, finde ich, gut ausgedrückt.

Daher ein letztes Mal meinerseits in Ultrakurzform:

Ich zweifle an, dass die Sporenvolumina (und damit auch andere, davon abgeleitete Messgrößen) immer(!) normalverteilt sind. Es gibt Beobachtungen, die genau das unterstützen.

Jetzt kann man diskutieren, ob man bewusst darüber hinwegsieht, um dennoch eine objektivierbare Methode zur Angabe von Bestimmungsmerkmalen zu erhalten. Das kann man wertneutral und ergebnisorientiert tun. Man sollte dann aber auch überlegen, ab bis zu welcher Abweichung dies sinnvoll ist.

Einfach nur zu sagen "ist nicht so" ist mir da zu einfach. Die Natur macht nicht immer das, was sich ein Mathematiker wünscht.

Und nicht jeder "muss" Konfidenzintervalle berechnen. Ich fand beispielsweise den Thread zu der Telamonia sehr spannend: https://www.pilzforum.eu/board/thema-telamonie-geknackt

Dieter gibt Mittelwerte an und Min-Max-Grenzen bei angegebener Anzahl der Sporenmessungen (82 glaube ich). Damit ist die Methode recht klar gezeigt. Zudem ist das hier ein Forum und Dieter muss hier keine wissenschaftliche Veröffentlichung aus seinen Beiträgen zaubern.

Deshalb verstehe ich solche Aussagen eben nicht:

Zitat

Unten bei der Sequenzierung gibst du deine Methoden mit an. Warum nicht auch bei den Sporenwerten? So muß man leider raten...

Ich würde sagen: Man kann es auch übertreiben.

Also sei mir bitte ned bös - ich ziehe mich aus der Sporendiskussion zurück. Ich fürchte, es bringt nichts, da wir genau da sind, wo wir vor 5 Jahren (ich glaube so lange ist es her) schonmal waren.

Viel Spaß bei der Lektüre des verlinkten Artikels. Artikel zu anderen Aspekten der Heterosporie (Amanita, Armillaria usw.) - hier wegen Sklerobasidien - suche ich jetzt nicht raus. Würde auch nichts bringen, denke ich. Sporen sind immer normalvertelt, basta. Und wer was anderes denkt, muss diese Behauptung (These) exakt belegen. Versucht man dann die biologischen Hintergründe aufzuzeigen, golt das nicht. Dass du deine Grundannahme nicht begründen musst/willst, macht die Diskussion eben asymmetrisch. Und das macht es dann anstrengend.

In diesem Sinne weiterhin viel Freude mit dem Sporenmessen. Ich bleibe altmodisch und messe nicht am Foto und belasse es bei den Mittelwerten als belastbare Größe (und wenn nötig auch dem Median im Vergleich).

Liebe Grüße,
Christoph

P.S.: den verlinkten Artikel empfehle ich allen an der Mateire interessierten Pilzfreunden. Es werden dort klar rechtsschiefe Verteilungen von Basidiomyzetensporen aufgezeigt, teils mit mehr als einem Maximum - sehr spannend.

Zitat von Krötenhocker

Warum darf eine Normalverteilung nicht so flach sein?

Weil nicht jede symmetrische Verteilung eine Normalverteilung ist. Sie muss der Funktion der Normalverteilung gehorchen. Eine Verteilung mit so flachem Mittelbereich wirst du nicht durch geeignete Parameterwahl aus der Funktion der Normalverteilung abbilden können. Probier's doch einfach mal aus.

Zitat

Zitat

eine Spore von einer zweisporigen Basidie das doppelte Volumen von denen von viersporigen Basidien aufweist.

hast du da Quellen? Das behauptest du ja jetzt nicht zum ersten Mal...

Ja, suche ich dir bei Gelegenheit raus (habe ich auch in meinem Artikel über Paxillus-Sporenmaße in der Z. Mykol. zitiert). Nicht mehr heute Nacht, aber ich gebe dir Quellen an. Zudem auf die Schnelle: Es gibt Arten, die viersporig und zweisporig auftreten wie Hygrocybe conica. Da sind die Sporen der zweisporigen Kollektionen größer als die der viersporigen (da liegt es nicht an den Kernen, sondern daran, dass die zweisporigen Basidien hier Mitosporen bilden - drum fehlen bei diesen Fruchtköroern auch die Schnallen). Ist auch bei anderen "Arten"paaren mit zwei- vs. viersporigen Basidien so.

Zur Biologie und weg von dem Beispiel der asexuellen Basidien...

Die These, dass das Volumen das die Basidien in die Sporen stecken, bei gleich großen Basidien jeweils ungefähr gleich groß ist, klingt doch erstmal nachvollziehbar. Es geht da um die Fetttröpfchen, das Plasma, andere Reservestoffe und natürlich auch um die Kerne etc. Dass Basidien, die weniger Sporen bilden, die gleiche Plasmamenge in die Sporen stecken wie die normalen Basidien mit vier Sporen, klingt für mich erstmal nachvollziehbar, wenn es der gleiche Basidientyp ist (gleiche Größe, keine Sklerobasidien usw.).
Was spricht denn dagegen?

Oder anders gefragt: wie begründest du deine These, dass Basidien unabhängig von der Sporenzahl innerhalb eines Fruchtkörpers immer die gleiche Plasmamenge abgeben (mit "gleiche" meine ich normalverteilt)? Und wenn dem so wäre, dan wären Länge und Breite nicht normalverteilt, denn die Wurzel über die Funktion der Wahrscheinlichkeitsdichte ist nicht mehr die Funktion, die die Wahrscheinlichkeitsdichte angibt: (e hoch minus einhalb mal (x - µ) zum Quadrat durch Sigma) geteilt durch (die Wurzel von (2 Pi) mal Sigma) ist die Funktion der Wahrscheinlichkeitsdichte einer Normalverteilung. So ist sie halt definiert.

LG
Christoph

Servus Peter

Zitat

A bissale schiele ich auf beide Datenbanken, die Mykodata und den Index. Hintertürl ist die austria.mykodata.net, da kann ich nachfragen.

Datenbanken sind so aktuell wie sie gepflegt werden, o.k. Aber auf die erwähnten greife ich zu, was bleibt mir den übrig.

Die Österreichische Datenbank ist, was Synonymie angeht, aktueller als Mycobank oder IF. Ist ja auch klar - MycoBank und IF verwalten alle Pilznamen weltweit, die österreichische (oder auch die deutsche TaxRef-Liste) nur die lokalen des jeweiligen Landes. Natürlich spiegeln sich auch da dann die Meinungen derer wieder, die die TaxRef-Liste bearbeiten, aber anders geht es ja nicht. Es gibt halt keine ultimative Wahrheit (bzw. es gibt sie schon, nur erkennen wir sie nicht als ultimativ).

Ich finde MycoBank und IF grandios und nutze sie regelmäßig - aber eben um an Daten wie Originalbeschreibung (das Zitat), Gültigkeit, Typus usw. heranzukommen. Die Angabe "aktueller Name" ist für mich in diesen beiden Datenbanken meist irrelevant.

Zitat

Mich interessieren Funde, die ich nicht benennen kann. Die stelle ich in diesem Forum mit der Bitte um Antworten ein.

So soll es ja auch sein Und gerade bei solchen Funden ist immer wieder etwas dabei, wo man wirklich was lernen kann. Und zwar alle beteiligten. So werde ich heuer auch selber mal den Grauen Wulstling schnappen und Sporen messen (man iust ja neugierig).

Zitat

Beste Grüße vom Wörthersee

Bin heuer mit der ARGE Österr. Pilzberater in Kärnten - Knappenberg. Sagte ich schon, das ich Kärnten mag?

Liebe Grüße aus dem schwülwarmn Oberbayern,
Christoph

Hi Pablo,

danke für die Info. Sporenpulverfarben finde ich einfach interessant - es wird (ich schließe mich da mit ein) zu selten ein Abdruck gemacht (finde ich).
Ja, das mit dem Problem beim Fotografierne kenne ich - die Gelbgrüntöne des Schwefelkopfs nimmt mein Chip auch nicht an.

LG
Christoph

Wow, spannend!

Liebe Grüße,
Christoph

Servus beinand,

ich sollte so spät abends keine Beiträge mehr schreiben (also nach 1 Uhr). Ich habe schlicht "acervatus" und "fusipes" verwechselt. Der fusipes ist noch immer Gymnopus, der acervatus ein Connopus.
Ich hatte die Publikation noch im Kopf und hatte an den acervatus gedacht, als ich fusipes sah.

Sorry :shy:

Deshalb habe ich auch konsequent danach nur über Connopus acervatus geschrieben... (und vorher nachtmüde fusipes, was falsch war) *ähem*

Zitat

Du schwafelst mir ein wenig zuviel,

Kein Problem, nur ändere ich deshalb nicht meinen Schreibstil -

Liebe Grüße,
Christoph
[hr]

Zitat von Beorn

Dafür lege ich die Hand ins Feuer, das ist schon alles fundiert und hintergründig.

Vielen Dank für die Blumen! Fehlerfrei ist dennoch nichts - also auch bei mir bitte und unbedingt kritisch nachfragen, wenn mal was krumm ist oder klingt. Nur weil ich viel publiziert habe und publiziere, mache ich genauso Fehler wie jeder andere auch.

Zitat

Wenn sich daraus ableiten lässt, daß Connopus acervatus und Gymnopus fusipes den selben Pilz beschreiben, dann ist das doch mal was.

Wie gesagt: Kommando zurück. Hatte über Kreuz gedacht...

Zitat

Selbst jemand wie ich mit eher rudimentären Gattungskenntnissen bei Röhrlingen und Amaniten fällt zB auf, daß es sowohl IF als auch MB bislang nicht geschafft haben, Amanita echinocephala mit Amanita solitaria zu synonymisieren.

Weil es wie gesagt nicht nötig ist, denn Synonymie ist Zeitgeist und im Wandel.

Zitat

Oder Neoboletus luridiformis mit Boletus erythropus (ist die Umkombination von dir nach Neoboletus erythropus eigentlich "valid", Christoph?).

Da muss ich ein bisserl ausholen... Die Kombination ist valid. Ob sie genutzt wird, ist eine andere Frage. Boletus luridiformis Rostk. ist jünger als Boletus erythropus Pers. deutlich älter. Die Frage ist, ob beide wirklich Synonym sind. Man kann argumentieren, dass Persoon in Wirklichkeit einen Glattstieligen Hexenröhrling beschrieb, denn er erwähnte rotes Fleisch in der Stielbasis. Zugleich ging er in der Originalbeschreibung auch auf die Stielschuppen ein, die sehr nach dem Flocki klingen. Vielleicht hat er auch beide zusammen für eine variable Art gehalten. Es ist also Interpretationssache. Einen Typusbeleg gibt es nicht.
Rostkov hat wohl das als B. luridiformis beschrieben, was man später als "Boletus discolor" bezeichnete. Gelbliche Formen gibt es aber auch bei dem Glattstieligen Hexenröhrling. Wenn man sich darauf einigt, dass Rostkov einen gelblichen Flocki beschrieb, ist der Name eben dem Flocki zugeordnet.
Nimmt man an, dass Persoon den Glattstieligen beschrieb, dann wäre Boletus luridiformis wohl der älteste zur Verfügung stehende Name. Das wurde ja kurz mal in den 90ern so vollzogen, als z. B. m Krieglsteineratlas der Flockii "luridiformis" hieß. Danach kehrte man zu der Interpretation zurück, dass auch Persoon einen Flocki meinte (alt und trocken kann der auch rot im Fleisch sein).

Als nun die Gattung Neoboletus beschrieben wurde, wollten die Autoren wohl auf Nummer sicher gehen, als die den Typus auswählten. Sollte sich später herausstellen, dass Boletus erythropus wirklich der Glattstielige ist (Auffinden von Material usw.), oder jemand wieder das Rote Stielfleisch über die Beschreibung der Flocken stellen, wäre die Gattung nochmal zu beschreiben - weil der Typus diese ja festlegt. Ichz vermute, dass sie deshalb den jüngeren Namen verwendeten.

Wenn aber Jahrzehntelang (über 100 Jahre) "Boletus" erythropus für den Flocki eingeführt war, verwendet wurde und die Beschreibung zumindest nicht zwingend gegen den Flocki spricht, dann muss man das Epitheton nicht wegwerfen. In vielen Büchern wird er auch als Boletus erythorpus bleiben.

Deshalb habe ich die Kombination vorgeschlagen und damit Neoboletus erythropus kombiniert, damit man wie gewohnt das klassische Epitheton verwenden kann.

Dieser Fall zeigt, dass das Synonymisieren nicht so einfach ist. Auch das Ablehnen eines Namens als nomen dubium (das würde bei Boletus erythropus auch gehen) ist nicht immer klar. Ich persönlich finde "erythropus" als weltweit in Gebrauch und eingeführt und habe weniger Probleme mit der Erwähnung von rotem Fleisch in der Stielbasis, da man das eben bei trocknen, alten Schlappen durchaus finden kann (nicht natürlich bei jungen, frischen).

Wie so oft: Ansichtssache

LG
Christoph

Servus Pablo,

schönes Portrait! Sporenpulvber weiß finde ich nur etwas irreführend. Auf deinen Fotos sieht man m.E. den cremegelblichen Ton ganz gut. Ich kenne das Sporenpulver des Igelwulstlings als klar "nicht weiß", sondern als cremegelblich und nur frisch mit dieser Grünkomponente. Wenn es auch nur ein bisserl eintrocknet, ist die gerne weg. Dann bleibt der gelbliche Ton.

Falls dein Sporenpulver wirklich weiß gewesen sein sollte, dann wäre das spannend. Das hieße, dass der Igel variabel in der Farbintensität wäre. Ich habe ihn auch erst zweimal aussporen lassen, aber beides Mal war das Sporenpulver cremegelblich.

Liebe Grüße,
Christoph

Zitat von Craterelle

Hallo in die Runde,

ich habe auf dilettantische Weise versucht, mir den Effekt einer Mehrkernigkeit auf die Sporengröße vor Augen zu führen.

Was ist daran dilettantisch?

Wenn du zwei gleich hohe Verteilungen kombinierst, ist das Ergebnis natürlich eine symmetrische Verteilung - bei dir richtigerweise zu flach, um eine Normalverteilung zu sein.

Ich habe einfach mal zwei Normalverteilungen genommen und die Höhe der rechteren auf die Hälfte gesetzt (wäre 1/3 zu 2/3 was die beiden Populationen betrifft) und die beiden Kurven aufaddiert. Dann habe ich den Abstand jeweils etwas vergrößert. Ist der Abstand gering, fällt der Effekt optisch nicht sofort auf. Je weiter der Abstand der beiden Verteilungen der Populationen, umso deutlicher wird es bis hin zu einer Beule in der Verteilung.
Meist ist die "rechte" Population weniger stark ausgeprägt - also vielleicht 10% der Sporen. Die Frage wäre, ab welcher "Seltenheit" der Effekt vernachlässigbar wäre. Ich gehe davon aus, dass die Volumina normalverteilt sind und eine Spore von einer zweisporigen Basidie das doppelte Volumen von denen von viersporigen Basidien aufweist.
Bei Arten mit eingestreuten einsporigen Basidien wäre es das vierfache Volumen.
Bei Pfifferlingen mit zwei- bis sechssporigen Basidien ist es dann kompliziert.

Wie auch immer, hier die Grafiken (die gelbe Kurve ist die Addition der beiden andersfarbigen Kurven):

Liebe Grüße,
Christoph

MyycoBank oder Index Fungorum ist im Grunde eine reine Datenbank, die die Namen auflistet und angibt, ob sie gültig sind oder nicht.

Connopus acervatus wird bei MycoBank aufgelistet:
http://www.mycobank.org/name/Connopus%20acervatus

Der Name ist gültig kombiniert - von R.H. Petersen im Jahr 2010 (in der Mycologia) - der Artikel ist von Hughes et al., also einem Team. Die Kombination Gymnopus acervatus hat Murrill im Jahr 1916 vollzogen. Diese wurde lange nicht anerkannt, da das alles als Collybia lief.
Als man dann doch auftrennte, hat man die Murrill'sche Kombination wieder ausgepackt.
Petersen war 2010 anderer Meinung und beschrieb eine eigene Gattung. Genetisch steht sie basal zu Gymopus und Rhodocollybia, ist also die Schwestergruppe zu beiden Gattungen.

Siehe Karen W. Hughes, David A. Mather & Ronald H. Petersen (2010) A new
genus to accommodate Gymnopus acervatus (Agaricales), Mycologia, 102:6, 1463-1478,
DOI: 10.3852/09-318

Das erklärt vielleicht, warum er von beiden gewisse Merkmale zeigt. Mir war makroskopisch nicht klar, warum er nicht zu der Verwandtschaft von Rhodocollybia maculata gehört (abgesehen davon, dass er kein Mykorrhizapilze ist -ö was natürlich gewichtig ist).

Welches Konzept man verwendet, ist natürlich Geschmackssache. Ich finde die Argumentation von Hughes et al. (2010) überzeugend und auch in neueren Publikationen wurde m.W. die Gattung als eigenständig bestätigt. Vermutlich hat deshalb Wikipedia (zumindest auf englisch) die Gattung und Kombination übernommen: https://en.wikipedia.org/wiki/Connopus

Ich wollte es nur beiläufig erwähnen.

Ich finde den Wissenszuwachs spannend, der aktuell in der Mykologie erfolgt. Dass man langsam nicht mehr hinterherkommt, was die Gattungsumstrukturierungen angeht, ist natürlich unbequem. Ich sage auch noch Coprinus oder Phellinus (weiß aber, wo ich nachschlagen würde).

MycoBank und IndexFungorum sind keine geeignete Quelle, um nach dem aktuell gebräuchlichen Namen zu suchen. Das wird ab und an versucht, zu aktualisieren, aber das ist nicht der Sinn und Zweck dieser Datenbanken. Zumal diese Entscheidung niemand treffen kann - alle Systeme sind nur Möglichkeiten, Thesen. Man folgt der These, die im Moment am besten begründet ist.

LG
Christoph

Hallo Jens,

die von dir hier zitierte Formel gibt an, bis zu welchem Abstand man zwei Punkte noch als getrennt erkennen kann. Es geht also um die Breite des nullten Maximums des durch Beugung erzeugten Interferenzmusters des Punktes, wenn dieser durch das Linsensystem Mikroskop abgebildet wird. Man geht dabei aus, dass man zwei Punkte auch dann noch trennen kann, wenn sie sich ein wenig überlappen - das Maximum nullter Ordnung ist ja nicht fest begrenzt, es wird nur bis zum ersten Mimimum lichtschwächer.
Man sieht also statt der zwei realen Punkte zwei Beugungsmuster, die sich überschneiden. Die Beugungsringe lässt man weg, dann bleiben die Beugungsscheibchen des nullten Maximums übrig.

Man kann die Formal auch dafür verwenden, um zu prüfen, bis zu welcher Größe Strukturen überhaupt gesehen/erkannt werden können.

Sieht man in Mikrozeichnungen z.B. Strukturen, die 0,1 µm klein sind (man kann ja mit dem Maßstab nachmessen), dann hat der Zeichner entweder einen zu dünnen Stift verwendet und etwas falsch eingezeichnet oder er hat etwas gezeichnet, was er sehen wollte, aber nicht konnte.

Deine Fragestellung ist jetzt, wie genau du die Kante zwischen Sporenwand und umgebendem Medium sehen kannst. Hierbei wird wiederum durch dein Linsensystem aus jedem Lichtpunkt, der durch die Sporenwand erzeugt wird, ein Beugungsmuster erzeugt. Die gesamte Überlagerung aller Beugungsscheibchen ist das, was du siehst. Du siehst also nicht die Realität, sondern eine Überlagerung von vielen Beugungsscheibchen. Dazu kommt noch Lichtbrechung, da die Sporenwand gewölbt ist und selbst wie eine Linse wirkt. Nehmen wir den Fehler durch das Foto noch dazu (du misst ja nicht mehr die Beugungsmuster direkt aus, sondern die Abbildung dieses Musters durch eine Kamera - also ein kleiner Verlust an Information - und du drehst nicht immer wieder am Fokus hin und her, um die genaue Mitte der Spore zu erwischen, sondern gehst davon aus, dass "es schon passt", wenn du das Bild ausmisst)... dann kann auch gut sein, dass der Fehler noch größer wird.

Also: Brechung plus Beugung plus Schärfeebene nicht unbedingt optimal - das ergibt den Gesamtfehler.

Du vermisst ein Bild eines Objekts, um auf die Größe des (realen) Objekts zu schließen. Und das fällt schwer. Ich bin gespannt, wie du begründen willst, dass du genauer als die Beugungsbegrenzung messen kannst (denn darauf wird der Thread ja wohl hinauslaufen).

LG
Christoph