Hallo Jan-Arne!
Zitat
Sporengröße (10 gemessen): 9-13 x 2,5-3 µm
Die Sporenmaße ...... passen zumindest zu M. cinerea.
Sagt wer?
Ich habe da schon einen Favoriten, weil die Sporengröße, Sporeninhalt und kugelige Excipulumzellen plus Erscheinungszeit im Zusammenhang mit dem Makrobild (feucht graue Scheibe, abgetrocknet fast weiß, Form älter wellig, gedrängt wachsend, Außenseite bei älteren Apos braun und Farbe bis zum Rand hoch reichend) schon kräftig zeigen, in welche Richtung das geht.
Paar Gedanken noch dazu:
Zum Makrodokumentieren am besten alle vorhandenen Stadien fotografieren, also durchfeuchtet, abgetrocknet, jung und alt, wenn relevant, dann auch verletzt.
Mollisia cinerea hat kürzere Sporen (7-11 oder 6-10), im Mittel theoretisch nicht über10.
Möglicherweise muss diese Auffassung aber umgedacht werden. Dazu kann ich vielleicht später im Jahr mal was beitragen, die Eier werden erst noch gelegt und müssen dann auch noch bemalt werden.
Beim Sporenbild ist es ratsam, sicherheitshalber den Reifegrad mitzuerwähnen. Ich denke, hier hast du die Asci auch kräftig spucken sehen, das ist der Idealzustand und wir würden uns bei den Möglichkeiten "unreif", "anfangsreif", "vollreif", "altreif" und "überreif" also für die Option "vollreif" entscheiden.
Diese Einschätzung ist wichtig, damit man den Fund versteht und richtig einordnen kann. Im Extremfall gibt es nämlich Becherchen, deren vollreife Sporen Maße von 7-11 haben, überreife aber von 7-15 gemessen werden können (im Vorkeimstadium entwickeln die sich noch mal etwas anders). Und bei anfangssreifen Apos darf man natürlich größenmäßig nicht gleich viele Sporen vom oberen Ende (Maximum) erwarten, da kämen wir dann eher auf 6-10(11).
Das meiste hat Pablo schon gut erklärt.
Die warzigen Fremdsporen werden zum Moos gehören, denke ich.
Zitat
8)
Zellen im Zentrum der Fruchtkörper? Evtl. dasselbe wie 7?
Zeigt die braunen kugeligen Zellen der Außenseite = Ectal-Excipulum = "äußerer Käfig/Korb".
Zwischendrin sind auch wenige gerade ausgerichtete dickwandige Zellen zu sehen, hier spricht man von den Subikulum- oder Ankerhyphen. Das ist eine je nach Becherrt verschieden stark ausgeprägte Art und Weise, sich am Substrat festzuhalten, manchmal als flächiger Teppich ausgeprägt.
Bevor ich aber hier wieder ellenlange Geschichten ausbreite, für die sich nur die wenigsten interessieren, verlinke ich einfach mal zu der von mir anvisierten Art, da siehst du was wichtig ist, also was du noch rausarbeiten musst.
http://asco-sonneberg.de/pages…roup_id=26901&position=80
http://asco-sonneberg.de/pages…roup_id=39048&position=86
Für die KOH-Reaktion nimmst du ein Wasserpräparat eines Stückchens von Mollisia und schaust dir das Einwirken des nur an der einen Seite des Deckglases hingestrichenen KOH-Tropfens bei geringer Vergrößerung an (100-fach ist gut). Die geglückte Einwirkung lässt sich zunächst am schnellen Vorbeirauschen allerhand Kleinkrams beobachten und dann anhand der Farbänderung der braunen Excipulumzellen zu Olivgrün nachweisen.
Dann hast du entweder nur die Olivgrünfärbung der Excipulumzellen und die platzenden Inhalte der Parahysen bewirken nichts.......
http://asco-sonneberg.de/pages…roup_id=28541&position=22
....... oder du hast beim Platzen der Paraphysen-Vakuolen auch eine sehr schöne Gelbfärbung:
http://asco-sonneberg.de/pages/gallery/mollisia-koh28541.php
VG Ingo W
Hallo Pablo!
ZitatZumindest nimmt Ingo wohl immer Lugol, bei Baral oder Melzer kann das Ergebnis eventuell geringfügig abweichen.
Bei Becherchen ist für die Klärung der Porusreaktion Lugol gut oder die etwas höherkonzentrierte Jod-Reagenz "Baral`sche Lösung".
MELZER ist nicht gut wegen des enthaltenen Chloralhydrats. Wirkt erstens tödlich und zerstört Strukturen und Inhalt und dann hätten wir wieder das Thema, der hemiamyloiden Reaktion, die mit MELZER nicht nachweisbar ist.
http://www.gbif-mycology.de/Ho…action.htm#Hemiamyloidity
