Hallo Thorben,
ich könnte mir vorstellen, dass das schon beides auf obovatum passt. Die Maße vom ersten passen ja auch gut zu dem im verlinkten Artikel genannten, da sind dann die vom zweiten eher etwas zu groß.
So oft hab ich den noch nicht gehabt, hier noch eine Kollektion, die passt von den Sporenmaßen her geradezu ideal zu denen im Schlüssel und liegt damit in der Konidienlänge zwischen deinen beiden:
Viele Grüße
Matthias
Hi zusammen,
davon hab ich auch eine Probe erhalten, sieht so aus:
Becherrand und Unterseite:
Stiel:
Asci:
Sporen:
Maße der reifen Sporen (deutlich ornamentiert, letztes Bild rechte Seite):
(7.5) 8.1 - 10.2 (11.5) × (4.7) 5.1 - 6.2 (6.6) µm
Q = (1.3) 1.5 - 1.8 (1.9) ; N = 27
Me = 9.2 × 5.6 µm ; Qe = 1.6
Maße der unreifen Sporen (nicht oder kaum ornamentiert, letztes Bild linke Seite):
(5.3) 6.0 - 7.4 (8.6) × (2.6) 3.1 - 4.0 (4.3) µm
Q = (1.6) 1.7 - 2.2 (2.9) ; N = 30
Me = 6.8 × 3.5 µm ; Qe = 2.0
Ist laut Wirth die häufigste Calcium-Art in Deutschland. Wobei ich die auch noch nie gefunden hab, aber sie könnte zu finden sein, so weit sind die Fundpunkte nicht weg.
https://www.flechten-deutschla…n/calicium-glaucellum-ach
Viele Grüße
Matthias
Hi zusammen,
Bernd hat mir einige seiner Funde zur Nachuntersuchung geschickt, die Ergebnisse stelle ich dann nach und nach hier mit ein.
Hier nun Chaenotheca chlorella, die Kollektion ist eine andere als die oben gezeigte, aber es ist die selbe Art.
Stieloberfläche:
Asci:
Sporen:
(2.6) 2.9 - 5.5 (8.1) × (2.4) 2.6 - 3.5 (3.9) µm
Q = (1.0) 1.1 - 1.7 (2.9) ; N = 39
Me = 4.1 × 3.0 µm ; Qe = 1.4
Algenzellen:
Viele Grüße
Matthias
Hallo zusammen,
auch diese Art hab ich mikroskopiert. Die Sporen sehen merkwürdig aus für Tubaria, ebenso die HDS, aber was Besseres fällt mir auch nicht ein. Wer weiß, was es da weltweit gibt, ich hoffe auf einen Wiederfund, der vielleicht mehr Material auch für die Genanalyse hat, ich hab hiervon nur zwei Exemplare, die für eine Sequenzierung reichen, nur dann ist nicht mehr viel übrig. Aber bei sowas hätt ich jetzt auch bei flüchtiger Betrachtung recht sorglos Tubaria conspersa o.Ä. gesagt, aber haut mikroskopisch nicht hin.
HDS:
Cheilozystiden (N=10) (17.3) 18.3 - 26.8 (27.7) × (6.1) 7.7 - 10.4 (10.8) µm:
Sporen:
(6.3) 6.5 - 7.1 (7.4) × (3.6) 3.7 - 4.2 (4.5) µm
Q = (1.5) 1.6 - 1.8 (1.9) ; N = 27
Me = 6.8 × 3.9 µm ; Qe = 1.7
Mir fällt da aktuell nix Brauchbares dazu ein.
Viele Grüße
Matthias
Hi Thorben,
danke, ja das reicht mir zum Nachmessen.
Ich werd auf jeden Fall berichten, wenn es neue Erkenntnisse dazu geben sollte.
Viele Grüße
Matthias
Habe jetzt mal noch die Sporen des Kölner Funds nachuntersucht, die sind schon amyloid, siehe hier, unter den Kaulozystiden:
RE: Tropenhausfund: Leucocoprinus heinemannii, Phaeoclavulina curta, Hydropus sp, Xylaria arbusculam, Pterula sp,
D.h. jetzt bin ich absolut sicher, dass das die selbe Art ist.
Thorben, kannst Du mir die Maße der Zystide auf Bild 7 und die Breite der liegenden HDS-Hyphen auf 8-10 nennen? Da würd ich gerne vergleichen, ob hier meine notierte Variabilität etwas erweitert werden müsste.
Und war das ein tropisch temperiertes Warmhaus oder herrscht da ein kühleres Klima? Die Art kam bei den zwei bisher bekannten Funden jeweils in tropischen Häusern.
Viele Grüße
Matthias
Hi Thorben,
da wäre ich mehr sehr sicher, dass es die gleiche Art ist wie diese beiden Funde:
Neue Entdeckung im Tropenwaldhaus in Bayreuth
Ich hielt die Sporen allerdings für inamyloid. Aber ich hab nie Sporenpulver zum Untersuchen gehabt, vielleicht wären meine in Massen auch erkennbar amyloid gewesen, das sieht man bei manchen Mycenas ja auch schlecht an einzelnen Sporen. Das versuch ich am Exsikkat nochmal nachzuvollziehen. So deutlich blau wie Deine wurden sie bei keinem der beiden Funde. Im ersten Thema ist ein Foto der Sporen in Meltzer zu sehen, da ist zumindest keine klare Amyloidität zu sehen und der Fund aus Köln hatte da in meiner Erinnerung genauso wenig reagiert. Aber das prüf ich nochmal, da ich davon kein Foto hab.
Die Art scheint recht charakteristisch zu sein:
Hut flach, oft etwas körnig durch breite Elemente auf der HDS, Lamellen mit deutlichen Anastomosen, Stiel im Alter gelblich, Sporen unter 9 µm, recht variable, blasig-keulige bis lang flaschenförmige Cheilos, typisch braunes intrazellulsäres Pigment in den HDS-Zellen und den Kaulos, die in der Form den Cheilos oder auch den HDS-Elementen etwas ähneln.
Namen hab ich dafür keinen. Derzeit ist eine Probe in Bayreuth zum Sequenzieren, ich weiß nicht, wann die dort dazu kommen, das zu untersuchen. Eine frühere Sequenzierung des Bayreuther Materials bei Alvalab schlug leider fehl. Sollte die Sequenzierung diesmal Erfolg haben und es keine Treffer gibt, überlege ich die Art neu zu beschreiben. Dazu muss ich mal Klarheit in die Sporen-Amyloidität bringen, aber vielleicht variiert das auch in der Intesität.
Viele Grüße
Matthias
Hi zusammen,
der Vollständigkeit halber hier noch die Kaulozystiden, die ich nachuntersucht habe. IM Gegensatz zum Bayreuther Fund hier etwas näher an den HDS-Zellen als an den Cheilos. Aber es gibt alle Übergänge.
Maße:
(12.0) 16.6 - 47.5 (61.4) × (5.9) 8.1 - 13.8 (19.9) µm
Q = (1.1) 1.6 - 5.3 (6.6) ; N = 33
Me = 29.9 × 10.9 µm ; Qe = 2.9
Edit: Nachuntersuchung der Sporenamyloidität nach Thorbens Fund dieser Art: Die sind hier eindeutig amyloid. Vermutlich beim Bayreuther Fund dann auch.
Am besten sieht man es bei toten Sporenhüllen. Durch die Nachbearbeitung sieht man es hier auf dem Foto farbstichbereinigt besser als direkt am Mikroskop:
Viele Grüße
Matthias
Hallo Rainer,
man kanns natürlich mit einer neuen Probe versuchen, wegen mir brauchst Du den aber nicht unbedingt erneut sammeln. Da wäre die komische Tubaria interessanter, die wir per PN diskutieren.
Von tropischen Hölzern hab ich keine Ahnung und ich wüsste nur Bestimmungsanleitungen zu heimischen Gehölzen. Hier bräuchte man ja fast was weltweites, da sähe ich zwei andere Möglichkeiten als realistischer, entweder weiß jemand bei der Zooverwaltung, was da hingelegt wurde oder man lässt die (wo auch immer) genetisch untersuchen. In Bayreuth wurden im Tropenhaus Robinenstämme reingelegt, es muss also auch nicht unbedingt ein Tropenholz sein.
Viele Grüße
Matthias
Hi zusammen,
den Porling hab ich noch versucht zu bearbeiten. Problem, entweder ist der nicht richtig reif, oder er hat vor der Trocknung noch alle Sporen abgeworfen, ich finde leider praktisch nichts, was an Sporen erinnert. Zwei rundliche Elemente waren noch das Äußerste.
Naja, sieht so aus:
Dickwandige Skeletthyphen mit zahlreichen Schnallen:
Kristalline Anlagerungen im Bereich des Hymeniums:
Hieraus könnten mal Basidien werden wollen. Das spitze Ding unten könne auch ne Zystide sein, ich fand aber keine weiteren davon.
Und das sind die vermeintlichen Sporen. Ich fand mehr offensichtliche Fremdsporen als diese, also dass das die Sporen sind, ist alles andere als sicher, was anderes gab es nicht.
Durchmesser 2,2-2,4 µm
Gerne hätte ich was Eindeutigeres präsentiert, aber gerade bei Porlingen und Rindenpilzen kommt sowas leider öfters vor. Kürzlich bekam ich eine Hymenochaete zugeschickt. Ebenfalls völlig sporenfrei. In den nächsten Tagen mach ich nochmal ne Nachuntersuchung, viel Hoffnung auf einen Durchbruch hab ich aber leider nicht.
Viele Grüße
Matthias
Hallo Bernd,
danke für den Hinweis, damit solltest Du Recht haben. Wenn ich das abkratze wird es darunter ockerlich und das dann etwas befeuchtet wird klebrig, das passt alles auf Harz. Interessant, dass es da Nadelholz gibt im Tropenhaus.
Viele Grüße
Matthias
Hi zusammen,
dann mal zu den Funden hier.
Nr. 1 ist identisch mit der Art Nr. 1 in diesem Thread: Tropenhaus: unbekannte Tubaria
Nr. 2: Hier fand ich nichts außer kristalline Strukturen:
Nr. 3 ist noch in Bearbeitung, da komme ich später dazu
Nr. 4 ist keine Coprinopsis. Die weißen Flecken sind Risse/Löcher in der HDS, die die Trama freilegen. Ich kann nicht genau sagen, wie die zustande kamen, aber mikroskopisch ist das hier klar Psathyrella candolleana. Hab davon nur schnell die Sporen fotografiert (in KOH 3%):
Viele Grüße
Matthias
Und jetzt noch zur zweiten Art, die ich vorher als wahrscheinlich Limacella glioderma bestimmt habe.
Das scheint zu passen, die Sporen sind zwar nur sehr spärlich vorhanden, das Exemplar ist ja auch kaum reif, aber da passt alles:
HDS:
Hymenium:
Ein paar wenige Sporen, ca. 4.6 - 5.7 × 4.2 - 5.1 µm groß:
Viele Grüße
Matthias
Hallo an alle Interessierten,
die Proben hab ich erhalten und zunächst mal zur Nr. 1 der vermeintlichen Tubaria.
Es ist keine Tubaria, nach mitteleuropäischem Maßstab wäre sowas als Galerina zu bestimmen, aber ich halte eine andere, nicht heimische Gattung für wahrscheinlicher. Ob die beschrieben ist oder nicht, keine Ahnung. Die Art wird bei Zeiten zur Sequenzierung versendet, dann wissen wir mehr.
Die Art ist sicherlich verwandt mit dieser, ebenfalls noch unbekannten Art, die derzeit schon nach Bayreuth zur Sequenzierung gegeben wurde:
Tropenhausfund: Galerina sp
Mit dieser Art stimmen die herablaufenden Lamellen überein, der Tubaria-ähnliche Habitus, die Zystiden, auch die Kaulos passen exakt, sogar die Sporengröße ist ähnlich, aber nicht ihre Beschaffenheit.
So, aber jetzt zu den Merkmalen:
Die HDS hat Schnallen und inkrustiertes Pigment, Hyphen (3,5) 4,5 - 8,2 (12,2) µm breit.
Die Basidien sind 4-sporig, mit Schnallen, (15.8) 18.5 - 22.7 (25.6) × (6.6) 6.7 - 7.4 (8.3) µm groß.
Die Lamellentrama ist z.T. auch aus inkrustierten Hyphen bestehend, ähnlich der HDS:
Die Cheilozystiden sind verstreut oder in kleineren Gruppen wachsend, oft untermischt mit kleineren, keuligen Elementen, (41.9) 46.7 - 65.3 (80.3) × (8.8) 9.9 - 16.2 (17.6) µm:
Die Pleurozystiden sind zahlreich vorhanden und wirklich 1:1 identisch mit den Cheilos, es fehlen nur die kleinen keuligen Elemente der Schneide dazwischen (die Gruppe links sind noch Cheilos, der Rest Pleuros):
Die Kaulozystiden kommen von oben bis zur Ringzone vor, sind keulig, (22.7) 27.9 - 33.2 (42.3) × (4.5) 5.7 - 8.6 (9.6) µm groß und gehen nach unten in längere, dickwandige Hyphen über:
Die Sporen sind spannend, (N=45) (5.6) 6.0 - 7.6 (8.0) × (4.0) 4.1 - 4.5 (4.6) µm groß, braun und haben einen Farbübergang, oben heller als unten.
Hier in Wasser:
Und in KOH 3% (die Farbunterschiede in Wasser vs KOH sind bei allen Arten von Galerina, aber auch Conocybe, etc. vorhanden, aber je nach Art mal heller, mal dunkler in KOH)
Die Oberfläche erscheint meist glatt, aber sie haben eine Hülle herum, die vermutlich im REM nicht glatt erscheinen würde, hier hab ich die Region um die Hilardepression bei minimalem Kondensorabstand (= größtmögliche Schärfe bei geringster Tiefenschärfe, das Foto ist ein Stack aus 3 Bildern) dargestellt, da wird es am deutlichsten, dass die nicht einheitlich glatt sind.
Viele Grüße
Matthias
Hallo Brummel,
das sieht makroskopisch sehr gut aus für Nemania serpens.
Ähnlich ist noch Nemania aenea, die üblicherweise in sehr feuchtem Umfeld vorkommt, also z.B. Uferbereich eines Bachs oder dauerfeuchte Plätze. N. serpens ist bei mir zigfach häufiger.
Von serpens gibt es noch zwei Varianten, aktuell als Varietäten aufgefasst, var colliculosa mit euamyloidem Apikalapparat und var serpens mit hemiamyloidem Apikalapparat. Die wären natürlich optisch wie ökologisch nicht trennbar, aber ohne die genaue Varietät zu bestimmen wäre ich mir makroskopisch ziemlich sicher, dass es N. serpens ist, besonders wenn es kein dauerfeuchter Standort war.
Viele Grüße
Matthias
Hallo Bohan,
man erkennt eindeutig die Poren, also ich sehe hier Laubholz. Die Struktur von Nadelholz wäre gleichmäßig, ohne die unregelmäßig verteilten Löcher.
Für den Querschnitt kann man auch ein Stück durchschneiden und die Schnittfläche im Auflicht am Mikro anschauen. Funktioniert aber nur beim Querschnitt, bei den anderen Schnittrichtungen bräuchte man dann dünne Schnitte.
Viele Grüße
Matthias
Hallo Bohan,
sehr schöner Fund!
Das Substrat kannst Du mikroskopisch klären, Laubholz hat Poren, während Nadelholz eine gleichmäßige Struktur hat. Am besten zu sehen im Querschnitt, also im 90-Grad-Winkel zur Wuchsrichtung. Sieht z.B. so aus:
Fichte: https://www.wsl.ch/land/produc…itt.php?code=PCAB&image=2
Buche: https://www.wsl.ch/land/produc…itt.php?code=FASY&image=2
Allgemein bringt die Mikroskopie des Substrats im Zweifelsfall viel für die richtige Zuordnung, aber es braucht natürlich wieder etwas Einarbeitungszeit wegen der verschiedenen Merkmale, Schnittrichtungen, etc. Ist oft auch nicht so leicht, wenn das Holz schon sehr stark zersetzt ist. Trockenes Holz ist mit Rasierklinge deutlich einfacher zu schneiden als feuchtes.
Hier gibt's einen mikroskopischen Gattungsschlüssel für die gängigen Gehölze bei uns:
Viele Grüße
Matthias
Hi Markus,
da fehlt mir jetzt die Erfahrung, um dazu wirklich was sagen zu können, Anthracobia hab ich hier noch nie gefunden. Die wenigen Brandstellen hier hatten entweder keine davon oder ich hab sie ohnehin zu spät entdeckt.
AlexanderK, Du hast doch mal einige Anthracobias auf der Boletus-Tagung vorgestellt, kannst Du zu Markus' Fund etwas sagen?
Viele Grüße
Matthias
Servus Markus,
danke, also mein erster Versuch war weit nicht so gut wie Deiner.
Aber so hast Du sehr schnell Klarheit, dass hier große, sackförmige Pleuros vorhanden sind, was viele Arten haben, aber eben auch zu jonesii passt.
Übrigens, wenn die Strukturen mal zu klein für eine Beurteilung im Auflicht bei 100-fach sein sollten, dann leg ich einfach ohne jeglichen Druck und ohne Wasser ein Deckglas auf eine einzelne, abgeschnittene Lamelle und beleuchte von unten mit dem Mikro, dann bei 400-fach, da lassen sich kleine, herausstehende Cheilos schnell finden und man erkennt wie viele Sporen an den Basidien dran sind.
Viele Grüße
Matthias
Hi zusammen,
das ist mit Sicherheit eine Pholiotina, wegen der Jahreszeit ist aporos natürlich die wahrscheinlichste Option. Allerdings kann man 100% Sicherheit nur mikroskopisch anhand der Sporen oder der Cehilozystiden bekommen, ich hatte zu dieser Jahreszeit auch schon Funde von Ph. rugosa und Ph. vexans, die optisch kaum unterscheidbar sind.
Viele Grüße
Matthias
Servus Markus,
die Sporen passen gut zu Coprinopsis jonesii, vergleiche z.B. hier:
https://www.researchgate.net/p…enus_Coprinus_Pers_s_lato
Was anderes mit so kleinen gedrungenen Sporen und der Hasenpfoten-artigen Makroskopie kenne ich nicht.
Nebenbei: Zystiden seh ich auf den Fotos keine, als allgemeiner Hinweis, wenn Du die Lamellen unterm Mikro im Auflicht anschaust, idealerweise bei 100-facher Vergrößerung, werden die Zystidenverhältnisse und auch wie viele Sporen an den Basidien sitzen sehr schnell klar, ohne aufwändige Präparation, bei der man die oft sehr großen Zystiden auch schnell zerquetschen kann. Damit kannst Du dann mit geringstmöglichem Aufwand schnell schlüsseln, nach Pleuros vorhanden ja/nein, Form, etc. Das sieht dann etwa so aus:
Cheilozystiden, Coprinellus bisporus
Cheilozystiden, Coprinellus hiascens
Pleurozystiden, Coprinellus domesticus
Viele Grüße
Matthias
Hi Markus,
auch wenn ich die genannten Anthracobia-Arten noch nicht selbst hatte, dürfte die Reaktion leider nicht artspezifisch sein. Die kommt daher, dass in den Paraphysen Karotiniode enthalten sind und die reagieren mit Lugol, etc. so dunkelgrün. Solche Pigmente mit entsprechender Reaktion finden sich in nahezu allen orangen bis rötlichen Arten der Pyronemataceae, außerdem auch bei den Orbiliomyceten (z.B. O. xanthoguttulata), den Dothideomycetes (z.B. Pleospora) und auch bei Rostpilzen (Puccinia, Coleosporium, etc.). Eine unterschiedliche Reaktion bei verschiedenen Arten wäre mir noch nirgends aufgefallen.
Viele Grüße
Matthias
Servus Markus,
wenn der jüngere Fruchtkörper noch intakt ist und der ältere zu Brei zerlaufen ist, wären eigentlich alle Infos da, die man braucht: Die reifen Sporen sind in den Überresten des alten Tintlings zu finden und der junge, unreife liefert Velum, Basidien und Zystiden. Letztere sind an jungen Exemplaren besser zu beobachten als an älteren. Weil die Zystiden, v.a Cheilos und Pleuros (inkl. Basidien), zersetzen sich gerne bei älteren Exemplaren und sind dann kaum noch auffindbar, wenn überhaupt.
Daher nehm ich immer, wenn möglich, einen mittelalten und einen jungen unreifen Fruchtkörper mit. Der mittelalte wird bis ich daheim bin reif sein und beim jungen bleiben normalerweise die Zystiden am besten erhalten. Vor Ort vollreife Exemplare sind oft, selbst wenn ich noch am selben Tag mikroskopiere, schon in wenigen Stunden Matsch bis ich daheim bin. Die Sporen sieht man da auch noch, aber den muss ich dann in einem separaten Fach transportieren, dass die Soße nicht zwischen die anderen Exemplare läuft. Daher nehm ich die nur mit, wenns keine etwas jüngeren Exemplare gibt.
Viele Grüße
Matthias
Hi Björn und Stefan,
danke euch. Das mit den Braunalgen, keine echten Pilze, etc. ist mir bekannt. Eine meiner Vermutungen war auch, dass das zusammengehört, aber da ich sowas noch nie bei anderen Arten gesehen hab, war ich etwas überrascht. Erklärt sich durch Stefans Ausführungen. Bin eben nur Gelegenheits-Phyto-Dokumentierer, da steck ich in den Details nicht so drin. Aber ab und an müssen die auch sein. 
Viele Grüße
Matthias
