Beiträge von Tricholomopsis

    Toller Fundbericht, Dieter!


    Die Antrodia sieht schon sehr nach Antrodia serialis aus. Es war ja auch ein Fichtenstamm... An Kiefer muss man auch Antrodia primaeva achten. Die hätte weniger dominante Skeletthyphen und ist daher auch steril unterscheidbar.


    Ich habe hier einen kleinen Schlüssel zum Antrodia-serialis-Komplex aus Spirin et al (2017) gepostet (ins Deutsche übersetzt): http://forum.pilze-bayern.de/index.php/topic,1535.0.html


    Der Flechtennabeling erstaunt immer wieder. Ich mag ihn sehr, da er klar zeigt, dass Flechten wirklich "echte" Pilze sind und eben auch Lamellenfruchtkörper haben können.


    LG,
    Christoph


    Christoph:


    Ich probier dazu gar nichts aus, weil mir das alles klar ist.



    Gut, dann lass es bleiben. ;)



    Zitat


    Große Standardabweichung --> flache Kurve
    Nur habe ich eben mit dieser deiner Aussage ein Problem gehabt,


    Hm, Du gehst also weiterhin davon aus, dass die Diskussionspartner keine oder nur wenig Ahnung von der Materie haben. (schade)


    Dann halt ganz konkret:
    Gipfel sehr flach, Flanken relativ steil - keine Normalverteilung. Nicht jede symmetrische Verteilung ist eine Normalverteilung. Ich hoffe, du widersprichst dem jetzt nicht.



    Zitat


    Das bei Craterelles grüner Kurve die Kurvenform zu stark von einer Normalverteilungskurvenform abweicht, sehe ich selbstverständlich genauso.


    Na also ;)



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    Oder anders gefragt: wie begründest du deine These, dass Basidien unabhängig von der Sporenzahl...


    Wie jetzt? Wo habe ich hier überhaupt eine biologische These aufgestellt?


    Ich habe nichts von biologisch geschrieben. Dennoch stellst du die These auf, dass die ganzen Verteilungen normalverteilt seien. Und darum geht es hier doch letzten Endes in der Diskussion (dachte ich).



    Zitat


    Meinst du nicht, das deine biologischen Thesen in einen eigenen Thread gehören? Hier sollte es m.E. um Sporenmessung gehen und da kann es für eine (von dir gewünschte) Methodik sehr wohl eine große Rolle spielen, dass sich die Sporenvolumina verdoppeln.


    Kann man machen, muss man aber nicht machen. Zudem die Studien dazu, die deutschsprachig sind und gut erreichbar sind, aus den 70er Jahren stammen. Deshalb war ich auch so überrascht, dass die These der unterschiedlichen Sporenpopulationen (die man sogar im Mirksokop ansehen kann - du musst nur Basidien ansehen) für dich so abstrus ist.



    Zitat


    Hoffentlich sind die Sporenvoluminaverdoppelungsquellen gut einsehbar....


    Ich meine beispielsweise die Studie von Groß & Schmidt (1974) - Z. Pilzk. 40: 163-214. Hier online lesbar: https://www.dgfm-ev.de/publika…-hoeheren-pilzen/download


    Die Studie ist ein Klassiker. ;)


    Ach ja, noch zu dem Aufaddieren der Verteilungen. Ich habe die Fläche natürlich nicht normiert. Ich wollte nur den Effekt aufzeigen.


    Wir haben die gleiche Diskussion übrigens vor vielen Jahren mal im PilzePilze-Forum geführt und dann abgebrochen. Ich finde deine Methodik ja gut und ich finde es toll, dass du ein Programm wie Smaff erstellt hast und jedem anbietest, es zu nutzen. Ich finde es nur schade, dass du Gedanken rund um die Grundlagen, auf die du dich beziehst, so rigoros verneinst.


    Es ist schade, dass es dann statt zu einem wirklichen Austausch zu latenten Aggressionen kommt. Craterelle hat dies, finde ich, gut ausgedrückt.


    Daher ein letztes Mal meinerseits in Ultrakurzform:


    Ich zweifle an, dass die Sporenvolumina (und damit auch andere, davon abgeleitete Messgrößen) immer(!) normalverteilt sind. Es gibt Beobachtungen, die genau das unterstützen.


    Jetzt kann man diskutieren, ob man bewusst darüber hinwegsieht, um dennoch eine objektivierbare Methode zur Angabe von Bestimmungsmerkmalen zu erhalten. Das kann man wertneutral und ergebnisorientiert tun. Man sollte dann aber auch überlegen, ab bis zu welcher Abweichung dies sinnvoll ist.


    Einfach nur zu sagen "ist nicht so" ist mir da zu einfach. Die Natur macht nicht immer das, was sich ein Mathematiker wünscht.


    Und nicht jeder "muss" Konfidenzintervalle berechnen. Ich fand beispielsweise den Thread zu der Telamonia sehr spannend: https://www.pilzforum.eu/board/thema-telamonie-geknackt


    Dieter gibt Mittelwerte an und Min-Max-Grenzen bei angegebener Anzahl der Sporenmessungen (82 glaube ich). Damit ist die Methode recht klar gezeigt. Zudem ist das hier ein Forum und Dieter muss hier keine wissenschaftliche Veröffentlichung aus seinen Beiträgen zaubern.


    Deshalb verstehe ich solche Aussagen eben nicht:


    Zitat


    Unten bei der Sequenzierung gibst du deine Methoden mit an. Warum nicht auch bei den Sporenwerten? So muß man leider raten...


    Ich würde sagen: Man kann es auch übertreiben. ;)


    Also sei mir bitte ned bös - ich ziehe mich aus der Sporendiskussion zurück. Ich fürchte, es bringt nichts, da wir genau da sind, wo wir vor 5 Jahren (ich glaube so lange ist es her) schonmal waren.


    Viel Spaß bei der Lektüre des verlinkten Artikels. Artikel zu anderen Aspekten der Heterosporie (Amanita, Armillaria usw.) - hier wegen Sklerobasidien - suche ich jetzt nicht raus. Würde auch nichts bringen, denke ich. Sporen sind immer normalvertelt, basta. Und wer was anderes denkt, muss diese Behauptung (These) exakt belegen. Versucht man dann die biologischen Hintergründe aufzuzeigen, golt das nicht. Dass du deine Grundannahme nicht begründen musst/willst, macht die Diskussion eben asymmetrisch. Und das macht es dann anstrengend.


    In diesem Sinne weiterhin viel Freude mit dem Sporenmessen. Ich bleibe altmodisch und messe nicht am Foto und belasse es bei den Mittelwerten als belastbare Größe (und wenn nötig auch dem Median im Vergleich).


    Liebe Grüße,
    Christoph


    P.S.: den verlinkten Artikel empfehle ich allen an der Mateire interessierten Pilzfreunden. Es werden dort klar rechtsschiefe Verteilungen von Basidiomyzetensporen aufgezeigt, teils mit mehr als einem Maximum - sehr spannend.


    Warum darf eine Normalverteilung nicht so flach sein?


    Weil nicht jede symmetrische Verteilung eine Normalverteilung ist. Sie muss der Funktion der Normalverteilung gehorchen. Eine Verteilung mit so flachem Mittelbereich wirst du nicht durch geeignete Parameterwahl aus der Funktion der Normalverteilung abbilden können. Probier's doch einfach mal aus. ;)


    Zitat
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    eine Spore von einer zweisporigen Basidie das doppelte Volumen von denen von viersporigen Basidien aufweist.


    hast du da Quellen? Das behauptest du ja jetzt nicht zum ersten Mal...


    Ja, suche ich dir bei Gelegenheit raus (habe ich auch in meinem Artikel über Paxillus-Sporenmaße in der Z. Mykol. zitiert). Nicht mehr heute Nacht, aber ich gebe dir Quellen an. Zudem auf die Schnelle: Es gibt Arten, die viersporig und zweisporig auftreten wie Hygrocybe conica. Da sind die Sporen der zweisporigen Kollektionen größer als die der viersporigen (da liegt es nicht an den Kernen, sondern daran, dass die zweisporigen Basidien hier Mitosporen bilden - drum fehlen bei diesen Fruchtköroern auch die Schnallen). Ist auch bei anderen "Arten"paaren mit zwei- vs. viersporigen Basidien so.


    Zur Biologie und weg von dem Beispiel der asexuellen Basidien...


    Die These, dass das Volumen das die Basidien in die Sporen stecken, bei gleich großen Basidien jeweils ungefähr gleich groß ist, klingt doch erstmal nachvollziehbar. Es geht da um die Fetttröpfchen, das Plasma, andere Reservestoffe und natürlich auch um die Kerne etc. Dass Basidien, die weniger Sporen bilden, die gleiche Plasmamenge in die Sporen stecken wie die normalen Basidien mit vier Sporen, klingt für mich erstmal nachvollziehbar, wenn es der gleiche Basidientyp ist (gleiche Größe, keine Sklerobasidien usw.).
    Was spricht denn dagegen?


    Oder anders gefragt: wie begründest du deine These, dass Basidien unabhängig von der Sporenzahl innerhalb eines Fruchtkörpers immer die gleiche Plasmamenge abgeben (mit "gleiche" meine ich normalverteilt)? Und wenn dem so wäre, dan wären Länge und Breite nicht normalverteilt, denn die Wurzel über die Funktion der Wahrscheinlichkeitsdichte ist nicht mehr die Funktion, die die Wahrscheinlichkeitsdichte angibt: (e hoch minus einhalb mal (x - µ) zum Quadrat durch Sigma) geteilt durch (die Wurzel von (2 Pi) mal Sigma) ist die Funktion der Wahrscheinlichkeitsdichte einer Normalverteilung. So ist sie halt definiert. ;)


    LG
    Christoph

    Servus Peter :)


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    A bissale schiele ich auf beide Datenbanken, die Mykodata und den Index. Hintertürl ist die austria.mykodata.net, da kann ich nachfragen.


    Datenbanken sind so aktuell wie sie gepflegt werden, o.k. Aber auf die erwähnten greife ich zu, was bleibt mir den übrig.


    Die Österreichische Datenbank ist, was Synonymie angeht, aktueller als Mycobank oder IF. Ist ja auch klar - MycoBank und IF verwalten alle Pilznamen weltweit, die österreichische (oder auch die deutsche TaxRef-Liste) nur die lokalen des jeweiligen Landes. Natürlich spiegeln sich auch da dann die Meinungen derer wieder, die die TaxRef-Liste bearbeiten, aber anders geht es ja nicht. Es gibt halt keine ultimative Wahrheit (bzw. es gibt sie schon, nur erkennen wir sie nicht als ultimativ).


    Ich finde MycoBank und IF grandios und nutze sie regelmäßig - aber eben um an Daten wie Originalbeschreibung (das Zitat), Gültigkeit, Typus usw. heranzukommen. Die Angabe "aktueller Name" ist für mich in diesen beiden Datenbanken meist irrelevant.


    Zitat

    Mich interessieren Funde, die ich nicht benennen kann. Die stelle ich in diesem Forum mit der Bitte um Antworten ein.


    So soll es ja auch sein ;) Und gerade bei solchen Funden ist immer wieder etwas dabei, wo man wirklich was lernen kann. Und zwar alle beteiligten. So werde ich heuer auch selber mal den Grauen Wulstling schnappen und Sporen messen (man iust ja neugierig).


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    Beste Grüße vom Wörthersee


    Bin heuer mit der ARGE Österr. Pilzberater in Kärnten - Knappenberg. Sagte ich schon, das ich Kärnten mag? :cool:


    Liebe Grüße aus dem schwülwarmn Oberbayern,
    Christoph

    Hi Pablo,


    danke für die Info. Sporenpulverfarben finde ich einfach interessant - es wird (ich schließe mich da mit ein) zu selten ein Abdruck gemacht (finde ich).
    Ja, das mit dem Problem beim Fotografierne kenne ich - die Gelbgrüntöne des Schwefelkopfs nimmt mein Chip auch nicht an. ;(


    LG
    Christoph

    Servus beinand,


    ich sollte so spät abends keine Beiträge mehr schreiben (also nach 1 Uhr). Ich habe schlicht "acervatus" und "fusipes" verwechselt. Der fusipes ist noch immer Gymnopus, der acervatus ein Connopus.
    Ich hatte die Publikation noch im Kopf und hatte an den acervatus gedacht, als ich fusipes sah.


    Sorry :shy:


    Deshalb habe ich auch konsequent danach nur über Connopus acervatus geschrieben... (und vorher nachtmüde fusipes, was falsch war) *ähem*


    Zitat

    Du schwafelst mir ein wenig zuviel,


    Kein Problem, nur ändere ich deshalb nicht meinen Schreibstil - :cool:;)


    Liebe Grüße,
    Christoph
    [hr]


    Dafür lege ich die Hand ins Feuer, das ist schon alles fundiert und hintergründig.


    Vielen Dank für die Blumen! Fehlerfrei ist dennoch nichts - also auch bei mir bitte und unbedingt kritisch nachfragen, wenn mal was krumm ist oder klingt. Nur weil ich viel publiziert habe und publiziere, mache ich genauso Fehler wie jeder andere auch.


    Zitat

    Wenn sich daraus ableiten lässt, daß Connopus acervatus und Gymnopus fusipes den selben Pilz beschreiben, dann ist das doch mal was.



    Wie gesagt: Kommando zurück. Hatte über Kreuz gedacht...


    Zitat

    Selbst jemand wie ich mit eher rudimentären Gattungskenntnissen bei Röhrlingen und Amaniten fällt zB auf, daß es sowohl IF als auch MB bislang nicht geschafft haben, Amanita echinocephala mit Amanita solitaria zu synonymisieren.


    Weil es wie gesagt nicht nötig ist, denn Synonymie ist Zeitgeist und im Wandel.


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    Oder Neoboletus luridiformis mit Boletus erythropus (ist die Umkombination von dir nach Neoboletus erythropus eigentlich "valid", Christoph?).


    Da muss ich ein bisserl ausholen... Die Kombination ist valid. Ob sie genutzt wird, ist eine andere Frage. Boletus luridiformis Rostk. ist jünger als Boletus erythropus Pers. deutlich älter. Die Frage ist, ob beide wirklich Synonym sind. Man kann argumentieren, dass Persoon in Wirklichkeit einen Glattstieligen Hexenröhrling beschrieb, denn er erwähnte rotes Fleisch in der Stielbasis. Zugleich ging er in der Originalbeschreibung auch auf die Stielschuppen ein, die sehr nach dem Flocki klingen. Vielleicht hat er auch beide zusammen für eine variable Art gehalten. Es ist also Interpretationssache. Einen Typusbeleg gibt es nicht.
    Rostkov hat wohl das als B. luridiformis beschrieben, was man später als "Boletus discolor" bezeichnete. Gelbliche Formen gibt es aber auch bei dem Glattstieligen Hexenröhrling. Wenn man sich darauf einigt, dass Rostkov einen gelblichen Flocki beschrieb, ist der Name eben dem Flocki zugeordnet.
    Nimmt man an, dass Persoon den Glattstieligen beschrieb, dann wäre Boletus luridiformis wohl der älteste zur Verfügung stehende Name. Das wurde ja kurz mal in den 90ern so vollzogen, als z. B. m Krieglsteineratlas der Flockii "luridiformis" hieß. Danach kehrte man zu der Interpretation zurück, dass auch Persoon einen Flocki meinte (alt und trocken kann der auch rot im Fleisch sein).


    Als nun die Gattung Neoboletus beschrieben wurde, wollten die Autoren wohl auf Nummer sicher gehen, als die den Typus auswählten. Sollte sich später herausstellen, dass Boletus erythropus wirklich der Glattstielige ist (Auffinden von Material usw.), oder jemand wieder das Rote Stielfleisch über die Beschreibung der Flocken stellen, wäre die Gattung nochmal zu beschreiben - weil der Typus diese ja festlegt. Ichz vermute, dass sie deshalb den jüngeren Namen verwendeten.


    Wenn aber Jahrzehntelang (über 100 Jahre) "Boletus" erythropus für den Flocki eingeführt war, verwendet wurde und die Beschreibung zumindest nicht zwingend gegen den Flocki spricht, dann muss man das Epitheton nicht wegwerfen. In vielen Büchern wird er auch als Boletus erythorpus bleiben.


    Deshalb habe ich die Kombination vorgeschlagen und damit Neoboletus erythropus kombiniert, damit man wie gewohnt das klassische Epitheton verwenden kann.


    Dieser Fall zeigt, dass das Synonymisieren nicht so einfach ist. Auch das Ablehnen eines Namens als nomen dubium (das würde bei Boletus erythropus auch gehen) ist nicht immer klar. Ich persönlich finde "erythropus" als weltweit in Gebrauch und eingeführt und habe weniger Probleme mit der Erwähnung von rotem Fleisch in der Stielbasis, da man das eben bei trocknen, alten Schlappen durchaus finden kann (nicht natürlich bei jungen, frischen).


    Wie so oft: Ansichtssache ;)


    LG
    Christoph

    Servus Pablo,


    schönes Portrait! Sporenpulvber weiß finde ich nur etwas irreführend. Auf deinen Fotos sieht man m.E. den cremegelblichen Ton ganz gut. Ich kenne das Sporenpulver des Igelwulstlings als klar "nicht weiß", sondern als cremegelblich und nur frisch mit dieser Grünkomponente. Wenn es auch nur ein bisserl eintrocknet, ist die gerne weg. Dann bleibt der gelbliche Ton.


    Falls dein Sporenpulver wirklich weiß gewesen sein sollte, dann wäre das spannend. Das hieße, dass der Igel variabel in der Farbintensität wäre. Ich habe ihn auch erst zweimal aussporen lassen, aber beides Mal war das Sporenpulver cremegelblich.


    Liebe Grüße,
    Christoph


    Hallo in die Runde,


    ich habe auf dilettantische Weise versucht, mir den Effekt einer Mehrkernigkeit auf die Sporengröße vor Augen zu führen.


    Was ist daran dilettantisch? ;)


    Wenn du zwei gleich hohe Verteilungen kombinierst, ist das Ergebnis natürlich eine symmetrische Verteilung - bei dir richtigerweise zu flach, um eine Normalverteilung zu sein.


    Ich habe einfach mal zwei Normalverteilungen genommen und die Höhe der rechteren auf die Hälfte gesetzt (wäre 1/3 zu 2/3 was die beiden Populationen betrifft) und die beiden Kurven aufaddiert. Dann habe ich den Abstand jeweils etwas vergrößert. Ist der Abstand gering, fällt der Effekt optisch nicht sofort auf. Je weiter der Abstand der beiden Verteilungen der Populationen, umso deutlicher wird es bis hin zu einer Beule in der Verteilung.
    Meist ist die "rechte" Population weniger stark ausgeprägt - also vielleicht 10% der Sporen. Die Frage wäre, ab welcher "Seltenheit" der Effekt vernachlässigbar wäre. Ich gehe davon aus, dass die Volumina normalverteilt sind und eine Spore von einer zweisporigen Basidie das doppelte Volumen von denen von viersporigen Basidien aufweist.
    Bei Arten mit eingestreuten einsporigen Basidien wäre es das vierfache Volumen.
    Bei Pfifferlingen mit zwei- bis sechssporigen Basidien ist es dann kompliziert.


    Wie auch immer, hier die Grafiken (die gelbe Kurve ist die Addition der beiden andersfarbigen Kurven):




    Liebe Grüße,
    Christoph

    MyycoBank oder Index Fungorum ist im Grunde eine reine Datenbank, die die Namen auflistet und angibt, ob sie gültig sind oder nicht.


    Connopus acervatus wird bei MycoBank aufgelistet:
    http://www.mycobank.org/name/Connopus%20acervatus


    Der Name ist gültig kombiniert - von R.H. Petersen im Jahr 2010 (in der Mycologia) - der Artikel ist von Hughes et al., also einem Team. Die Kombination Gymnopus acervatus hat Murrill im Jahr 1916 vollzogen. Diese wurde lange nicht anerkannt, da das alles als Collybia lief.
    Als man dann doch auftrennte, hat man die Murrill'sche Kombination wieder ausgepackt.
    Petersen war 2010 anderer Meinung und beschrieb eine eigene Gattung. Genetisch steht sie basal zu Gymopus und Rhodocollybia, ist also die Schwestergruppe zu beiden Gattungen.


    Siehe Karen W. Hughes, David A. Mather & Ronald H. Petersen (2010) A new
    genus to accommodate Gymnopus acervatus (Agaricales), Mycologia, 102:6, 1463-1478,
    DOI: 10.3852/09-318


    Das erklärt vielleicht, warum er von beiden gewisse Merkmale zeigt. Mir war makroskopisch nicht klar, warum er nicht zu der Verwandtschaft von Rhodocollybia maculata gehört (abgesehen davon, dass er kein Mykorrhizapilze ist -ö was natürlich gewichtig ist).


    Welches Konzept man verwendet, ist natürlich Geschmackssache. Ich finde die Argumentation von Hughes et al. (2010) überzeugend und auch in neueren Publikationen wurde m.W. die Gattung als eigenständig bestätigt. Vermutlich hat deshalb Wikipedia (zumindest auf englisch) die Gattung und Kombination übernommen: https://en.wikipedia.org/wiki/Connopus


    Ich wollte es nur beiläufig erwähnen. ;)


    Ich finde den Wissenszuwachs spannend, der aktuell in der Mykologie erfolgt. Dass man langsam nicht mehr hinterherkommt, was die Gattungsumstrukturierungen angeht, ist natürlich unbequem. Ich sage auch noch Coprinus oder Phellinus (weiß aber, wo ich nachschlagen würde).


    MycoBank und IndexFungorum sind keine geeignete Quelle, um nach dem aktuell gebräuchlichen Namen zu suchen. Das wird ab und an versucht, zu aktualisieren, aber das ist nicht der Sinn und Zweck dieser Datenbanken. Zumal diese Entscheidung niemand treffen kann - alle Systeme sind nur Möglichkeiten, Thesen. Man folgt der These, die im Moment am besten begründet ist.


    LG
    Christoph

    Hallo Jens,


    die von dir hier zitierte Formel gibt an, bis zu welchem Abstand man zwei Punkte noch als getrennt erkennen kann. Es geht also um die Breite des nullten Maximums des durch Beugung erzeugten Interferenzmusters des Punktes, wenn dieser durch das Linsensystem Mikroskop abgebildet wird. Man geht dabei aus, dass man zwei Punkte auch dann noch trennen kann, wenn sie sich ein wenig überlappen - das Maximum nullter Ordnung ist ja nicht fest begrenzt, es wird nur bis zum ersten Mimimum lichtschwächer.
    Man sieht also statt der zwei realen Punkte zwei Beugungsmuster, die sich überschneiden. Die Beugungsringe lässt man weg, dann bleiben die Beugungsscheibchen des nullten Maximums übrig.


    Man kann die Formal auch dafür verwenden, um zu prüfen, bis zu welcher Größe Strukturen überhaupt gesehen/erkannt werden können.


    Sieht man in Mikrozeichnungen z.B. Strukturen, die 0,1 µm klein sind (man kann ja mit dem Maßstab nachmessen), dann hat der Zeichner entweder einen zu dünnen Stift verwendet und etwas falsch eingezeichnet oder er hat etwas gezeichnet, was er sehen wollte, aber nicht konnte.


    Deine Fragestellung ist jetzt, wie genau du die Kante zwischen Sporenwand und umgebendem Medium sehen kannst. Hierbei wird wiederum durch dein Linsensystem aus jedem Lichtpunkt, der durch die Sporenwand erzeugt wird, ein Beugungsmuster erzeugt. Die gesamte Überlagerung aller Beugungsscheibchen ist das, was du siehst. Du siehst also nicht die Realität, sondern eine Überlagerung von vielen Beugungsscheibchen. Dazu kommt noch Lichtbrechung, da die Sporenwand gewölbt ist und selbst wie eine Linse wirkt. Nehmen wir den Fehler durch das Foto noch dazu (du misst ja nicht mehr die Beugungsmuster direkt aus, sondern die Abbildung dieses Musters durch eine Kamera - also ein kleiner Verlust an Information - und du drehst nicht immer wieder am Fokus hin und her, um die genaue Mitte der Spore zu erwischen, sondern gehst davon aus, dass "es schon passt", wenn du das Bild ausmisst)... dann kann auch gut sein, dass der Fehler noch größer wird.


    Also: Brechung plus Beugung plus Schärfeebene nicht unbedingt optimal - das ergibt den Gesamtfehler.


    Du vermisst ein Bild eines Objekts, um auf die Größe des (realen) Objekts zu schließen. Und das fällt schwer. Ich bin gespannt, wie du begründen willst, dass du genauer als die Beugungsbegrenzung messen kannst (denn darauf wird der Thread ja wohl hinauslaufen). :)


    LG
    Christoph


    Liebe Pilzfreunde


    auf einer Exkursion mit unserer Fachgruppe fanden wir noch Morcheln.


    Gautieria sind eigentlich Ramarien (ich glaube nicht, dass die Gattung auf Dauer aufrecht erhalten werden kann, aber man wird sehen) und doch keine Morcheln ;)


    Zitat

    Sie wachsen so üppig, das ich mir die Frage stelle, ob man eine Kostprobe wagen kann ?!


    Sie gehören in die Verwandtschaft des Hahnenkamms (Ramaria botrytis agg.), aber ob sie deshalb essbar sind? Ich würde sie nicht essen.


    Zitat

    Ich halte die Pilze für Gautieria graveolens, denn der Q Wert liegt bei 1,7-1,8-1,9.


    Ja, sieht sehr gut aus (Gautieria morchelliformis hat viel längere Sporen und Q > 2).


    Schöner Fund! Als Mykorrhizapilze sind sie fundorttreu. Du wirst sie also wohl immer wieder dort finden.


    LG
    Christoph


    Mycobank führt noch zwei getrennte Taxa, aber vielleicht hinken die auch nur einfach hinterher.


    Mycobank ist eine reine Datenbank, die alle gültig (und ungültig) beschriebenen Namen auflistet und dazu Informationen zur Originalpublikation, dem Typus usw. gibt.


    Synonymie von zwei Namen ist immer eine Ermessenssache, eine These,solange sie nicht auf dem selben Typus(beleg) basieren. Deshalb sind Datenbanken wie Mycobank oder Index Fungorum keine geeignete Quelle für die Entscheidung, ob zwei Arten, die auf unterschiedlichen Typen beruhen, Synonymie oder eigenständige Arten sind. Das entscheiden die Spezialisten und man kann sich entscheiden, welchem Spezialisten man folgen will.


    Wie soll das kleine Team, das die Datenbank betreut, denn die Entscheidung fällen, welche Beschreibungen Synonyme sind?


    Insofern ist es folgerichtig und logisch, dass die beiden Namen getrennt bei Mycobank aufgeführt werden.


    Ob man aufgrund der Makrsokopie die Unterscheidung in zwei Arten nachvollziehen kann oder nicht, ist wie gesagt reine Ermessenssache. Ich folge hier im Moment dem "Mainstream", der die beiden zusammenschmeißt. Dass man für die Kartierung aber ein möglichst enges Artkonzept fahren sollte (denn zusammenschmeißen kann man die Datensätze auch später), ist m.E. klar. Insofern ist eine Anmerkung wie "entspricht makroskopisch dem, was von manchen Autoren als Scopuloides hydnoides bezeichnet wird" in der Tat hilfreich und wichtig. Falls sich dann genetisch doch rausstellen sollte, dass es zwei getrennte Arten sind, kann man dann diese Funde nachträglich wieder trennen. Dass ich (und andere) hier nicht so recht an zwei Arten glauben, spielt dafür keine Rolle.


    LG
    Christoph


    gilt das Angebot auch noch für mich?


    Ja klar!


    Zitat

    Ich wollte dich darauf auch noch mal ansprechen. Wir haben übrigens zur "Giftpilztagung" im Dezember 2015 in München darüber mal gesprochen. Meine Mail mit meinen Kontaktdaten an dich blieb damals unbeantwortet. (bitte nicht als Vorwurf zu verstehen)


    Nein, keine Sorge - ich kam manchmal (oder auch öfter) nicht hinterher, alle Mails aufzuarbeiten. Ich habe jetzt nochmal gesucht, aber keine entsprechende Mail gefunden - an welche Adresse hast du es geschickt? Oder besser: schick sie bitte nochmal an ch.j.hahn "ät" gmail punkt com (auch sonst, wer Interesse hat). Vielleicht ging da auch was schief, da ich wie gesagt deine Mail nicht finde (vielleicht kam die nicht an).


    Zitat von "EmilS"

    P. obscurisporus (mit i ist also richtig?) kenne ich nur von Beschreibungen und Fotos von Wolfgang Schössler, der sich auch damals mit dir in Verbindung gesetzt hat


    Die Nomenklaturregeln haben die Grammatikregeln für Latein geändert und fordern ein i auch da, wo keins hin gehört. Deshalb wurde der Name nachträglich "korrigiert" und so eigentlich ein Grammatikfehler eingebaut.


    Zitat

    Er meinte, dass das weinrötliche Sporenpulver nach einiger Zeit wieder in "normales" braun entfärbt hat.


    Das wiederum stimmt - unter Lichteinwirkung oder nach längerer Zeit blasst es bis zu dem ockerbraun normaler Kremplinge aus. Das hat er mit Paxillus vernalis gemein - alte Sporenpulverabdrücke sehen aus wie die von Paxillus involutus. Nur frisch ist die Farbe deutlich anders.


    Es gibt wenige Funde, die aber aus mehreren europäischen Ländern - so aus Dänemark. Ludwig Beenken hatte mir mal Bilder von einer Kollektion geschickt (vermutlich aus der Schweiz). Er wächst auch bei Laubbäumen.


    Zitat

    Das mit dem Erlen-Krempling ist auch interessant, obwohl ich beim "Splitten" leicht erkennbarer und geläufiger Arten in kaum unterscheidbare Kleinarten immer ein ungutes Gefühl habe (macht alles komplizierter).


    Das stimmt natürlich - wobei ich wie gesagt meine, zwei Gruppen recht leicht makroskopisch unterscheiden zu können. Ob kaum unterscheidbar ist dann Interpretationsache. Ich warte da aber erstmal ab, was die Genetiker draus machen und schau dann, ob die neue Auffassung mit meiner Makrointerpretation übereinstimmt. Auch der Kahle Krempling im engen Sinn sind wohl zwei Arten.


    Die Synonymie von Paxillus validus und Paxillus ammoniavirescens erfolgte übrigens (nur) über die ITS. Jetzt ist eine identische ITS kein Garant für Konspezifität. Deshalb warte ich, was sich da weiter ergibt. In der ITS spaltet sich abver wie gesagt Paxillus involutus nochmal in zwei auf, was Vellinga et al. (2012) gezeigt haben (neben der identischen ITS beio P. validus und P. ammoniavirescens): http://www.ingentaconnect.com/…001/art00039?crawler=true (da ist der Artikel frei als pdf lesbar).


    Ich habe hier (bei Paxillus involutus) aber wirklich nichts gefunden, was zwei Arten rechtfertigen würde - was aber nichts sagt ;-).


    Zitat

    Habe ich das richtig verstanden, dass im Falle einer Synonymisierung der Große Krempling P. ammoniovirescens heißt? Und dieser mal mit Ammoniak grün verfärbt (Italien) und mal nicht ("normale", deutsche Funde)?


    Yep, abgesehen von meinem Tippfehler (ammoniavorescens, a statt o). :shy:


    Liebe Grüße,
    Christoph


    P.S.: Gelardi et al. (2014) zeigen unter anderem die Auftrennung der Erlenkremplinge (da sind zwei europäische Clades enthalten, die sich deutlich unterscheiden) und diskutieren auch über Paxillus validus usw.... hier als pdf lesbar: https://iris.unito.it/retrieve…%20orientalis_4aperto.pdf


    Es wäre mir eine Ehre, wenn du einen Blick auf mein Portrait von Paxillus validus werfen könntest: https://www.pilzforum.eu/board…validus-grosser-krempling


    Viel zu viel der Ehre, wenn das für dich eine Ehre ist :) Ich freue mich doch, wenn sich jemand um die Kremplinge kümmert.


    Ich hatte deine Antwort nur nicht gesehen (daher habe ich erst heute zum Paxillus validus was geschrieben), weil dieses Forum (leider) sehr unübersichtlich ist - mit den ganzen Unterforen 8|;)


    Liebe Grüße,
    Christoph

    Lieber Emil,


    du auf den Fotos ganz typische Exemplare - man sieht den stämmigen, kurzen Stiel, die zum Aufreißen tendierende, alt richtig zerklüftete Huthaut und sehr dichte Lamellen. Ganz jung haben die übrigens gerne einen richtigen, kühlen, zitronengelben Ton (im Gegensatz zu dem warmen Goldgelb, das Erlenkremplinge zeigen können).


    Die Kristalle sind nicht an der Rhizomorphenwand, sondern an den Zellwänden der Rhizomorphenhyphen (vor allem, das stimmt natürlich, den peripheren Hyphen). Dafür muss man aber erst die Rhizomorphen auswaschen. Man fängt, wenn man eine kleine Bodenprobe gestochen hat, an der Stielbasis an und sucht die größten, dicksten Rhizomorphen (die sind bei Kremplingen sehr auffällig) und wäscht und zupft unter Wasser durch ein Bino schauend die Bodenpartikel weg. Da das Wasser trüb wird, immer wieder das Wasser wechseln.


    Nach etwas Mühe und einer Stunde ;) hat man dann das reine Rhizomorphennetzwerk. Zupft man dann junge, dünne Rhizomorphen weg und mirksokopiert diese, sieht man die Kristalle sofort. So findet man auch die Sklerotien, die hier typischerweise unregelmäßig geformt sind und für Kremplinge recht groß sind (im Millimeterbereich).


    Der Kahle Krempling hat keine Kristalle an den Rhizomorphen und hat nur winzige Sklerotien in der Größenordnung deutlich unter 1 mm Durchmesser, die kugelrund sind. Das wird natürlich erst dann ein Thema, wenn man einen Einzelfruchtkörper, der besonders groß ist, bestimmen will/muss. Die Makroskopie ist schonn deutlich anders.


    Paxillus ovscurisporus sieht makroskopisch sehr ähnlich aus, wird aber noch größer (40 cm Hutdruchmesser sind kein Problem) und hat, wie du erwähnst, eine ganz andere Sporenpulverfarbe (es "verfärbt" nicht, sondern es ist schokoladenbraun mit weinrot), wodurch die Lamellen schon bald einen viel dunkleren Touch bekommen. Er ist nah mit Paxillus vernalis verwandt und kommt auch in Nova Scotia vor (und ist hier wohl eingeschleppt). Paxillus vernalis unterscheidet sich mikroskopisch (HDS, Cystiden; ich habe den Typus studiert), aber ich habe keine Informationen zu den Rhizomorphen ermitteln können). Paxillus vernalis wächst auf trockenen Sandböden in den USA, während Paxillus obscurisporus wohl Lehmböden mit hohem pH-Wert bevorzugt.


    Ich meine auch, dass Paxillus validus säuremeidend ist - neutrale Böden sind o.k., aber auf wirklich sauren Böden hatte ich ihn nich nicht. Er kommt wohl in ganz Europa vor - ich habe ihn auch in Ungarn in der Puszta gefunden (auf Kalksand, hoher pH-Wert, ich habe ihn gemessen).


    Fast zeitgleich wurde Paxillus ammoniovirescens beschrieben (aus Italien) - kurz vor meiner Publikation (das lief völlig unabhängig). Da ich auch die Reaktion mit Ammoniak getestet hatte, ging ich später davon aus, dass das eine fünfte Kremplingsart sei. Jetzt hat sich herausgestellt, dass bei beiden, P. validus und P. ammoniovorescens, die ITS identisch ist (ob auch LSU, muss ich nochmal nachlesen). Deshalb wurden die beiden synonymisiert und Paxillus ammoniovirescens hätte Priorität. In meinem aktualisierten Schlüssel, den ich in der Mycologia Bavarica publiziert habe, hatte ich Paxillus validus und Paxillus ammoniovirescens noch getrennt abgehandelt, habe aber natürlich auch gar ein Problem mit einer Synonymisierung. Falls sich das bestätigt, kann man hier die Reaktion mit Ammoniak als Bestimmungsmerkmal vergessen (der "Italiener" wird auffallend grün, was eigentlich als einmalig galt). Da ich nicht mehr an der Uni bin, fehlen mir die Möglichkeiten, da beispielsweise auch genetisch, weiterzumachen.


    Die Kremplinge werden aber zurzeit eh intensiv beackert - ich finde das sehr spannend. "Der Erlenkrempling" ist beispielsweise ein Artenaggregat. In Asien wurde er bereits aufgedröselt bzw. man fängt damit an. So wie es aussieht, kommen bei uns zwei Arten vor. Ich hatte das bereits selbst vermutet, da ich meine, zwei "Sippen" makroskopisch trennen zu können. Allerdings habe ich keine Unterschiede in der Anatomie finden können und das dann verworfen. Ich weiß auch nicht, ob meine Unterscheidung mit der Genetik parallel gehen würde (andere Huthaut auf Makroebene). Und ich meine jetzt nicht Paxillus filamentosus ss. Fries, ss. Watling, denn den habe ich noch nicht selbst gesehen (ist vermutlich wirklich selten und wächst auch nicht bei Erle, wie es aussieht).


    Es freut mich, wenn sich jemand für die sonst nichtim Fokus stehenden Kremplinge interessiert. Wenn du mir deine E-Mail-Adresse gibst, kann ich dir gerne meine Diplomarbeit über Kremplinge schicken (ist ausführlicher als die Einzelpublikationen).


    Liebe Grüße,
    Christoph

    Hallo Jens,


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    Ok, wenn wir uns deiner Meinung nach im Kreis drehen, sollten wir wohl versuchen, diesen zu verlassen und uns besser oder anders erklären.


    D'accord ;)


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    Na dann sind wir uns ja einig... Sollte jemand solche systematischen Fehler machen, kann man das nur erkennen, wenn man mit guten anderen Messreihen vergleicht.


    Stimmt, klar. Mir ging es auch mehr um den Umgang miteinander hier. Und daraus habe ich geschlossen, dass du nicht wirklich liest, was man dir schreibt und dass deine Meinung über Mitschreiber etwas voreingenommen ist, um es vorsichtig auszudrücken. ("und das nennt man sytematischen Fehler! Das müsstest du aber im Physikstudium gehabt haben." ist eben nicht wirklich nett, wenn man selbst im Beitrag auf systematische Fehler hinwies und einging" - aber lassen wir das)"


    Zitat

    Hier geht es um den statistischen Fehler und ob man ihn im Konfidenzintervall angeben sollte oder sich etwas anderes besser eignet.


    Klar, und auch darum, welchen Aufwand man betreiben kann und soll.


    Zitat

    Das bestärkt mich in meinem Bestreben, eine Datenbank mit Stichproben vorzuhalten.


    Es reicht auch Excel - man darf nur keinen Festplattencrash haben...


    Zitat

    Zitierst du bitte genau, wo ich "dass der statistsiche Messefehler nie eine Rolle spielen würde" geschrieben habe, oder zumindest, wo es so aussieht, als sei ich der Meinung.


    Gerne, werde ich suchen (morgen... später...) ;)


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    Dann mußt du mir mal erklären, wie du deine "biologische Begründung" so mit Fakten belegst, das es eine Rolle für die weitere Vorgehensweise bei der Sporengrößenangabe und den Vergleichen von Stichproben spielt. Es ist doch nicht durch eine mögliche Heterosporie Fakt, dass es keine Normalverteilung bei Sporen gibt.


    Erneut: wenn eine Spezies nur zweisporige Basidien hat oder nur viersporige, dann würde ich dir durchaus recht geben (sagen wir so: die Volumina sind dann wohl normalverteilt). Wenn du Pilze aufmerksam mikroskopierst, wirst du feststellen, dass beispielsweise Steinpilze mal fats durchgehend dreisporige Basidien haben, andere Kollektionen viersporige (ist alles publiziert, es wurde irrigerweise sogar mal eine dreisporige Varietät beschrieben). Dann hast du innerhalb der selben Spezies plötzlich unterschiedliche Sporenpopulationen von Kollektion zu Kollektion, was die Konfindenzintervalle der Mittelwerte falsch berechnen ließe. Man müsste da zwischen dreisporigen Steinpilzen und viersprigen trennen. Das auch nur als Beispiel aus der Biologie.


    Oder Pfifferlinge - sie gibt es 6-sporig, aber auch viersporig, andere variieren extrem zwischen (2)4-6-sporig usw.


    Oder Amanita, wo bei einigen Arten viele 2-sproige Basidien eingestreut sind.


    Erneut: "echte" Heterosporie durch Sklerobasidien ist sicher nicht so häufig, aber eine Durchmischung von unterschiedlich kernigen Sporen häufig. Ach ja, beim Steinpilz sind die Sporen bei den dreisporigen witziger weise so: 2 Sporen mit einem Kern, eine mit zwei Kernen.


    Ich empfehle immer, die Biologie nicht zu vergessen und eben nicht "blind" statistisch auszuwerten.


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    Es ist vielmehr so, dass es durch mögliche Heterosporie manchmal keine Normalverteilung gibt. Aber viel öfter lst es der Fall, das es wenig große Sporen (womöglich mehrkernige) und/oder wenig kleine (womöglich wenigerkernige) gibt, die, wenn überhaupt, als Ausreißer erkannt werden und dann i.d.R. rausfliegen. Deine "biologische Begründung" geht meines Erachtens an der Realität vorbei.


    Meine Begründung ist durch Beobachtung überprüfbar (schau dir mal Steinpilze im Mikroskop an oder Pfifferlinge oder Amaniten oder...). Insofern sollte die These "das spielt keine Rolle" überpüft werden, denn diese klingt erstmal dogmatisch. Ich hatte dir ausführlich Simulationen beschrieben, die du machen könntest - und du könntest mal Scheidenstreiflinge mit 25% 2-sporigen Basidien nehmen und dann bite mehr als 30 Sporen messen.


    Die Inormation, dass es da zwei Sporenpüopulationen gibt, ist ein wichtiges Artmerkmal (auch die Unterschiedliche Häufigkeit der Sporenpopulationen wird taxonomisch verwendet).


    Zitat

    Und auch, wenn durch Heterosporie oder andere Effekte mal keine Normalverteilung vorliegt, kann man überlegen, ob nicht das Erzwingen einer Normalverteilung (Ausreißertests (Nalimov z.B.) bis zur Normalverteilung) zusätzlich Sinn machen kann, damit man später besser mit anderen Stichproben, die man genauso behandelt, vergleichen kann.


    Damit wird ein Merkmal der Art statistisch weggelöscht und die Art damit nicht richtig beschrieben.


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    Und vorher sollte man untersuchen, ob es überhaupt Sinn macht und ausprobieren, ob normalverteilungsfreie Vergleichsverfahren vielleicht hier besser funktionieren.


    Ja, und die "Beweislast" (geht da nicht wirklich) liegt hier beim Mathematiker, der die Biologie ignoriert. ;)


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    Wir drehen uns nicht im Kreis. Wenn ich wenige Ausreißer rausschmeiße, schmeiße ich die raus, die nicht zur Population gehören. Also z.B. durch Mehrkernigkeit, oder (bei Ascos z.B. weil sie zu jung waren und deshalb größer (Helvella) oder...).


    Ha, da ist er, der Grundfehler. Es ist ein Unterschied, ob man irrigerweise zu junge Sporen misst oder ob man für die Art typische Sporen mit reinnimmt oder rausschmeißt. Die mehrkernigen Sporen sind arttypisch und keine Ausreißer, zu junge oder "kranke" Sporen sind nicht arttypisch und können eliminiert werden. Verstehst du den Unterschied in der Bewertung, was ein Ausreißer ist? Eigentlich sind damit rein zufällige, starke Abweichungen gemeint - aber bei verschiedenen Sporenpoulationen sind die Abweichungen eben kein Zufall, sondern typisch.

    Zitat

    Die Sporen, die durch Mehrkernigkeit (falls es denn diese ist) besonders auffallen, sind Ausreißer.


    Nur, wenn die Art durchgehend 4-sporige Basiden hat und ganz selten mal zufällig Ausnahmen bestehen (Basidie hat nen Schaden bekommen, bildet nur eine Spore...).


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    Die wären auch in einer erneuten Stichprobe Ausreißer. Nach Entfernung erwarte ich eine Normalverteilung.


    Und schon wird die Art falsch beschrieben. Dann sage ich auch, eine Art hat keine Schnallen, wenn ich seltene Schnallen als Ausreißer ignoriere. Und wen für eine Art typisch ist, dass 5% der Septen Doppelsepten (Schnallen) sind, dann lösche ich die als Ausreißer und beschreibe die Art als schnallenlos?


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    Wenn ich die dann doch nicht habe, habe ich womöglich eine starke Heterosporie, also eine regelrechte Mischpopulation von Sporen verschiedener Kernigkeit. Dann bekomme ich keine Normalverteilung oder kann die nur wie oben geschrieben erzwingen.


    Ja, und erneut: was bringt dann das erzwingen? Im Prinzip würdest du jetzt statt Grautönen (keine, schwache, stärkere, starke Hetarosporie) alles in schwarz/weiß einteilen (nicht oder sehr starl heterospor).


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    Auf alle Fälle sollte ich dann noch mehr Sporen messen, Basidien untersuchen oder weitere Frks. oder die Literatur befragen und mir natürlich die Verteilung genauer anschauen.


    Beschreibt man Kollektionen, dann sollte man das doch immer machen...


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    Ich muß präzisieren, dass ich die Ausreißer rausschmeiße, die Ausreißertests finden. Ich treffe keine eigene Auswahl. Wie auch?


    Das ist selbstredend.


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    Die finden diese häufiger rechts und das mag an der Heterosporie liegen.


    Das "mag" daran liegen?


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    Aber ich habe bei 30 Sporen, um das mal klar zu stellen von Null bis vielleicht 3 Ausreißer und eben auch manchmal welche nach links.


    Hämngt von der Sporenform ab, aber bei 30 Sporen kann das im Rauschen untergehen. Die Heterosporie wird erst bei ausreichend großer Stichprobenzahl auffällig.


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    Anscheinend sind die anderskernigen Sporen (wenn sie denn überhaupt vorkommen) bei Sporenabwurfpräparaten in der Hauptpopulation so selten, dass sie als Ausreißer erkannt werden können und nach Entfernung eine Normalverteilung vorliegt. Wie kommst du denn darauf, dass immer eine echte Mischpopulation vorliegt.


    Ich schaue auch die Basidien an, ich prüfe, wie viele Sporen sie tragen... Man kann das lichtoptisch überprüfen, indem man nachschaut ;)


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    Ich ignoriere sie doch nicht. Ich halte den Enfluß auf die Stichproben i.d.R. eben nur für marginal.


    Vielleicht bewirke ich, dass du stärker drüber nachdenkst. Passt ja und reicht ja auch.


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    Das hatte ich überspitzt geschrieben, weil ich davon ausgegangen bin, das ich die Stichprobe zum Vergleichen mit gängiger Literatur benutzen soll und du dann aber klar gemacht hast, dass du sie zum Beschreiben benutzen möchtest. Zwei Welten.


    ZumBestimmen reicht manchmal ein Blick ins Mikroskop und das Messen von drei Alibisporen (siehe mein fingierter Schlüssel). Beim Bestimmen muss mna nur testen - bei strak abweiczhenden Sporenmaßen reichen sogar völlig subjektive MinMax-Werte


    Clitocybe 1: Sporen breitelliptisch, 3-4 x 2-3 µm
    Clitocybe 2: Sporen spindelig, 8-10 x 3-4 µm


    Makroskopisch sehr ähnlich - da reicht ein Blick ins Mikroskop. Deshalb unterscheide ich ja eben Bestimmen von Beschreiben (schrieb ich aber, erklärte ich schon).


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    Ja, als wüßten die Autoren gar nicht, wie elementar diese Angaben sind.


    Sorry, aber das ist unfair. Hast du schonmal Bestimmungsschlüssel erstellt? Die Sporenmaße sind ein Merkmal unter mehreren. Und wer hat zu allen(!) Arten ausreichend Eigenmessungen, dass Statistik möglich ist? Du kannst doch z.B. Gröger nicht vorwerfen, dass er nicht weiß, wie elemantar solche Angaben sind, weil er sie in seinen Schlüsseln nicht angibt?


    Da sind wir bei der Praktikabilität und dem, was machbar für Mykologen ist. Meist fehlen die Datengrundlagen. Ohne Datengrundlage keine Statistik. Und da sind ungefähre MinMax-Werte besser als gar nichts - so ist es gemeint.


    Deine Schlüsse zum Wissen der Autoren sind m.E. völlig unfair.


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    Ich habe deine Beiträge selbstverständlich genau gelesen.


    Dann verstehe ich manche deiner Einwürfe nicht, in denen du mir z.B. unterstellst, ich würde selbst banale Dinge nicht kennen, die ich selbst bereits in der Diskussion eingebracht habe (wie Unterscheidung von statistischem und systematischem Fehler). Wenn du es liste und trotzdem so schreibst, dann wundert mich das sehr.


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    Meine Meinung: echte Mischpopulationen durch Verschiedenkernigkeit sind seltener, als du denkst.


    Meine Meinung: schau dir die Basidien an, dann weißt du es. Ist aber gattungs- und artabhängig. Daher erst die biologischen Hintergründe abklären und dann passend dazu(!) die richtigen statistischen Werkzeuge verwenden, statt erst die Statistik zu betreiben und dann notfalls die biologischen Hintergründe umdeuten und umdichten.


    Zitat

    Ausreißer (häufiger nach rechts) kommen vor, (könnten gut mehrkernigere Sporen sein), gehören aber eben nicht zur Hauptpopulation.


    Färbe die Kerne an, nimm nur einkernige Sporen, dann sage ich ja - so weißt du es schlicht nicht, denn kleine zweikernige Sporen unterschieden sich nicht von großen einkernigen. Du schmeißt nur die großen zweikernigen raus. Nur beim Kernfärben manipulierst du die Sporen und hast wohl nicht mehr die Originalmaße.


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    Und wenn Biologen oder Mediziner oder... nicht alle Schritte dokumentieren, also wie bin ich zum Ergebnis gekommen, welche Daten habe ich aus welchen Gründen ausgeschlossen, warum interpretiere ich meinen p-Wert als aussagekräftig, traue auch ich keiner Statistik.


    Hat was mit Wissenschaftlichkeit zu tun. Und sehe ich, dass die Methodik nicht auf die Organismengruppe passt oder sehe ich, dass die Datengrundlage zu dürftig ist (n zu klein), dann traue ich der Statistik auch nicht.


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    Ich habe versucht, ein wenig aus dem Kreis auszubrechen. Ich habe das Gefühl, deine "biologische" These lässt sich in der Praxis nur selten belegen.


    "Das Gefühl" ist unwissenschaftlich.


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    Und wenn du den Heterosporie-Effekt nicht als allgemein gültig belegen kannst, kommen wir wohl wirklich nicht weiter.


    Das ist nichts Neues und stammt auch nicht von mir - und belegen kann kan es eben durch Beobachtung (wenn sie auftritt).


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    Warum publizierst du deine These nicht, wenn du dir so sicher bist?


    Habe ich doch - nur ist es nicht "meine These" - Kernfärbung bei Sporen kann man schon lange. Und Heterosporie ist kein neues oder unbekanntes Phänomen - es wird meist nur nicht beachtet, weil man nicht draufschaut und weil - so vermute ich - zu oft besonders große Sporen als Ausreißer rausfliegen. Oft ist der Effekt auch versteckt, da bei geringen Abweichungen der Sporenbreite die Volumina sich stark ändern (V = k * l * d * d) k ist ein Faktor, die Dicke geht quadratisch ein. Vielleicht ist die Länge davon unbetroffen, da nur die Dicke variiert (dann wirkt sich die Heterosporie auf den Quotienten aus) oder es sind beide. Länge und Dicke, betroffen, dann übersieht man es leicht, da der Längeneffekt nicht so goß ist wie der der Breite. Am besten lässt es sich über die Volumina sehen - da hat man wegen des großen prozentualen Fehlers beim Messen der Sporendicke nur einen recht großen statistsichen Fehler (Information kann im Rauschen untergehen).


    Mich interessiert eben die Biologie die Pilze - z. B. warum der Steinpilz dreisporige Basidien hat und ob sowas auch Wert für Bestimmungen hat. Und ich passe lieber die Methode der Biologie (Realität) an, als die Realität der Methode ;)


    LG
    Christoph

    Hemileccinum impolitum ("Boletus" impolitus) hat eine klar flockig-schürfelige Stielbekleidung und riecht in der Stielbasis wie ein Karbolegerling bzw. wie ein alter Aschenbecher, was bei so alten Schlappen auffällig sein müsste.


    Ich kann die Bilder nicht wirklich anschauen, da picload sich mit Werbeblockern unverträglich zeigt (und ich meinen Werbeblocker nicht abschalten will). Ich weiß nicht, ob die Fotos scharf genug sind (den Stiel betreffend). Bestimmung am Foto allein dürfte schwierig sein. Ich empfehle eine Nase voll an der Stielbasis zu testen.


    Hemileccinum impolitum zeigt zu dem weinrote Flecken auf der Stielhaut im unteren Drittel (wenn er alt ist), das Fleisch in der untersten Stielbasis ist gerne leuchtend zitronengelb - und das würde gut zu den Schnittfotos passen. Wie gesagt, der muss unten richtig stinken...


    LG
    Christoph


    Hallo Pablo...


    Ich bin zwar nicht Pablo, aber ich trenne ehrlich gesagt auch nicht zwischen Scopuloides rimosa und Sc. hydnoides. Sc. rimosa ist sehr variabel und ich sehe Sc. hydnoides innerhalb der Variationsbreite an. Septierte Cystiden können bei sehr jungen Kollektionen fehlen.


    LG
    Christoph

    Hallo Jens...



    Freie Sporen auf dem Hut oder dem Stiel suchen.


    Klar - wenn wie gesagt genug dort liegt.


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    Es spricht also vieles dafür, einen Sporenabwurf dem Herbarmaterial mitzugeben.


    Absolut - wäre gut und schön.


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    Naja, kann man vielleicht auch viel einfacher mit Mittelwerttests machen. Ein Beispiel: Heinz Clemencon in ZfM 79/2 (2013) ab Seite 516ff


    Werde ich mal in aller Ruhe durchlesen - bin aber skeptisch, wie man ohne mehrere Kollektionen zu bearbeiten die Schwankung des Mittelwerts herausbekommen soll. Aber wie gesagt: muss ich erstmal lesen.




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    Statistische Fehler ja, systematische nein. Wenn jemand immer den ersten Beugungsring als Sporengrenze misst, wird er auch im Schnitt zu große Werte erhalten.


    Ja, wird er... und das nennt man sytematischen Fehler! Das müsstest du aber im Physikstudium gehabt haben.


    Äh, bitte? wasmeinst du, warum ich zwischen statistischen und systematischen Fehlern differenziere und darauf hinweise, dass sich letzterer eben nicht herausmittelt. (Liest du meine Beiträge wirklich? - Ich habe dir das mit Fettdruck hervorgehoben - wenn ich den Begriff nutze, dann werde ich ihn auch kennen, sage ich mal so...)


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    Die Gefahr eines systematischen Fehlers bleibt bei Sporen mit wenig Kontrast - siehe oben.


    Nein, siehe auch oben.


    Erneut: lies bitte einfach nach, welchen systematischen Fehler ich meinte - eben, wenn jemand immer (!) die Messpunkte zu weit außen ansetzt, da, wo es "schön dunkel" wird (mitten im ersten Minimum) - das ist vor allem bei kontrastarmen Sporen möglich (kein Muss).


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    Es besteht die Gefahr eines so hohen statistischen Fehlers, dass man womoglich keine sinnvollen statistischen Aussagen treffen kann.


    Das ist der Fall, wenn man zu sehr raten muss, wo man ansetzt. Das meinte ich gar nicht bzw. hatte ich beim Beispiel sehr schmaler Sporen angebracht (als Gegenargument, dass der statistsiche Messefehler nie eine Rolle spielen würde, was du jetzt selbst verneinst).


    Zitat

    Aber ich habe schon angefangen, ein Beispiel vorzubereiten, wie gering der Beugungseffekt zum tragen kommt, wenn man mit Fotos arbeitet.


    O.k., gerne, bin neugierig.


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    Ich behaupte weiter, dass Standardabweichung biologisch begründbar bei Sporenmaßen die Ausnahme sein müsste.


    Ok, dann begründe mal.


    *seufz* Wie oft noch? Muss ich jetzt mit Copy & Paste alles, was ich dazu schrieb, nochmal hineinkopieren? Ich hatte sogar explizit gefragt, ob dir das mit den unterschiedlichen Sporenpopulationen bewusst ist, ob du Heterosporie mit berücksichtigst (usw.). Ich habe es dir mehrfach (!) biologisch begründet. Lies doch bitte einfach mal wirklich durch, was ich schreibe.


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    Ich habe fast immer Normalverteilungen bei Sporenmessungen. Es gibt Ausnahmen. Aber die Regel ist die Normalverteilung.


    Wenn du "Ausreißer" rausschmeißt, die vor allem "rechts" liegen, machst du so aus einer schiefen Verteilung eine Normalverteilung. Wir drehen uns jetzt im Kreis.


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    Ich messe aber auch nur Frischmaterial im Sporenabwurf. Es mag bei Exsiccaten, erst recht im Lamellenquetschpräparat anders sein.


    Verstehe ich nicht. Meinst du, 1-, 2- und 3-sporige Basidien sporulieren nicht? Fällt beim Abdruck immer nur eine Population aus den Lamellen? Es gehtmir hier um die Biologie(!) der Pilze. Bei Lamellenpräparaten würde man eher erwarten, dass das Rechtsschiefe durch möglicherweise zu viele unreife, gemessene Sporen ausgeglichen wird (weil die zu klein sind).


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    Natürlich, es gibt auch Arten/Gattungen, die so heterospor sind, das die Annahme einer Normalverteilung der Sporen vielleicht keinen Sinn macht.


    Was denn nun? Vielleicht keinen Sinn ist extrem unmathematisch. Ist es keine Normalverteilung, dann ist es keine. Wie kann denn auch prinzipiell Heterosporie ungefähr zu einer Normalverteilung führen (z. B. bei zwei(!) Maxima)?


    Aber auhc da drehen wir uns im Kreis - das schrieb ich auch schon weiter oben ausführlich.


    Zitat

    Aber darüber gibt es zu wenig zu lesen, bzw. ich habe es vielleicht nur noch nicht gefunden, also ob es mehr Sinn macht, eine Normalverteilung einfach anzunehmen (du schriebst draufzupressen oder so), oder ob man lieber den Test auf eine andere Verteilung macht (Lognormal, Chi ² oder so). Eben etwas für die Rechtsschiefen extra macht.


    Es gibt über Sporenpopulationen viel zu lesen. Du kannst es sogar mathematisch simulieren. Nimm eine Spezies mit 25% 2-sporigen und 75% 4-sporigen Basidien. Nimm an, bei beiden Sporenpopulationen sei die Summe der Volumina aller zwei oder vier Sporen normalverteilt und hätte den gleichen Mittelwert (also nicht zusätzlich Sklerobasidien vs. normalen Basidien, was auch bei Amanita vorkommt, oder bei Armillaria oder bei hygrocybe oder bei...). Dann kannst du daraus bei vorgegebener Sporenform dir die Verteilungen simulieren (die Konfidenzintervalle legst du halt fest, du musst ja Randbedingungen definieren. Dann erhälst du die Addition zweier Verteilungen mit unbterschiedlichem Mittelwert (was Länge oder Breite angeht).
    Jetzt nimm 50 zu 50 als Extremfall. Dann mal 90 zu 10 usw. Ab welcher Seltenheit der 2-sporigen Basidien ist das vernachlässigbar (abhängig von der Sporenform bzw. den Schwankungsbreiten von Länge und Breite)?


    Das kann man sich wie gesagt simulieren.


    Ich finde es "unbiologisch", die Biologie der Sporenbildung zu ignorieren und einfach zu "definieren", dass alle Sporenparameter normalverteilt sind.


    Kannst du wie gesagt machen, aber wenn deine Lösung immer noch ist, dass du dann die Probe wegwirfst, wäre das schade und unwissenschaftlich.


    Zitat

    Vielleicht kann man sogar einen Grenzwert berechnen oder ertesten, ab dem das Verhältnis von Median zu Mittelwert als kritisch für die strikte Anwendung der Konfidenzintervalle zur Beschreibung des Sporengrößenfehlers zu betrachten ist...???


    Siehe oben - nicht nur vielleicht... Aber dazu muss man wirklich etwas Mühe investieren und Simulationen programmieren. Wäre eine sinnvolle Grundlagenforschung zum Thema.


    Zitat

    Eine MinMax-Angabe ist jedenfalls immer eine Sackgasse, da sie nur die Stichprobe selbst beschreibt und keine Schätzung auf alle Sporen ist.


    Immer eine Sackgasse? Man gibt ja die Anzahl der vermessenen Sporen an. Die Min-Max-Grenzen hängen von dieser Anzahl ja ab. Kann man im Prinzip wieder zurückrechnen (abgesehen von dem subjektiven Schätzen, welche Sporen man als Ausnahmen ansieht).


    Zitat

    Und man kann mit MInMax auf nichts zurückrechnen.


    Wie gesagt: kommt drauf an, aber das Fass müssen wir nicht aufmachen. ;)


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    Es bleiben bei MinMax halt nur ein ein paar Zahlen einer "Geisteswissenschaft", die womöglich noch nicht einmal den geschätzen Mittelwert im arithmetischen Mittel der beiden Werte darstellen.


    Letzteres wäre ja Irrsinn. Das arithmetische Mittel bildet man über alle Messungen. Und ist die Verteilung schief, dann liegt das natürlich nicht(!) in der Mitte zwischen diesen beiden Werten. Du glaubst doch hoffentlich nicht, dass ich oder dass andere die Mitte zwischen den MinMax-Werten als Mittelwert nehmen?



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    Eben nur eine grobe erste Einschätzung . Warum haben denn immer alle so große Probleme, ihre Messreihen mit der Literatur abzugleichen?


    Weil "die Literatur" (was auch immer das umschließen mag) oft weder die Stichprobenzahl noch Mittelwerte angibt in Schlüsseln).


    Und lese ich


    1. Sporen 12-16 µm lang
    1* Sporen 6-10 µm lang


    dann brauche ich keinen Mittelwert, um die Arten zu trennen und ich brauche auch nur eine sehr geringe Stichprobenzahl, um die Entscheidung zu treffen.


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    Meinst du, uns folgt hier noch eine(r)?


    Warum nicht?


    ich habe eben nur den Eindruck, dass du selbst meine Beiträge nicht wirklich liest -ich hatte schon früher das Gefühl geäußert, da du mir teils Unwissenheit von absoluten Grundlagen unterstellt hast oder Begriffe erklärst, die ich selber im Posting davor genutzt habe. Und wenn du, nachdem ich versucht habe, sehr ausführlich zu erklären, warum ich rein biologisch betrachtet Normalverteilung als selten ansehe, nun um eine Erklärung bittest, warum ich nicht von Normalverteilung ausgehe, dann wird es anstrengend. Die Frage ist, ob es dann wirklich sinnvoll ist, erschöpfend darüber zu diskutieren.


    Meine Einstellung ist un bleibt eben:
    Blackbox-Systeme zur Auswertung von Messdaten verleiten User dazu, alle Datenreihen damit zwangsauszuwerten. Und wenn sie wirklich heterospore Aufsammlungen haben, wird es trotzdem durch das Programm geschleust und die Ergebnisse (blind) übernommen (damit meine ich jetzt den unbedarften Anwender). Ich habe das - wie ichauch schon schrieb - bei Biologen beobachtet, die multivariate Analysen rechnen lassen (Korrespondenzanalysen, RA, DCA usw.).


    Und wenn ich auch hier im Forum dann bei Einzelmessungen Sporenmaße auf Hunderstel Mikrometer genau (nicht errechnete Schwankungen), dann tut mir das wirklich weh, da selbst bei Ultraspitzenmikroskopen bei 0,2 µm Schicht im Schacht ist. Das zeigt dann, dass der User die Werte kritiklos übernimmt. Das wäre aber eine tiefere Diskussion, die - fürchte ich - erst etwas bringen würde, wenn wir wirklich konstruktiv diskutieren. Da gehört für mich zu allererst die Biologie der Pilze in den Mittelpunkt.


    Im Moment drehen wir uns leider nur im Kreis. Jedenfalls ist das mein Eindruck (und ich meine das gar nicht böse). ;)


    LG
    Christoph



    VG, Jens
    [/quote]


    August Rippel-Baldes (1952) - Grundriß der Mikrobiologie S.133


    Hallo Jens,


    ich meinte konkret zu Sporen unserer Lieblinge. Baral hat beispielsweise Quelleffekte aufgeziegt (bei Laugen im Medium). Sollte es Sporen geben, die auch in Wasser sehr stark quellen, dann ist das sicher nicht die Regel.




    Zitat

    Wie differenzierst du denn, wenn du in dem Bereich alle Sporen misst, unreife von reifen?


    Natürlich können Spore auch durchdas Präparieren von Basidien abbrechen, die sonst erst später abgeworfen worden wären. Bei pigementierten Sporen ist es meist ein kleineres Problem, da die dann weniger farbintensiv sind. Die Abgrenzung ist aber natürlich schwierig - daher der subjektive Einfluss, über den ich schrieb.


    Nur wie sonst kann man Herbarbelege ohne Sporenpulverabdruck vergleichen?


    Zitat

    aah, du hast die Mittelwerte wie eine normale Stichprobe behandelt und damit die Kondidenzintervalle des Milttelwertes der Mittelwerte benutzt?


    Klar.



    Zitat

    Es geht aber nicht, wie von dir geschrieben, um den absoluten Fehler. Da wir nicht den wahren Mittelwert und die wahre Standardabweichung kennen, können wir den Fehler nur schätzen. Und dieser geschätzte Fehler ist eben das Konfidenzintervall.
    Das setzt sich aus einem systematischen Fehler und dem statistischen Fehler zusammen und wird durch den Umfang der Stichprobe immer genauer geschätzt.


    Statistische Fehler ja, systematische nein. Wenn jemand immer den ersten Beugungsring als Sporengrenze misst, wird er auch im Schnitt zu große Werte erhalten. Und wenn der Messfehler in der Größenordnung der Messung ist (also bei sehr schmalen Sporen - wo ein Messfehler von 0,5 µm ein Verdoppeln der Sporenbreite wäre), würde das Rauschen der Messungen zu groß sein. Bei großen Sporen reicht es aber, nur schnell auf 0,5 µm genau zu messen, wenn n grpß genug ist. Das geht im Messokular gut und schnell.


    Zitat

    Oben im Okularmikrometerbeispiel habe ich durch Nachmessen einen sytematischen Fehler ausschliessen wollen, da ich das Mikroskop mehrmals umgebaut habe und nicht mehr genau wußte, welches Objektmikrometerfoto jetzt gültig war.


    Die Gefahr eines systematischen Fehlers bleibt bei Sporen mit wenig Kontrast - siehe oben.


    Zitat

    Aber da der statistische Fehler sich aller Wahrscheinlichkeit mit zunehmendem n der wahren Streuung der Messwerte nähert und der +/- Fehler der Messung(durch Beugung und Pixelproblem) sich immer wahrscheinlicher ausgleicht, ist dem geschätzten Gesamtfehler der Fehler der Einzelmessung egaler und egaler


    Das ist klar, natürlich.


    Zitat

    und deshalb schrieb ich in meiner ersten Antwort an dich, die Mathematik ist da schon einen Schritt weiter...


    Nur ist die Mathematik eben eine reine Geisteswissenschaft. Ich behaupte weiter, dass Standardabweichung biologisch begründbar bei Sporenmaßen die Ausnahme sein müsste.


    Zitat

    Eins noch. Es gibt heutzutage Lichtmikroskop(e), für die die Abbey'sche Beschränkung durch die Lichtwellenlänge (ca. 0,2 µm) nicht mehr gilt.
    Aber bis wir uns die leisten können sind wir wahrscheinlich tatsächlich "fossil".


    Auch das ist mir bewusst ;) Nur hat kein taxonomisch arbeitender Mykologe - soweit ich weiß - so ein Gerät. Und der Trick, wie die Auflösungsgrenze unterschritten wurde, ist faszinierend. In der Astronomie gibt es auch Tricks, mit denen man die Auflösung extrem ausreizen konnte - z. B. die Speckle-Interferometrie.


    LG,
    Christoph


    Ich würde dich nie "fossil" nennen.. ;)


    Hihi, darfst du aber.


    Zitat

    Wer hat denn heutzutage noch die Zeit, so große Stichproben ( wie du(ihr) in den Paxillusstudien gemacht habt >1000) zu vermessen???


    Nicht an einer Kollektion, das habe auch ich mir nicht angetan, aber ich habe viele Kollektionen vermessen, teils bis zu Hundert Sporen pro Kollektion. Insgesamt waren es mehrere Tausend. Wenn es dein Job ist, dann macht man das.


    Zitat

    Leider steht in der Studie nicht drin, ob ein Sporenabwurf- oder Quetschpräparat die Grundlage der jeweiligen Stichprobe war.


    In welcher Studie genau? In meinen Paxillus-Studien habe ich geschrieben, dass es Lamellenpräparate waren. Mit Sporenabdruck habe ich bewusst nicht gearbeitet, da man dann Herbarmaterial ohne Sporenabdruck nicht vergleichen kann. Da ich auch viel mit Herbarmaterial gearbeitet habe, habe ich konsequent eine Methode durchgeführt.


    Zitat

    Und was ich mich auch frage: wenn die Sporen so lange so vor sich hinschwimmen, bis ich 1000 vermessen habe, ob sie dann nicht auch quellen und das Messergebnis schon dadurch signifikant verfälschen?


    Mehrere Stichproben - und alles in Wasser, nicht in Laugen.


    Zitat

    Immerhin quellen Sporen bis auf die doppelte Größe.


    Welche Sporen? In welchem Medium? Nach welcher Zeit? Ich glaube das nicht, es sei denn, man nimmt wirklich Laugen als Medium oder man hat Sonderfälle stark quellender Sporenwände. Hast du da Quellen?


    Zitat

    Das spricht schon für die Fotomethode, weil viel schneller und noch etwas ganz anderes spricht für die Fotomethode. Um den menschlichen Faktor auszuschliessen habe ich empfohlen, immer alle (natürlich plan, scharf und bei Basidiosporen auf der Seite liegenden) Sporen im Bild zu vermessen.
    Damit messe ich automatisch auch die großen und kleinen mit und treffe keine subjektive Vorauswahl.


    Ich sage ja, es gibt auch dafür positive Argumente. Auch das Herumschwimmen im Medium ist kein Problem mehr. Da aber nicht alle Sporen auf dem Foto plan und völlig scharf (was ja gar nicht geht, alle sind wegen der Beugung unscharf) sind, ist auch hier eine Fehlerquelle möglich.
    Es gibt sicherlich viele subjektive, individuelle Probleme, um Sporenmessungen verschiedener Mykologen unter einen Hut zu bringen. Die "Toleranz" bei der Auswahl vom Foto, was denn nun scharf ist, gehört auch dazu.


    Ich mache immer mehrere Stichproben im Präparat: dort wähle ich alle richtig liegenden im Sichtfeld. Ich mache auch immer mehrere unabhängige Präparate, da man auch mal eine Stelle erschwischen, kann, an der diie Lamelle weniger reif ist (fällt bei Sporenabwurf weg).


    Zitat

    Was mich auch interessiert. Ihr habt die vermessenen Kollektionen einfach zusammen geworfen?


    Nein, warum sollte ich? Ich wollte ja auch die Schwankung der Mittelwerte hinaus, um zu prüfen, ob man daran Kremplingsarten trennen kann. Man kann aber dann aus allen Messungen auch eine Datei machen, das natürlich. Ich wollte aber nur Konfidenzintervalle für die Mittelwerte bestimmen, um einen Test auszuführen, wie sicher man anhand einer Stichprobe von z.B. 30 vermessenen Sporen Paxillus rubicundulus von Paxillus involutus zu trennen. Um das zu entscheiden, muss ich von beiden sehr viele Kollektionen auswerten, um eben die Konfidenzintervalle füpr die Mittelwerte zu bekommen.


    Zitat

    Und hast du die Stichprobenwerte noch? Ich wäre dran interessiert. Am besten die Kollektionen getrennt.


    Ich habe alle Daten noch - aber leider nur auf Papier handschriftlich. Ich hatte einen kompletten Datencrash vor einigen Jahren, wo ich die digitalen Daten verloren habe. Die Sicherungscds, die ich gemacht hatte, waren leider auch im Eimer. Ich habe aber alle Mikrozeichnungen und alle Sporenmessungen in Mappen gesammelt.


    Zitat

    Ja, der Rand ist unscharf und mit den 0,5 µm dieser Messung gebe ich dir hier recht, da ich nicht das maximale Auflösungsvermögen des 100ers herauskitzele, denn der hier verwendete Kondensor hat nur eine Aperatur von 0,8.
    Aber, die 0,5 µm Fehler beziehen sich auf die 50 µm. Wenn ich eine Bildauflösung von 1000 Pixeln (um es einfach zu machen) in den 50 µm habe, habe ich pro Pixel einen Messfehler von 0,5/1000, also 0,0005 µm. Also zu vernachlässigen, da alle anderen Fehler größer sind.


    Es geht um den absoluten, nicht den relativen Fehler. Du kannst die Physik nicht umgehen. Ich behaupte mal, dass du einen Fehler von mindestens 0,2 µm hast, wo du den Messpunkt als Sporenwandrand hinsetzt. Und das zweimal, auf beiden Seiten der Spore. Mal setzt du vielleicht die Messpunkte so, dass er auf der einen Seite 0,2 µm zu weit weg, auf der anderen dafür noch in der realen Wand sitzen würde und er hebt sich auf. Genauso kann sein, dass sich der Fehler aufaddiert und du nur wegen der Messpunktsetzung 0,4 µm Fehler hast. Du siehst eben nicht den Rand der Sporenwand, sondern ein unscharfes Abbild derselben, da jeder Punkt als Beugungsscheibchen abgebeildet wird. Das erzeugt die Unschärfe. Dann wird deine Optik nicht das nonplusultra sein. Das Mikroskop an der Uni bewegte sich im Preisbereich von so ca. 60.000 €. Es gibt noch deutlich teurere - die Botaniker hatten ein Lichtmikroskop für ca. 150.000 €, wenn die Story stimmt. Damit kommt man an die Grenze heran. Ich konnte beio Xerocomussporen auch Verzweigungen der Sporenstreifung wunderbar sehen - bei meinem privaten Olympus bin ich froh, die Streifen überhaupt zu sehen.


    Messe ich Steinpilzsporen (sind bis fast 20 µm lang), dann ist mit egal, ob ich einen Messfehler von plusminus 0,5 µm habe. Habe ich aber Sporen, die z. B. nur 2,5 µm dick sind, wäre der Messfehler prozentual riesig. Und er ist es auch.


    Dass auch 50 µm Länge der Fehler vernachlässigbar ist, ist daher nicht das Thema. Und messe ich Sporen von Dangeradiella macrospora, ist mir der Messfehler völlig egal, da er wirklich vernachlässigbar ist. Nicht aber, wenn es um Sporenbreiten von Aporpium geht ;)


    LG
    Christoph