Beiträge von Tricholomopsis

Servus zusammen,

ich will ich nicht bei euch einmischen, aber zur Guajakreaktion kann ich vielleicht etwas beitragen. Was ihr testet, ist die Aktivität von Phenoloxidasen, also die Weißfäulekapazität des Fruchtkörpers.

Beispiel Russula: die ganzen Russulales besitzen Phenoloxidasen, sind Weißfäulepilze. Ektomykorrhizaarten nutzen das, um auch durch Holz wachsen zu können. Im Fruchtkörper wird das aber nicht benötigt, weshalb die Enzymproduktion dort (hormonell?) eingeschränkt/gestoppt wird.

Es gibt zudem falsch-positive Ergebnisse, da auch Sauerstoffradikale Guajak zerlegen und die Farbreaktion auslösen. Und Bakterien können das auch bewirken.

Das Grundproblem - warum sollte ncht mal als Defekt das Bremsen der Enzymproduktion im Fruchtkörper wieder aufgehoben werden? Ihr testet also bei Pilzen, die alle im Prinzip Weißfäulepotential haben, wie viel der dies ermöglichenden Enzyme im Fruchtkörper / an der Stielspitze gebildet werden / aktiv sind. Es wird also innerhalb des gleichen Merkmals nur die Quantität gemessen, nicht ob vorhanden oder nicht. Ich würde das also nicht übergewichten (weder bei Tricholoma noch bei Russula)

Manchmal gibt es aber reproduzierbare Überraschungen. Ektotrophe Pilze haben meist nur noch ca. 5% der Weißfäulekapazität von saproben. Ich habe früher bei vielen Pilzen Enzymtests durchgeführt, drunter auch an Hygrophorus olivaceoalbus. Und sieh da, der war extrem potent - leg ein kleines Stück in Guajaklösung und ab geht die Post. Später stellte sich heraus, dass er wieder zum Wurzelparasit geworden ist. Er bildet die Mykorrhize und verdaut dann die Wurzel...

Die Enzymtests wurden auch veröffenlicht: AGERER R., SCHLOTER M. & HAHN C. (2000): Fungal enzymatic activity in fruit bodies. Nova Hedwigia 71: 315-336.

Leider habe ich kein pdf davon.

Das mit dem Parasitismus findet man in Lodge et al. 2014, Fungal Diversity 64:1–“99

LG
Christoph

Servus Pablo,

deine Skepsis ist sicher durchaus berechtigt. Im Artikel von Redhead et al. (2002) ist die ITS verwendet worden und der Bootstrapfaktor ist dort nicht optimal.

In einem gebe ich dir aber nicht Recht:

Zitat von Beorn

Weil morphologisch passt da nichts, aber auch rein gar nichts zusammen. Contumyces passt zwar durchaus zu Rickenella, aber beide absolut nicht zu den "richtigen" Hymenochaetales.

Schau dir mal die Cystiden von Rickenella an und vergleiche die mal mit den Setae der Hymenochaetales. Ich kann mir durchaus vorstellen, dass sie sich daraus entwickelt haben.

Für Rickenella bei den Hymenochaetales spricht auch die LSU, nicht nur die ITS (Larsson et al. 2006 - sie nahmen einen konseravtiven Bereich der ITS und die LSU). Ich finde Skepsis angebracht und gut, habe aber kein Problem damit, dass Lamellenpilze mehrfach konvergent entstanden. Bei drei Ordnungen isz es klar: Agaricales, Russulales, Boletales - warum dann nicht auch bei den Hymenochaetales? Incertae sedis ist sicherlich eine Lösung, klar. Vielleicht kommt ja mal ein Stammbaum, der auf z.B. 6 Loci basiert, an die Öffentlichkeit. Wäre spannend.

Zitat

Nur: ITS - Sequenzen sind meistens ganz passable Anzeiger, wenn es um Differnzierungen einzelner Arten geht. Sobald man im Baum weiter runter geht und die Verwandschaftsbeziehungen nachvollziehen will, wird das meiner Ansicht nach aber immer wackeliger mit dieser Sequenz.

Stimmt - aber... es gibt in der ITS auch konservative Bereiche, wobei das verwandtschaftsabhängig ist. Es gibt Arten, di in der ITS identisch sind, weil sie in der Artengruppe zu konservativ ist. Bei anderen werden manche Bereiche kaum repariert, also kann man dann Arten ganz gut erkennen. Auf Ordnungsebene gebe ich dir recht, da wäre was deutlich konservativeres besser.

Zitat

Das gleiche gilt ja auch zB für Sidera: Das sei zwar angeblich laut ITS auch eine Rickenellaceae - Gattung, ist es aber nicht (absolut subnull morphologische Parallelen) und sie gehört auch definitiv nicht zu den Hymenochaetales.

Nein, nicht nur ITS, sondern auch LSU... und subnull? Ich finde anatomisch einige Parallelen zu Hyphodontia s.l. - und zu Resinicium. Ganz so abwegig ist es m.E. nicht.

Zitat

Sich da bei der Einordnung blind auf eine einzige Sequenz zu verlassen, wenn alles andere dagegen spricht, halte ich für einen Fehler.

Immerhin zwei Sequenzen und auch nicht blind und allein deshalb. Jedenfalls nicht bei allen aktuell als Hymenochaetales klassifizierten Gattungen.

Warten wir's ab

LG
Christoph

Servus Harzi,

wow, ein Spitzenfund, Gratulation. Und wirklich ein tolles Portrait!

Zitat von Tuppie

Ich habe mal für die Nichtfachleute wie mich nachgegoogelt und fand den Namen Rosa Zystidennabeling. Kann man den so stehen lassen?

Servus Tuppie,

Thomas Glaser und ich haben ihn auch so genannt:

Glaser T, Hahn C (2014): Contumyces rosellus, der Rosa Zystidennabeling, Erstnachweis für Bayern. Mycol. Bav. 15: 9-17.

Er gehört übrigens in die Verwandtschaft rund um die Feuerschwämme - Hymenochaetales - und hat mit "normalen" Nabelingen verwandtschaftlich nichts zu tun ;-).

LG
Christoph

Servus beinand...

Zitat von Beorn

Also: Die ausgebuchtet angewachsenen Lamellen ("Burggraben") sind definitiv kein solides Gattungsmerkmal für Tricholoma.
Das scheint so ein fortlaufender Fehler in diverser Literatur zu sein, ähnlich dem Märchen, daß Wulstlinge (Amanita) immer freie Lamellen hätten.

Exakt! Ich weiß auch nicht, warum das mit den freien Lamellen bei Amanita immer wieder falsch abgeschrieben wird. Das ist ein reines Missverständnis, das auf Ricken basiert (er hat die Pilze, die am Verbindungsbereich von Hut und Stiel eine Sollbruchstelle haben, als Freiblättler bezeichnet).
Wer mal einen Grauen Wulstling in der Hand hat, bei dem die Lamellenim 90 °-Winkel breit am Stiel angewachsen sind, hört auf, das als Gattungsmerkmal zu verwenden. Ich sehe bei Amanita nur ausnahmsweise freie Lamellen.

Beim Burggraben ist es ähnlich, wie hier schon geschrieben wurde. Nicht alle Ritterlinge zeigen das typischerweise. Es ist halt so ein "im-Prinzip-ist-es-bei-vielen-so"-Merkmal, aber nicht definierend.
Ritterlinge würde ich so definieren: ektomykorrhizabildende Hellsporer, mit fleischigen bis risspilzartigen Fruchtkörpern, die eine Cortina haben können, aber auch ein deutlich ausgeprägtes Velum universale, das einen aufsteigenden Ring bildet oder ein reduziertes Velum universale, das nur eine angedeutete Ringzone bildet oder so stark reduziert ist, dass es nur ein Farbwechsel am Stiel ist oder völlig reduziert ist, sodass die Fruchtkörper dann nackt erscheinen; Lamellen oft ausgebuchtet, aber auch breit angewachsen, teils mit Zahn herablaufend. (usw.)

Kurz gesagt - Ritterlingshabitus haben so viele Lamellenpilze, dass sich die Gattung nicht so einfach definieren lässt - Erdritterlinge mit Cortina, andere mit Ring vom Velum universale, manche Ritterlinge mit dem aufsteigenden Ring, andere völlig ohne, manche mit schleimigem Velum universale, das den Hut mit schleimig macht (Orangeritterling), andere mit schleimiger Hutdeckschicht (auch rudimentäres Velum?), wieder andere trockenhütig oder faserig-schuppig oder fransig... es gibt fast nichts, was es nichtz gibt.

Ich tue mich auch in Pilzkursen schwer, einen Ritterling zu definieren. Kennt man ein paar Sektionen und Einzelarten, bastelt man sich dann die Gattung zusammen

LG
Christoph

Servus Peter,

auch von mir d'accord. Der Winterporling kann mit Polyporus arcularius verwechselt werden, der aber noch längere Randhaare besitzt und größere Poren hat (er kann auch im Herbst / Winter wachsen). Insofern klar Winterporling.

LG
Christoph

Servus Claudia,

"Isla-Moos" ist deine Fleichte sicherlich nicht. Zum Glück hast du keine giftige Flechte erwischt (gibt es auch, manche sind sogar sehr giftig, wie die Wolfsflechte, Letharia vulpina. Dann wärst du jetzt vermutlich tot oder zumindest hättest schwere Beeinträchtigungen des Zentralnervensystems erleben dürfen. Glück gehabt...

Eine der Flechten, die du ausgekocht hast, dürfte eine Usnea gewesen sein (die langen Haare). Ob es da giftige gibt, weiß ich nicht - deine scheint ja o.k. zu sein.

Flechten sind Pilze - und unbekannte Pilze sollte man nicht als Tee verkochen. Sag ich einfach mal so...

Weiterhin gute Besserung!

LG
Christoph

P.S.: du kannst in der Apotheke auch getrocknetes Isla-Moos bestellen, musst also nicht die dortigen Lutschtabletten kaufen. Isla-Moos ist in den Alpen in den alpinen Matten weit verbreitet und ist recht auffällig - daher kann man leicht ausschließen, dass du diese Flechte ausgekocht hast.

Zitat von sergiuspro

Ich habe mich davor viel zu kurz ausgedrückt. Ich meinte natürlich nicht den klassischen Agaricus campestris, sondern den Braunschuppigen Wiesenchampignon (Agaricus campestris var. floccipes), der eben sehr schuppig ist

Agaricus campstris var. floccipes ist nicht das, was auf deutsch Braunschuppiger Wiesenegerling heißt. Ich würde ihn so jedenfalls nicht nennen. Das wäre für mich Agaricus cupreobrunneus - und der sieht anders aus, viel deutlicher kupferbraun-schuppig. Deiner ist m.E. nur etwas mitgenommen. Die var. floccipes kann auch rein weiß sein bzw, ist das eher typischerweise.

Das, was auf 123 gezeigt wird, könnte(!) in der Tat Agaricus campstris var. floccipes darstellen (der deutsche Name dort verwirrt mich aber, denn floccipes heißt ja eigentlich "flockiger Fuß", also "flockiger Stiel" - Moeller hat das auch gut abgebildet (unter anderem Namen)), aber das Foto / die Fotos bei 123 sehen mir fast mehr nach Agaricus pampeanus ss. auct. Europ. aus.

Wie gesagt, die Gruppe ist schwierig.

Allerdings riechen die beiden, also A. campestris var. floccipes (was übrigens flockenstielig heißt, nicht -hütig) und A. pampeanus ss. auct. Europ. nicht nach Anis - jedenfalls nicht, wie ich sie interpretiere.

Ich meine, Agaricus campestris var. floccipes bei mir zuhause seit Jahren auf meiner "Hauswiese" zu haben. Sporen etwas länger als bei A. campstris, aber zu kurz für A. pampeanus, Hut deutlich schuppig, aber nicht gilbend, Geruch wie Wiesenegerling, nicht nach Anis, Keimporus kaum ausgeprägt, nur zu erahnen.

(Das ganze Aggregat müsste mal sequenziert und überarbeitet werden... - ich traue mich auch nicht, meinen Mammendorfer Wiesenegerling zu publizieren, da die Art- und Varietätskonzepte noch nicht klart definiert sind)

Achte einfach mal im nächsten Jahr bei einer frischen Kollektion darauf, ob sie gilben. Auf alle Fälle ein interessanter Fund.

Liebe Grüße,
Christoph
[hr]
P.S.: ich vermute, 123 synonymisieren Agaricus moellerianus mit Agaricus campstris var. floccipes - das wird manchmal in der Literatur gemacht. Das würde erklären, warum da "manchmal mit ... Anisgeruch" steht. Dabei riecht A. moellerianus s.str. wirklich deutlich nach Anis. Für mich ist das auch was deutlich anderes als Agaricus campstris var. floccipes. Die 123-Beschreibung ist für mich eine Vermischung beider Taxa, nur passt dann der deutsche Name noch weniger. Und es fehlt dann das teils deutliche Gilben am Hut...

Für Champignons lieber Spezialliteratur verwenden

LG
Christoph

Servus sergius,

puh, Champignons nach Foto bestimmen... Agaricus campestris ist das aber sicher nicht - viel zu schuppig! Und der Anisgeruch passt auch gar nicht dazu. Der hinfällige Ring deutet aber auf die Wiesenegerlinge i.w.S. hin und spricht völlig gegen diverse Anisegerlinge.
Wenn ich raten müsste beiu der Kombination vergänglicher Ring, auf Wiese, Anisgeruch, komme ich direkt auf Agaricus moellerianus. Da passt auch der schuppige Hut ganz gut. Ich habe den mal als Massenvorkommen in Kärnten auf einer Liegewiese in einem Freibad gesehen - die Freibadbesitzer waren völlig verwirrt, dass plötzlich Verrückte mit Kamera und Stativ kamen, um die Champignons zu fotografieren:

Das, was für die Bestimmung deines Pilzes als Ag. moellerianus fehlt, ist ein recht deutliches Gilben auf Druck (z. B. auf dem Hut).

(Struppiger Wiesenegerling mit Anisgeruch, der auf Druck gilbt --> Agaricus moellerianus)

Nach Foto allein aber wie gesagt nur geraten. Vergleich das einfach mal

Hm... ich habe ein Foto als Attachement angefügt, aber es erscheint hier nicht. Seltsam... dann halt kein Vergleichsfoto

(jetzt hat es doch geklappt)

LG
Christoph

Zitat von Ingo  W

Die ist aber nicht zufällig auffällig kurzstielig und wächst gern unter Blaufichte?

Servus Ingo,

nein, der besagte hat ein deutliches Velum universale, geschnäbelte Cheilocystiden (was in der Gattung eben sehr selten ist und ich nur von Chl. subrhacodes kenne) und wächst nicht bei Blaufichte.

LG
Christoph

Servus abeja,

starke Fotos und tolle Funde, Gratulation!

Der kleine schwärzende Saftling - das könnte Hygrocybe riparia sein. Standort passt, Habitus passt. Wie stark hat er denn geschwärzt? H. riparia schwärzt wenig bzw. vor allem an der Stielbasis.

Cuphophyllus ochraceopallidus unterschreibe ich auch sofort, wobei man immer reinmikroskopieren sollte - Cuphophyllus cereopallidus soll auffallend kurze Basidien haben und sich u.a. so unterscheiden (und mehr ins gelbliche gehen). Ich denke aber, dass es bei C. ochraceopallidus bleiben müsste.

LG
Christoph

Servus beinand

Zitat von Wolfgang  P.

gerade die Chlorophyllums sind doch gründlich sequenziert und mikroskopiert, von Vellinga schon vor 15 Jahren. In der Gruppe könnte jetzt Ruhe sein (solange die subrachodes aus Florida nicht über den Teich kommt), auch wenn die Arten in einzelnen Merkmalen auch mal überlappen.

(zuerst als Disclaimer Wolfgang: ich gehe einfach davon aus, dass wir auf fachlicher Ebene diskutieren können - ich finde die ganzen Vereinsstreitereien, die ich erleben musste, nur absolut nervig und bin dessen dermaßen überdrüssig... Ich fände es aber schade, wenn sich das auf rein mykologisch-fachliche Themen ausweiten würde. Ich widerspreche dir gleich (teilweise) nicht, um dich zu ärgern, sondern weil ich mich seit geraumer Zeit mit Chlorophyllum beschäftige)

So klar ist noch nicht alles. Vellinga schreibt selbst, dass sowohl die Farbtafel als auch die Beschreibung von Lepiota brunnea keine (!) gerandete Knolle aufweist. Der Typus der Art hat eine ungerandete Knolle. Das habe erwähne ich gerne immer und immer wieder ;-).

Dann habe ich aus München eine Chlorophyllum-Aufsammlung, die mikroskopisch etwas anderes als "die drei" sind. Die Cheilozystiden entsprechen Chl. subrhachodes, aber nicht der Rest... ich warte auf eine zweite Kollektion und habe vor, das neu zu beschreiben. Ist aber alles ohne Zeitdruck.

Zudem ist Chlorophyllum venenatum auch noch nicht restlos abgeklärt. Die Typusstudien von Vellinga zeigen, dass hier Unterschiede zu Chl. brunneum bestehen.

Ich beziehe mich auf Vellinga (2003) in der Mycotaxon.

Ich finde Chlorophyllum weiterhin sehr spannend. Ich bin aber noch in der Recherchephase, da ich erstmal alle Originalbeschreibungen (weltweit) sichten will. Die Gattung ist zum Glück noch halbwegs überschaubar.

Was ich gerne bestätige sind die Unterschiede bei den Sporen. Ich verlasse mich auf die Kombi Sporen, Cheilozystiden, HDS-Elemente, (wegen Chl. venenatum auch Schnallen), dann bei der Makroskopie auf Sporenpulverfarbe (Chl. molybdites kommt auch in Europa wild vor), Ring (wobei ich hier im Forum da auch ins Schwimmen kam), Hutkontrastierung und erst dann auf dei Stielbasis. Die ist für mich nur ein Hilfsmerkmal, da sehr variabel. Chl. olivieri gibts auch geranetknollig, Chl. brunneum eben auch ungerandet usw.

Wir haben eher fünf (lamellige) als drei:

Chl. olivieri
Chl. rhacodes / rachodes
Chl. brunneum
Chl. molybdites
Chl. venenatum s. str. (siehe Typusstudien von Vellinga)

Und Hand aufs Herz, wer von uns erkennt einen jungen Chl. molybdites von einem jungen Chl. rhacodes weg? Beide haben den komplexen, dicken Ring und die Kontraste. Ich habe Chl. venenatum noch nicht in der Hand gehabt, kenne dessen Verfärbung nicht.
Bei Chl. brunneum kenne ich die Verfärbung aber auch eher schmutzig und weniger freudig.

Schade, dass Else (Vellinga) nicht mehr weitergemacht hat (mit Chlorophyllum).

Zitat

Ich lass die Katze mal aus dem Sack. Leider habe ich gerade die genauen Messwerte der Zystiden nicht zur Hand. Die waren aber recht schmal (so bis 20 µm) und recht kurz (so bis 30 µm).

Servus Stefan,

erstaunlich... ich hätte da noch ein paar mehr Schnitte gemacht und dann auch noch die restlichen Mikromerkmale geprüft - an Chl. rhacodes s.str. mag ich hier nicht recht glauben. Oder die Witterungsbedingungen haben die Huthaut nachdunkeln lassen. Ich würde generell der Mikroskopie mehr als der Makroskopie folgen. 20 µm schmal wäre schon sehr schmal.

Warum trocknest du so interessante Belege den nicht?!

LG
Christoph

Hallo zusammen,

man schickt also die Antworten am Ende gebündelt und nicht jeden Tag einzeln? Und die Auflösung kommt auch erst ganz am Schluss? - Ich habe mir mal eben den 2012er Thread dazu angesehen. Nun, warum nicht? Dann würde ich auch mal mein Glück probieren.

LG
Christoph

Servus beinand,

sieht auch für mich wie Chlorophyllum olivieri aus. Bin schon gespannt, was die Mikromerkmale sagen werden.

LG
Christoph

Servus Trino,

für mich ganz typisch Ceriporia excelsa - makroskopisch ist das ein Bilderbuchexemplar.

LG
Christoph

Servus Beli,

das Leccinum sieht interessant aus. Leccinum schistophilum s.str. wächst auf Schiefer und Haldenböden, trocken, und hat keinen so hellen Hut.
Was den Bakker als Leccinum schistophilum bezeichnet ist Leccinum palustre Korhonen. Leider hat er dann nur noch die Merkmale von Leccinum palustre übernommen und typische Leccinum-schistophilum-Kollektionen wären unbestimmbar.
Nebenbei bemerkt würde ich dein Leccinum nicht ohne Mikroskopie bestimmen können.

Die Laccaria muss auch mikroskopiert werden. In Mooren bei Sphagnum wächst z. B. Laccaria longipes (und weitere Arten). Hast du den Fund mikroskopiert? Die Basidien müssten zweisporig sein, die Sporen kugelrund (usw.).

Die Hebeloma hat auch für mich zu helle Lamellen...

22 sieht nach Russula betularum aus.

24 müsste auffallend riechen. Ich würde mal raten: nach Zitronenmelisse... dann wäre es Cortinarius diasemospermus

LG
Christoph

Servus beinand,

zur Ökologie... Ektomykorrhizen wurden in der Tat in der Gattung Sistotrema nachgewiesen:
NILSSON R. H., LARSSON K. H., LARSSON E. & KÕLJALG U. (2006): Fruiting body-guided molecular identification of root-tip mantle mycelia provides strong indications of ectomycorrhizal associations in two species of Sistotrema (Basidiomycota). –“ Mycol. Res. 110: 1426–“1432.

Es geht hier um S. albolutea und S. muscicola. Dass S. confluens auch Ektomykorrhizen bildet, ist daher sehr wahrscheinlich.

Simmel J. & Gleixner C. (2015): Zur Ökologie von S. confluens gibt es einen recht aktuellen Artikel in der Mycologia Bavarica:
Sistotrema confluens Pers.: Fr., ein humusfliehender Mykorrhizabildner –“ Störung als Pflegemaßnahme für Pilze? Mycologia Bavarica 16: 71-83.

LG
Christoph

Servus Joe,

nur kurz zur letzten Art: das ist eine Tapinellaceae, nämlich Pseudomerulius aureus. Schöner Fund!

LG
Christoph

Servus Nico...

Zitat von Snuggles

Hallole,

mal eine etwas andere Fragestellung:
Ich möchte einen Champignon exakt bestimmt wissen, habe aber kein Mikroskop und vor allem auch nicht das Hintergrundwissen.

Ich habe Ende der 80er Jahre angefangen, mich explizit mit der Gattung Agaricus zu beschäftigen. Damals gab es wenig gute Literatur - deshalb habe ich mit den alten Moeller-Arbeiten und dem Bohus-Schlüssel als Hauptquellen gearbeitet. Schon damals, obwohl man nicht genetischgespalten hat, ist/war es bei vielen kaum möglich, irgendwie belastbar zu bestimmen.

Es hängt aber natürlich von der Art / Artengruppe ab. Wiesenchampignons kann man leicht makroskopisch als Gruppe erkennen, dei Artbestimmung hingegen ist kaum machbar. Ich habe keine einzige meiner Aufsammlungen "sauber" bestimmt. Nur bei Agaricus aristocratus (aus dem Hochgebirge, Glocknergebiet) bin ich mir ziemlich sicher.
Ich habe "Wiesenchampignons" vor meiner Haustüre. die ich seit Jahren beobachte. Ich kann nur sagen, dass sie nicht Agaricus campestris s.str. sind. Das nur als Beispiele...

Zitat

Hatte den hier auch schon angefragt, aber ob es nun ein "Anis-" oder "Dünnfleischiger-" etc. ist, das bekommt man nicht endgültig per Bild raus. Der PSV konnte es auch nur "eingrenzen". Es geht letztendlich nur darum, dass die auf unserem Gelände wachsen und ich es deshalb präziser wissen möchte...

Nur nac Bild ist es immer schwierig - und wie gesagt, viele Egerlinge sind auch per Mikroskop nicht sicher bestimmbar. In der neuesten Monographie sind im Schlüssel stellenweise die DNA-Sequenzen der ITS eingebaut (als Schlüsselmerkmal!).

Kurz gesagt: Agaricus - Artbestimmung können nur sehr wenige in Europa und das auch nicht immer ohne Sequenzdaten.
Agaricus - grobe Bestimmung können (vermeintlich) sehr viele. Das ist dann aber meist eine Bestimmung der Sektion / Subsektion.

Anisegerling - du meinst den Schiefknolligen? Es gibt einige "Anisegerlinge" und es gibt auch Egerlinge, die nach Anis riechen und keine Anisergerlinge sind (es gibt sogar einen Wiesenegerling, der nach Anis riecht und gilbt! - Agaricus moellerianus).

Ich finde auch die Bestimmung von Agaricus silvicola und dessen Abtrennung von Agaricus essettei nicht trivial. Zudem stellen sich dann immer wieder mal Aufsammlungen von "A. silvicola" als was anderes heraus, weil dann z.B. die Sporenmaße nicht passen...

Zitat

=> Welche Möglichkeiten gibt es da? Gibt es hier Leute, die so eine Analyse sowas machen könnten (auch nicht umsonst)? Oder wer kann das?

Wie gesagt hängt das von der Artengruppe ab. Ich würde sehr wenigen zutrauen, Egerlinge sicher zu bestimmen - mich ganz explizit eingeschlossen.

Zitat

Mal ausnahmsweise keine riesen Collage - um den hier geht es

Ich wäre mir nichtmal sicher, ob es überhaupt ein Anisegerling ist. Das Velum universale ist hier so krümelig, bildet keinen richtigen Zahnradkranz am Velum partiale (Egerlinge haben einen potentiell doppelten Ring, der obere Part isz Teilvelum, der untere Part ein reduziertes Gesamtvelum).

Gilben und Anisgeruch allein reichen nicht aus, um die Sektion sicher zu haben.

Hier siehst du den doppelten Ring der Anisegerlinge recht gut (egal, ob es jetzt A. silvicola oder A. essettei ist): http://guiahongosnavarra1garci…-varsilvicola-vittad.html

LG
Christoph

Servus Gunnar,

vielen Dank für die detaillierten Infos! Schön, dass du dich als Spezialist zu Wort meldest! Dann muss ich mal meine alten Belege von Rhizopogon luteolus nachmikroskopieren, denn ich hatte mich (logischerweise) auch oder insbesondere auf die abgestutzten Sporen als Trennmerkmal gestützt. Ob ich den Sporenquotienten groß beachtet hatte, weiß ich nicht mehr.
Da meine Funde ziemliche Brummer waren und klar kartoffelförmig langgezogen, wird das vermutlich wirklich alles Rh. luteolus gewesen sein. Aber ich werde dann zukünftig explizit auf die Rhizomorphenfarbe auf der Peridie achten (und Form unf Größe) - ich würde gerne mal was anderes bei uns finden als die häufigen beiden ;-).

LG
Christoph

Servus Tanja,

Rhizopogon verii kenne ich nicht aus eigener Anschauung, sondern nur virtuell aus der Monographie von Paz Martin. Beide haben anatomisch den gleichen Peridientyp, also mit diesen Hyphenbündeln. Rh. verii hätte aber u.a. deutlich abgestutzte Sporen. Makroskopisch müsste Rh. verii durch eine "Scheinduplexperidie" auffallen (laut Monographie). Es müsste also so aussehen, als hätte er eine doppelte Peridie, was Paz Martin durch die Pigmentverteilung erklärt (d.h. die Peridie müsste außen klar gefärbt sein, innen dann abgesetzt blasser sein).
Was die Rhizomorphen angeht, sieht dann Rh. luteolus zumindest von außen nicht anders aus. Ich kenne genau so auch Rh. luteolus (mikroskopierterweise). Das zeigt aber, dass man wirklich alle vermeintlichen Rh. luteolus mikroskopieren muss (wie gesagt: die Gattung hat mindestens 20 Arten in Europa!). Danke für die Infos, Tanja. Spannend - ich würde gerne mal Rh. verii real in Händen haben

LG
Christoph

Servus Bernd,

Meine Assoziation zum Foto ist:
Gattung: Ritterlinge
Sektion: Erdritterlinge

Geruch chemisch passt da aber gar nicht. Und was ist "chemisch"?

LG
Christoph

Zitat von :)seph*

poh, da schüttelt ´s mich. Wie hat sich das ausgewirkt? Kann man das von einer Einbildung unterscheiden?

Servus Josef,

es waren leichte Symptome einer Muskarinvergiftung - die waren: leichte Übelkeit, Neigung zum Schwitzen erhöht, Puls ruhig dafür, dass man sich nicht wohl fühlt, aber alles ohne Erbrechen, ohne offenischtliche Pupillenverengung und ohne gefährliche Symptome, eben nur schwache Ausprägung.

Einbildung glaube ich nicht, denn derjenige welche war sich ja sicher, dass man sich bei einer reinen Geschmacksprobe, die man ausspuckt, nicht vergiften könne. Die Person war überrascht, dass es eine Wirkung gab.

Die Art war übrigens Inocybe geophylla - und der scheint sehr hohe Muskarinmengen zu enthalten. Das Gift wird über die Mundschleinhaut aufgenommen und wirkt dann sehr schnell.

Zitat

Deine Ausführungen zu den Bruchkanten vom Mehlräsling finde ich interessant. Erinnert an Täublinge.

Wie Calabza schon schrieb, sind Mehlräslinge viel fragiler, aber se brechen auch gerade an, das ja. Täublinge sind aber festfleischiger.

LG
Christoph

Servus Peter,

jetzt sieht es sehr nach Rhizopogon luteolus aus. Auch die Fruchtkörpergröße passt gut.

LG
Christoph

Servus Mario,

ich finde, Atheila nivea passt doch gut. Ich würde einfach mal mehr Sporen suchen und anschauen. Dann müsstest du auch noch ein paar längere Sporen finden, die sich dann zylindrisch strecken - das ist das einzige, was noch fehlt (die Sporenbreite deutet auch klar auf Athelia nivea). Es würde mich wundern, wenn alle Sporen so klar ellipsoid wären. Mach mal an unterschiedlichen Stellen ein Präparat. Manche Bereiche sporulieren vielleicht schon länger, dann hast du eher ausgewachsene Sporen, die die typische Form bilden.
Athelia nivea hat an den basalen Hyphen viele Schnallen, nicht nur wenige - das passt auch sehr gut. Und die schmalen subbasidialen Hyphen passen auch gut.

LG
Christoph

(P.S.: ich mag Athelien... und den Jülich kann auch ichg wärmstens empfehlen)

Athelia alnicola und A. salicum haben deutlich breitere subbasidiale Hyphen.

Athelia epiphylla hat ganz andere Sporen - viel schmaler und klar zylindrisch.

Servus Mario,

es gibt auch Trichterlinge i.w.S. mit rosa Sporenpulver. Es wird nur immer wieder behauptet, Trichterlinge seien "Weißsporer". Es gibtz da zwar Weißsporer, aber es gibt von zart creme, cremerosa, rosa bis hin zu tief gelb alles Mögliche. Seiten wie 123Pilze versuchen alle(?) Pilze abzubilden und zu beschreiben. Nur hat das niemand im Kreuz. Daher ist die Qualität der Beschreibungen bei solchen Seiten immer Glückssache.

Der Mehlräsling hat wiederum "mykologenrosa" Sporenpulve,r also Rosabraun, was es bei Trichterlingen allerdinsg wirklich nicht gibt (nimmt man manche wenige Ausnahmen raus, die eh keine Trichterlinge im engen Sinn mehr sind - und da ist es dann eher Rötelhellbraun als das Rosarostbraun des Mehlräslings).

Mehlräslinge haben aber eine völlig andere Fleischkonsistenz - sie brechen wie ein Apfel mit glatten Bruchkanten am Hutrand und sind da sowieso brüchig. Trichterlinge haben Gummikonsistenz bzw. sind halt normal zähfleischig, nicht brüchig. Und die Lamellenkonsistenz ist ganz anders beim Mehlräsling.

Geschmacksproben bei stark muskarinhltigen Pilzen sollte man bleiben lassen. Ein Kursteilnehmer (damals noch PSV-Kurs für die DGfM) hat das mal gemacht und nur gekaut/probiert/ausgespuckt. Es hat für eine leichte Muskarinvergiftung gereicht. Das war aber einer der extrem hochpotenten Risspilze.

LG
Christoph