Beiträge von Schwammer-Dieter

    16.07.2016: Pilz-Mix im Nadelwald - Teil 1

    Liebe Pilz-Freunde,
    an diesem Tag gab machten ich und Matthias eine schöne Mehrzweck-Tour... kleine Pilze, große Pilze, Speisepilze, kleiner Sumpf, Täublinge, usw. usw...
    Wegen der Menge müssen wir diesen Bericht diesmal auf 3 Teile aufteilen.

    Teil 2 findet Ihr hier
    Teil 3 findet Ihr hier


    Wir schreiben den Bericht wieder zusammen.
    Wie immer: Meine Texte sind schwarz, Matthias' Texte sind grün. ;)
    Meine Bilder sind mit einem schwarzen ☻, Matthias' Bilder sind mit einem grünengekennzeichnet.
    Und los geht's...

    Doch bevor wir in den Wald fuhren schaute ich noch schnell auf einen nahe gelegenen Magerrasen vorbei.

    Fundnummer: 2016-07-16-0828

    Ein Scheibchentinti...

    Mikroskopische Daten:

    Sporen:

    "abgerundet fünfeckig", "Herzförmig", breit mitriform, aber manchmal auch amygdaloid mit stark schrägem Keimporus, mit ablösender Hülle, Keimporus deutlich sichtbar, manchmal prolongiert, rotbraun bis schwarzbraun, mit oliv-grünen Öltröpfchen.
    Präparat: Sporenabwurf; Untersuchungsmedium: GSM; Messwertanzahl: n = 58
    Test auf Normalverteilung nach Anderson Darling: Länge: nicht normalverteilt; Breite: nicht normalverteilt; Q: nicht normalverteilt
    Standardabweichung S. D.: von L × B: 0,8 × 0,87 µm; von Q: 0,13
    Median: von L × B: 10,72 × 8,93 µm; von Q: 1,2
    Arithmetischer Mittelwert Me: von L × B: 10,54 × 8,72 µm; von Q: 1,22
    Abmessungen nach Quantil-Verfahren mit 80%-Konfidenzintervall: für L × B: (8,67) 9,38 - 11,45 (11,79) × (5,91) 7,59 - 9,45 (9,85) µm; für Q: (1,02) 1,11 - 1,36 (1,63)
    Abmessungen nach Quantil-Verfahren mit 90%-Konfidenzintervall: für L × B: (8,67) 9,04 - 11,56 (11,79) × (5,91) 6,42 - 9,57 (9,85) µm; für Q: (1,02) 1,07 - 1,52 (1,63)
    Abmessungen nach t-Verteilungsverfahren: nicht anwendbar, da nicht normalverteilt

    Keimporus-Durchmesser:
    Test auf Normalverteilung nach Anderson Darling: normalverteilt
    Arithmetischer Mittelwert Me: 1,34 µm; Standardabweichung S. D.: 0,06 µm; Median: 1,35 µm
    Abmessungen nach Quantil-Verfahren: mit 80%-Konfidenzintervall: (1,2) 1,27 - 1,4 (1,4) µm; mit 90%-Konfidenzintervall: (1,2) 1,24 - 1,4 (1,4) µm
    Abmessungen nach t-Verteilungsverfahren: mit 80%-Konfidenzintervall: (1,2) 1,25 - 1,43 (1,4) µm; mit 90%-Konfidenzintervall: (1,2) 1,22 - 1,46 (1,4) µm

    mush-12576.jpg


    Trotz der ablösenden Sporenhülle ist da nach Rücksprache mit Andreas und Antonio Ruiz Mateo (spanischer Tintologe) der Kleinsporige Scheibchentintling (Parasola leiocephala):
    mush-12525.jpg

    mush-12526.jpg

    Fundnummer: 2016-07-16-0839
    Bei Ahorn & Birke auf Wiese fand sich der Gilbende Stink-Täubling (Russula subfoetens).
    (bereits früher von diesem Standort bestimmt)
    mush-11165.jpg

    mush-11166.jpg

    Fundnummer: 2016-07-16-0934
    Am Waldrand unter einigen Weiden an einem feuchten Wassergraben fanden wir ein Exemplar dieser Art. Die Art haben wir zuvor nie gesehen, ein sehr erfreulicher hübscher Erstfund.
    Beifußzärtling (Psathyrella fibrillosa):
    mush-12527.jpg

    mush-12528.jpg

    mush-12529.jpg

    mush-12530.jpg

    Fundnummer: 2016-07-16-0942

    Dann ein Täubling - einer aus den Anfängen meiner Täublings-Erfahrungen.

    Morphologische Daten
    :

    Fundort:
    ca. 550 müNN. ca. N50, O12, bei Fichte, Kiefer, Birke, Weide, Vogelbeere
    Bodenart: feuchte Böschung eines Bächleins, sumpfig, mit Fichtennadeln bedeckt
    Fundzeit: 16.07.2016
    Wuchsform: gesellig
    Hutform:
    jung halbrund, alt konvex, leicht niedergedrückt
    Huthaut-Konsistenz: jung: trocken etwas glänzend, alt: trocken matt, im Alter stark aufgerissen wie eine Kaisersemmel
    Huthaut-Farbe: außen rosa, Zentrum ocker bzw. hell ausbleichend
    Huthaut-Abziehbarkeit:
    1/2 bis fast komplett abziehbar
    Fleischfarbe unter Huthaut:
    absolut ungefärbt - also cremeweiß
    Hut-Fraßstellen-Rand-Verfärbung: keine
    Hutrand:
    nicht bis minimal gerieft
    Lamellen: cremeweiß, beim Trocknen bräunend, keine Queradern, keine Zwischenlamellen, wenige Y-Gabeln, nicht bauchig, mittelweit entfernt stehend
    Lamellenschneiden: glatt, nicht gesägt
    Lamellensprödigkeit: mittelspröde
    Lamellen-Stielübergang:
    leicht ausgebuchtet angewachsen
    Fleisch:
    weiß, im Schnitt zunächst leicht gilbend, beim trocknen gilbend, nicht grauend
    Stiel: unberührt weiß, Basis etwas bräunlich, nicht grauend, beim Trocknen bräunend, fein runzelig, zusammendrückbar, innen wattig/schwammig ausgestopft, zylindrisch bis leicht keulig
    Verfärbungen auf Druck: keine
    Stielbasis: etwas bräunlich, rund
    Größe: Hutdurchmesser 4-6 cm, Stiellänge 5-7 cm, Stieldurchmesser ca. 12 mm
    Sporenpulverfarbe: IIa nach Romagnesi - das ist ████
    Geruch: unzerrieben neutral, zerrieben fruchtig, nicht nach Kokos
    Geschmack: nach 5 Sekunden scharf aber erträglich, scharf bleibend
    Chemische Reaktionen: Mit Eisensulfat Huttrama und Stiel orange

    Mikroskopische Daten (siehe auch Bild ganz unten):

    Sporen:
    Präparat: Sporenabwurf; Untersuchungsmedium: Melzers Reagenz; Messwertanzahl: n = 49
    Test auf Normalverteilung nach Anderson Darling: Länge: normalverteilt; Breite: normalverteilt; Q: nicht normalverteilt
    Standardabweichung S. D.: von L × B: 0,7 × 0,5 µm; von Q: 0,06; von V: 57 µm³
    Median: von L × B: 9,4 × 7,9 µm; von Q: 1,19; von V: 307 µm³
    Arithmetischer Mittelwert Me: von L × B: 9,4 × 7,9 µm; von Q: 1,2; von V: 312 µm³
    Abmessungen nach Quantil-Verfahren mit 80%-Konfidenzintervall:
    für L × B: (8,3) 8,6 - 10,4 (11) × (6,9) 7,3 - 8,4 (9,2) µm; für Q: (1,06) 1,13 - 1,27 (1,38); für V: (213) 245 - 390 (459) µm³
    Abmessungen nach Quantil-Verfahren mit 90%-Konfidenzintervall:
    für L × B: (8,3) 8,5 - 10,7 (11) × (6,9) 7,1 - 8,7 (9,2) µm; für Q: (1,06) 1,12 - 1,32 (1,38); für V: (213) 222 - 408 (459) µm³
    Abmessungen nach t-Verteilungsverfahren: nicht anwendbar, da nicht normalverteilt

    Warzen:
    Messwertanzahl: n = 35; Test auf Normalverteilung nach Anderson Darling: normalverteilt
    Arithmetischer Mittelwert Me: 0,64 µm; Standardabweichung S. D.: 0,09 µm; Median: 0,63 µm
    Abmessungen nach Quantil-Verfahren: mit 80%-Konfidenzintervall: (0,5) 0,52 - 0,75 (0,91) µm; mit 90%-Konfidenzintervall: (0,5) 0,51 - 0,77 (0,91) µm
    Abmessungen nach t-Verteilungsverfahren: mit 80%-Konfidenzintervall: (0,5) 0,52 - 0,76 (0,91) µm; mit 90%-Konfidenzintervall: (0,5) 0,49 - 0,8 (0,91) µm

    Ornament:
    Warzen mit feinen Linien verbunden, ein fast vollständiges Netzwerk bildend.
    Das ist (C)D2 nach Romagnesi / Woo

    Hilarfleck:
    nicht ausgeprägt

    Apikulus:
    Messwertanzahl: n = 9; Test auf Normalverteilung nach Anderson Darling: Länge: normalverteilt; Breite: normalverteilt; Q: normalverteilt
    Arithmetischer Mittelwert Me: von L × B: 2 × 1,27 µm; von Q: 1,57
    Abmessungen nach Quantil-Verfahren mit 80%-Konfidenzintervall: für L × B: (1,65) 1,72 - 2,25 (2,35) × (1,05) 1,11 - 1,43 (1,54) µm; für Q: (1,31) 1,36 - 1,7 (1,85)
    Abmessungen nach Quantil-Verfahren mit 90%-Konfidenzintervall: für L × B: (1,65) 1,69 - 2,3 (2,35) × (1,05) 1,08 - 1,48 (1,54) µm; für Q: (1,31) 1,34 - 1,78 (1,85)

    Cheilozystiden:
    spindelig, ca. 52 x 9 µm, appendikuliert

    Pleurozystiden:
    spindelig bis deutlich keulig, ca. 60 x 13 µm, teils appendikuliert

    mush-11168.jpg

    mush-11169.jpg

    Epikutis-Hyphen / -Enden:
    Gegabelt, septiert, stumpf, keine Inkrustationen
    Präparat: Huthaut - Radialschnitt (Exsikkat) --> Ammo 10% --> Kongo/NH3 bzw. Karbolfuchsin --> P. Wäsche; Untersuchungsmedium: GSM; Messwertanzahl: n = 12
    Test auf Normalverteilung nach Anderson Darling: normalverteilt
    Breiten:
    Arithmetischer Mittelwert Me: 2,82 µm; Standardabweichung S. D.: 0,43 µm; Median: 2,86 µm
    Abmessungen nach Quantil-Verfahren: mit 80%-Konfidenzintervall: (2,07) 2,25 - 3,35 (3,45) µm; mit 90%-Konfidenzintervall: (2,07) 2,15 - 3,41 (3,45) µm
    Abmessungen nach t-Verteilungsverfahren: mit 80%-Konfidenzintervall: (2,07) 2,24 - 3,4 (3,45) µm; mit 90%-Konfidenzintervall: (2,07) 2,06 - 3,58 (3,45) µm

    Pileozystiden:
    Keulig bis spindelig aber auch zylindrisch lang-gestreckt bis hin zu crin-artig (lang und dünn) ist alles dabei und sehr zahlreich.
    Selten sind die Pileozystiden kopfig, im Normalfall rund-kappig.
    Präparat: Huthaut - Radialschnitt (Exsikkat) --> Ammo 10% --> Kongo/NH3 bzw. Karbolfuchsin --> P. Wäsche; Untersuchungsmedium: GSM; Messwertanzahl: n = 21
    Test auf Normalverteilung nach Anderson Darling: Länge: nicht normalverteilt; Breite: normalverteilt; Q: nicht normalverteilt
    Standardabweichung S. D.: von L × B: 46 × 2,1 µm; von Q: 9,11
    Median: von L × B: 66,3 × 7 µm; von Q: 9,79
    Arithmetischer Mittelwert Me: von L × B: 87,5 × 7,5 µm; von Q: 13,25
    Abmessungen nach Quantil-Verfahren mit 80%-Konfidenzintervall: für L × B: (46,9) 52,3 - 162,6 (185,7) × (5) 5,3 - 10,5 (12,2) µm; für Q: (4,9) 4,98 - 25,12 (35,31)
    Abmessungen nach Quantil-Verfahren mit 90%-Konfidenzintervall: für L × B: (46,9) 51,5 - 177,9 (185,7) × (5) 5,3 - 10,6 (12,2) µm; für Q: (4,9) 4,93 - 30,2 (35,31)
    Abmessungen nach t-Verteilungsverfahren: nicht anwendbar, da nicht normalverteilt

    mush-11167.jpg

    mush-11170.jpg

    Es kamen mehrere Täublinge in Frage - hier in Kurzform die ausgeschlossenen Alternativen:
    Russula gracillima und Russula laccata fällt raus wegen dem Sporenornament
    Russula fragilis fällt raus wegen den Hutfarben und wegen der Sporengröße
    Russula silvestris fällt raus wegen der Sporengröße
    Russula emetica var. gregaria fällt raus wegen der Warzenhöhe
    Russula hydrophila fällt raus weil der Stiel überhaupt nicht graut
    Russula aquosa fällt raus wegen der Fleischfarbe unter Huthaut, der Konsistenz, dem Sporenornament, der Eisensulfat-Reaktion und dem Boden
    Russula emetica fällt raus wegen der Fleischfarbe unter Huthaut und der Warzenhöhe
    Russula fragilis var. knauthii fällt raus wegen der Warzenhöhe

    Russula betularum blieb übrig. Es wichen zunächst einige Merkmale von den "Sollwerten" ab.
    Nach Prüfung der Widersprüche in der Literatur wurde aber klar dass diese "in der Toleranz" liegen.
    Verwendete Literatur: Sarnari, Marxmüller, Romagnesi, Kibby, GPBW, FN, PDS, Gröger, HBFPF, Einhellinger, Galli und weitere.

    Die Farben dieses Täublings begeisterten sogar mich als Täublings-Muffel. Auch wenn letztendlich was recht triviales herauskam ist das auch mikroskopisch ein sehr schöner Fund.

    Nach längerem Hin und her - hier also der besonders schöne Birken-Spei-Täubling (Russula betularum):
    mush-11171.jpg

    mush-11173.jpg

    mush-11174.jpg

    mush-11175.jpg

    mush-11176.jpg

    mush-11177.jpg

    mush-11178.jpg

    mush-11179.jpg

    mush-11180.jpg

    mush-11181.jpg

    mush-11182.jpg

    mush-11183.jpg


    Weiter zum Teil 2

    Danke Jens für's gegenprüfen



    Sporen [95% –• 22 –• SAP –• v –• H2O(nat) ] = 5,2 - 6,8 - 8,3 x (3,5)3,6 - 4,4 - 5,3 µm
    Smaff (Grubbstest) hat einen Ausreißer festgestellt, den ich noch gelöscht habe, deshalb leicht andere Werte als dein t-Verteilungsverfahren.


    Prima!



    Der Shapiro-Wilk Test hat eine höhere Schärfe als Anderson-Darling. Nimm lieber den.


    Danke für den Tipp.
    Ich verwende verschiedene Verfahren gleichzeitig seit einiger Zeit zum Test des Tests... ;)
    Werde mal ein Augemerk auf Shapiro-Wilk speziell legen...



    Ich weiß gar nicht, ob du gesehen hast, das Smaff auch auf Normalverteilung und Ausreißer testen kann?


    Nein, hab ich noch nicht. Werd ich mir mal anschaun.
    Beste Grüße
    Dieter

    Hi Jens,
    ich hab leider keine zeit ausführlich zu antworten, da die Pilze vor der Tür stehen.
    Aber alles ist gut, wenn man eben die genze Bandbreite an Möglichkeiten im Hinterkopf hat.
    Heute habe ich einen Dachpilz ausgewertet.
    Was ich vermeiden wollte tue ich jetzt - ich werfe Dir das fullrange - Datenblatt davon um die Ohren. :D :D (Spaßig gemeint). naja nicht ganz - ganz full Range mit einigen Parametern und Diagrammen die jetzt da nicht drin sind ist es 4 mal so lang.
    Hier gib't mal schön normalverteilte Sporen und Du kannst Die mal die Ergebnisse im Vergleich anschauen.
    Was Du brauchst ist das was isch nicht näher beschrieben habe - der Test aud Normalverteilung. Das beste Verfahren düfte die Anderson Darling Methode sein...


    Präparat: Sporenabwurf
    Untersuchungsmedium: GSM
    Messwertanzahl: n = 23


    Ermittelte Werte allgemeingültig:
    Test auf Normalverteilung der Länge nach Anderson Darling: normalverteilt
    Test auf Normalverteilung der Breite nach Anderson Darling: normalverteilt
    Test auf Normalverteilung von Q nach Anderson Darling: normalverteilt


    Standardabweichung S. D. von L × B: 0,81 × 0,44 µm
    Standardabweichung S. D. von Q: 0,1
    Standardabweichung S. D. von B/L: 0,044
    Standardabweichung S. D. von V: 23 µm ³


    Median von L × B: 6,67 × 4,41 µm
    Median von Q: 1,54
    Median von B/L: 0,66
    Median von V: 70 µm ³


    arith. Mittelwert Me von L × B: 6,84 × 4,49 µm
    arith. Mittelwert Me von Q: 1,52
    arith. Mittelwert Me von B/L: 0,66
    arith. Mittelwert Me von V: 74 µm ³


    Abmessungen nach Quantil-Verfahren mit 80%-Konfidenzintervall:
    L × B für 80% CR: (5,75) 5,96 - 7,87 (8,69) × (3,54) 4,06 - 5 (5,55) µm
    Q für 80% CR: (1,33) 1,38 - 1,63 (1,65)
    B/L für 80% CR: (0,606) 0,615 - 0,724 (0,751)
    V für 80% CR: (38) 53 - 104 (140) µm ³


    Abmessungen nach Quantil-Verfahren mit 90%-Konfidenzintervall:
    L × B für 90% CR: (5,75) 5,88 - 8,25 (8,69) × (3,54) 4 - 5,27 (5,55) µm
    Q für 90% CR: (1,33) 1,36 - 1,64 (1,65)
    B/L für 90% CR: (0,606) 0,609 - 0,738 (0,751)
    V für 90% CR: (38) 51 - 109 (140) µm ³


    Abmessungen nach t-Verteilungsverfahren mit 80%-Konfidenzintervall:
    L × B für 80% CR: (5,75) 5,77 - 7,9 (8,69) × (3,54) 3,91 - 5,08 (5,55) µm
    Q für 80% CR: (1,33) 1,39 - 1,65 (1,65)
    B/L für 80% CR: (0,606) 0,602 - 0,718 (0,751)
    V für 80% CR: (38) 43 - 105 (140) µm ³


    Abmessungen nach t-Verteilungsverfahren mit 90%-Konfidenzintervall:
    L × B für 90% CR:: (5,75) 5,45 - 8,22 (8,69) × (3,54) 3,73 - 5,25 (5,55) µm
    Q für 90% CR: (1,33) 1,35 - 1,69 (1,65)
    B/L für 90% CR: (0,606) 0,584 - 0,736 (0,751)
    V für 90% CR: (38) 34 - 114 (140) µm ³


    Normalverteilungsverfahren, statistische Darstellung mit 68%-Konfidenzintervall:
    L × B für 68% CR: 6,03 [6,66; 7,01] 7,64 × 4,05 [4,4; 4,59] 4,94 µm
    Q für 68% CR: 1,42 [1,5; 1,54] 1,62
    B/L für 68% CR: 0,616 [0,651; 0,669] 0,704
    V für 68% CR: 51 [69; 79] 98 µm ³


    Normalverteilungsverfahren, statistische Darstellung mit 95%-Konfidenzintervall:
    L × B für 95% CR: 5,25 [6,5; 7,17] 8,42 × 3,62 [4,31; 4,68] 5,36 µm
    Q für 95% CR: 1,33 [1,48; 1,56] 1,71
    B/L für 95% CR: 0,573 [0,642; 0,678] 0,747
    V für 95% CR: 28 [65; 84] 120 µm ³


    t-Verteilungsverfahren, statistische Darstellung mit 68%-Konfidenzintervall:
    L × B für 68% CR: 6,01 [6,66; 7,01] 7,66 × 4,04 [4,4; 4,59] 4,94 µm
    Q für 68% CR: 1,42 [1,5; 1,54] 1,62
    B/L für 68% CR: 0,615 [0,65; 0,67] 0,705
    V für 68% CR: 50 [69; 79] 98 µm ³


    t-Verteilungsverfahren, statistische Darstellung mit 95%-Konfidenzintervall:
    L × B für 95% CR: 5,16 [6,48; 7,19] 8,51 × 3,57 [4,3; 4,69] 5,41 µm
    Q für 95% CR: 1,32 [1,48; 1,56] 1,73
    B/L für 95% CR: 0,568 [0,64; 0,68] 0,752
    V für 95% CR: 26 [64; 85] 123 µm ³



    So etwas würde ich hier im Forum niemals ernsthaft vorstellen, da es keiner mehr verstehen kann...


    Bitte liebe Forianer - das ist nur als Beispiel gedacht und ein solches Datenset wird natürlich immer nur auf das wichtigste zusammengeschrumpft - also keine Sorge - ich bleibe weiter "bescheiden".
    Beste Grüße
    Dieter


    [font="Microsoft Sans Serif"]PS: Messwerte dazu (kannstja mal durch Smaff rattern lassen):
    6,41 4,25
    6,90 4,40
    8,69 5,55
    6,15 3,99
    6,67 4,76
    7,50 4,61
    7,17 5,30
    7,73 4,93
    6,64 4,58
    8,29 5,02
    6,51 4,23
    6,90 4,40
    7,90 4,81
    6,30 4,24
    6,25 4,41
    6,12 4,05
    7,16 4,50
    6,69 4,12
    6,01 4,20
    5,95 4,32
    7,65 4,73
    5,75 3,54
    5,87 4,41[/font]

    [font="Arial"]Hallo Jens,

    in Kürze was folgt:
    [/font]



    du vergleichst Äpfel mit Birnen, wenn du aus deinen 120 Messwerten selber welche raussuchst. Ich hatte noch nie solche Lücken zwischen den Messwerten. Die Reduktion müsstest du eigentlich mit Randomfunktionen raussuchen lassen.


    [font="Arial"]
    Nein, tut mir leid Dir da etwas anderes mitteilen zu müssen, denn das ist nicht so.
    Wie schon gesagt: Die 30 Messwerte aus der Bandbreite reduzierte ich (per random ikl. Extrema) um überhaupt einen Unterschied sichtbar zu machen. Nimmt man alle 120 passiert logischer Weise folgendes:
    [/font]
    [font="Arial"]Daran hätte ich Dir den Unterschied nicht mehr erklären können. Bitte lies noch einmal die Rechenverfahren durch - vor allem aber das unten genannte Werk, dann wirst Du besser verstehen warum das passiert.

    Auch zu Deinem Einwand der Zufälligkeit muss ich Dir leider widersprechen, denn wenn ich die ersten 30 Messwerte nehme, die dann eben genau so zufällig sind, sogar ohne Extrama, wie gewünscht würde das Ergebnis das Gleiche widerspiegeln.
    Beweis:
    (30 erste Messwerte) - totaler Zufall:


    Alt von oben:
    [/font][font="Arial"]

    In Smaff:
    [/font][font="Arial"](30 erste Messwerte) - totaler Zufall:


    Alt von oben:
    [/font][font="Arial"]
    Weiß nicht wo ich smaff die bins-Einstellung machen könnte. Aber Du sieht ja das Ergebnis.
    [/font]




    Smaff gibt auch die Schiefe einer Verteilung an.


    [font="Arial"]
    Ja, genau das würde Dir schon helfen, zu erkennen, dass ein anderes Verfahren sinnvoller ist.

    [/font]


    Man kann deutlich an den beiden Balkendiagrammen erkennen, dass du nur größere Werte nicht mit in die Auswahl für Smaff genommen hast, also künstlich eine Normalverteilung verhinderst.



    Bitte entschuldige, ich widerspreche ungern so oft - doch das ist falsch. Man kann weder etwas daraus erkennen, noch ist eine Normalverteilung künstlich verhindert, da gar keine Normalverteilung vorhanden ist. Beweis folgt sogleich.



    Smaff kann doch auch mit 120 Messwerten oder viel mehr umgehen. Was ist das Problem, die gleiche Messreihe mit den 120 Werten in Smaff zu zeigen?



    Entschuldigung, ich weiß jetzt nicht wieso Du denkst dass ich denke das wäre ein Problem. Es ist kein Problem - bitte schön:
    Formel: 5,3 - 6,7 - 8,2(8,6) - ähnlich "unbrauchbar" (wohlgemerkt: In diesem Praxisbeispiel).
    Das Diagramm beweist das das Problem auch mit 120 Messwerten besteht:

    Auch mit 120000 Messwerten wird sich das nicht ändern.



    Wieso sind denn deine 120 Messwerte keine Normalverteilung?



    Das ist ja eben das Problem, dass ich nun schon so oft erklärt habe - siehe oben. Ich wiederhole: Die Messwerte folgen eben NICHT der Normalverteilung wie von Dir angenommen. Auch nicht bei unendlich vielen Messungen. Und eben deshalb ist weder die Normalverteilung, noch die t-Verteilung geeignet. Um das nicht nur immer von mir zu lesen, sondern auch von einem Experten, empfehle ich Dir das im Anschluss genannte Werk.



    Hast du darauf getestet?



    Ja, darauf teste ich (siehe Ursprungsbeitrag) schon beim Messen selbst. Hier bitte ein 12 bin Plot der 120 MW:

    Wie du siehst: es ändert sich nichts. Und das ist kein herausgesuchtes Beispiel sondern ein Zufallsbeispiel von heute, aktuelle Bestimmung einer Volvariella... Mann ist das ein schönes Schwammerl.



    Schick mir doch bitte mal alle deine Messwerte, damit ich deine Aussagen nachvollziehen kann


    [font="Arial"]Gerne:
    5,51 3,49
    5,55 3,9
    5,56 3,57
    5,56 3,56
    5,61 3,68
    5,65 3,4
    5,7 3,48
    5,7 3,54
    5,73 3,73
    5,93 3,52
    5,95 4,11
    5,97 3,81
    5,98 3,95
    5,99 3,66
    5,99 3,35
    6 3,46
    6,02 3,6
    6,03 3,89
    6,06 3,77
    6,07 3,77
    6,07 3,42
    6,09 3,55
    6,14 3,84
    6,14 3,87
    6,17 3,35
    6,18 3,4
    6,25 3,67
    6,28 4,13
    6,28 3,66
    6,3 3,54
    6,31 3,87
    6,32 3,23
    6,34 3,47
    6,34 3,62
    6,36 3,62
    6,37 3,54
    6,37 3,81
    6,38 3,48
    6,39 3,8
    6,39 3,75
    6,39 3,69
    6,41 3,22
    6,41 3,69
    6,43 3,57
    6,43 3,61
    6,46 3,76
    6,47 3,71
    6,48 3,58
    6,49 3,27
    6,49 3,45
    6,49 3,68
    6,5 3,61
    6,5 3,52
    6,51 3,35
    6,56 3,63
    6,56 3,3
    6,56 3,55
    6,56 3,69
    6,57 3,47
    6,59 4,09
    6,6 3,5
    6,6 3,34
    6,61 3,59
    6,63 3,65
    6,65 3,62
    6,66 3,41
    6,67 3,65
    6,68 3,52
    6,72 3,77
    6,73 3,39
    6,74 3,79
    6,76 3,75
    6,81 3,7
    6,82 3,58
    6,83 3,45
    6,85 3,79
    6,92 3,55
    6,99 3,61
    6,99 3,72
    7 3,74
    7 3,79
    7,01 3,35
    7,03 3,52
    7,04 3,56
    7,04 3,62
    7,09 3,72
    7,12 3,63
    7,14 3,91
    7,19 3,5
    7,25 4,38
    7,27 3,3
    7,29 3,74
    7,3 3,59
    7,31 3,7
    7,32 3,79
    7,35 3,49
    7,36 3,44
    7,37 2,93
    7,42 3,28
    7,42 3,38
    7,46 3,5
    7,46 3,66
    7,51 4,13
    7,51 4,31
    7,51 4,55
    7,55 3,57
    7,61 3,8
    7,64 4,12
    7,69 3,85
    7,69 3,6
    7,7 3,33
    7,71 3,32
    8,01 3,76
    8,14 3,87
    8,19 3,89
    8,24 3,79
    8,35 3,74
    8,36 4,09
    8,55 4,4
    8,57 4,66
    [/font]


    Ich weiß nicht mehr, wer es war, aber irgendeiner der altvorderen Mykologen hat nachweislich alle seine Werte 20 oder 30 % zu klein publiziert. Wllst du dann deine Methodik auch daraufhin anpassen?



    Nein.



    ist es nicht erschreckend, das Smaff mit viel weniger Werten trotzdem deinem Ergebnis aus dem Quantilverfahren mit 120 Messwerten enorm nahe kommt?????



    Irgend etwas scheinst Du falsch abgelesen zu haben.
    Quantilverfahren ergibt mit 120 MW: (5,51) 5,70 - 8,14 (8,57) --> das ist das aussagekräftigste Ergebnis
    Quantilverfahren ergibt mit 30 MW: (5,51) 5,67 - 8,28 (8,57)
    Smaff gab aus mit 30 MW: [font="Arial"]5,42 - 8,1(8,57)[/font][font="Arial"]
    Smaff kommt also nicht einmal annähernd in die Richtung, was bereits das 30MW-Quantil kann.

    [/font]


    Das alleine spricht schon für die Smaff- Methode.


    Es tut mir leid das sagen zu müssen: Diese Schlussfolgerung ist deshalb eben falsch.
    Bitte Jens, Smaff ist bestimmt ein hervorragendes Tool um die studentsche t-Verteilung auszurechnen ohne mathematische Kenntnisse zu besitzen.
    Das will ich auch dazu unbedingt sagen. Ich bin froh dass ich mit jemand über das Thema diskutieren konnte. Also bitte nicht als Kritik auffassen.
    Auch ich rechnete wie schon erwähnt ursprünglich nur mit der t-Verteilung oder Normalverteilung, bis ich merkte dass damit etwas [font="Arial"]in einigen Fällen [/font]nicht stimmen kann. Ich recherchierte und versuchte das Problem heraus zu finden.
    Die Erfahrung, die ich Anfänger (der ich noch bin) gemacht habe, machten bereits professionelle Mykologen lange vor mir.
    Um das nicht immer von mir zu lesen, bitte beschaffe Dir das Werk von René Hentic. "À propos de l'exploitation statistique des mesures en mycologie. Bull. Soc. Mycol. Fr., 116(2)"
    Dort lies die Seiten ca. ab 170. Dann wirst Du einen wissenschaftlichen Beweis für die Richtigkeit aller meiner Ausführungen finden.
    Bitte belassen wir es vorerst damit - denn wie gesagt - die Pilze warten auf mich. ;)
    [font="Arial"]
    Beste Grüße
    Dieter
    [/font]

    [font="Arial"]Hallo Jens,
    vielen Dank für Deinen Beitrag und dass Du dieses Verfahren ins Spiel bringst.
    In der Tat war die erste Methode die ich überhaupt verwendete die von die genannte über die studentsche t-Verteilung, da ich von einem Forumsbeitrag den Du sicher kennst einmal in diese Richtung geleitet wurde.
    Auch diese Berechnungsmethode habe ich auf Knopfdruck verfügbar.

    Gerne führe ich den von Dir angeregten Vergleich ergänzend einmal durch.
    Vorher jedoch zusammenfassend eine Übersicht der Berechnungsverfahren und Darstellungsarten:
    Neben vielen anderen Mehtoden haben wir in diesem Thread nur die folgenden beleuchtet:
    Nach der "Genauigkeit" - aufsteigend sortiert:
    Quantil-Verfahren ohne lineare Integration
    Quantil-Verfahren mit linearer Integration
    Gaußsche Normalverteilung
    Studentsche t-Verteilung


    Des Weiteren wurden 2 Dimensionsformeln dargestellt:
    Die klassische Form
    Die statistische Form
    Jens, Du kennst die statistische Form zwar nicht, macht aber nichts - einfach mal ausblenden.
    Der wesentliche Unterschied der statistischen Dimensionsformel ist der, dass sie KEINE Extremwerte enthält sondern 2 gleiche Vertrauensintervalle für 2 unterschiedliche Parameter. Sie trifft also eine andere Aussage als die klassische Form und ist deshalb nicht mit Ihr zu verwechseln.

    Damit sind folgende Darstellungsarten möglich:


    Jens' Programm "Smaff" verwendet die Methode und die Darstellungsart mit dem roten Kreuz gekennzeichnet. Alle schwarzen Kreuze bedeuten: "Diese sind möglich". Die grünen Kreuze stellen die von mir je nach Datensatzqualität und Vergleichsliteratur verwendeten Methoden und Darstellungsarten dar. Der Pfeil "Genauigkeit" bedeutet nicht, dass die berechneten Werte zutreffender werden - warum - sehen wir gleich. Der Pfeil stellt nur die mathematische Genauigkeit der Methoden dar.

    Nun der Vergleich anhand eines echten Praxisbeispiels

    Heute bestimmte ich eine Volvariella. Ein ganz toller Erstfund den ich Euch bald zeige.
    Das Problem der stark unterschiedlichen Sporenlängen innerhalb eines Sporenabwurfes bei bestimmten Arten aus dieser Gattung dürfte einigen schon bekannt sein.
    Die Original Messwerte (auf n=30 reduzierte Reihe über die ganze Bandbreite) sind:
    5,51 3,49
    5,61 3,68
    5,95 4,11
    5,98 3,95
    5,99 3,35
    6,02 3,6
    6,07 3,42
    6,14 3,84
    6,28 3,66
    6,3 3,54
    6,39 3,8
    6,41 3,69
    6,43 3,57
    6,43 3,61
    6,5 3,61
    6,67 3,65
    6,72 3,77
    6,85 3,79
    6,99 3,61
    7,04 3,56
    7,09 3,72
    7,25 4,38
    7,27 3,3
    7,29 3,74
    7,37 2,93
    7,51 4,55
    7,71 3,32
    8,19 3,89
    8,36 4,09
    8,57 4,66

    Das Streudiagramm dazu ist eine entsprechende Katastrophe:


    Eine wirklich "schlechte" Datensatzqualität, die aber eben genau der Realität entspricht.
    Tatsächlich nahm ich 120 Sporen auf, ich habe aber hier auf n = 30 reduziert, dass man noch einen Unterschied zwischen Normalverteilung und t-Verteilung erkennt.

    Sehen wir uns also nun die Ergebnisse an, welche die verschiedenen Verfahren bringen, alle für CR=90% berechnet, Endergebnis gerundet auf 2 NK-Stellen - der Übersichtlichkeit NUR für die Sporenlänge:


    Jens, ganz genau genommen, hast Du zwar Recht, dass die t-Verteilungsfunktion die theoretisch genaueren Ergebnisse bringt - aber - siehe meinen Eingangsbeitrag und die Ergebnisse hier: Erstens, nach der Rundung (die ich eigentlich immer mit nur einer Nachkommastelle mache) bleibt davon nichts mehr übrig. Zweitens, gibt es ein ganz anderes Problem: Die Längen-Werte sind keineswegs normalverteilt.
    Was das bedeutet sehen wir gleich...

    Ich probierte auch Smaff (auch wenn ich darin nicht alles lesen kann, weil abgeschnitten).
    Ergebnis - exakt die oberen Werte in Smaff eingesetzt:
    5,42 - 6,76 - 8,1(8,57) µm --> das Ergebnis stimmt mit meinem überein. ABER:
    Wir sehen hier das Problem, welches durch die unsymmetrische Verteilung entsteht.
    Jens' Programm erweitert, genau so wie mein Berechnungstool die nominale Sporenlänge nach unten - solch kurze Sporen lassen sich aber nicht finden. Definitiv nicht! - denn ich nahm in Wirklichkeit 120 Sporen auf.
    Die Definition der Anwendbarkeit der t-Verteilung sagt: "Die t-Verteilung setzt voraus, dass die Verteilungsfunktion der Grundgesamtheit normalverteilt oder annähernd normalverteilt ist...."
    Die Annahme, dass die Sporenlänge normalverteilt ist, ist für diesen Fall ganz einfach falsch.
    Dies wird auch im original Diagramm aus Smaff deutlich (ich weiß nicht wie man V auf L umstellt - aber für die Logik ist das egal):


    Was tue ich also und wieso tue ich das?
    Erstens scheint es so, als ob die meisten früheren und auch neuzeitliche Autoren mit dem Quantil-Verfahren arbeite(te)n (berechtigt, wie ich meine). Ich erwähne erneut die Hebeloma-Monografie (Fungi Europaei), welche die genauesten mir bekannten Maßtabellen enthält. Auch die 3 Autoren verwenden, nicht die Methode nach Normalverteilung oder t-Verteilung sondern nach Quantilen.
    Zweitens: Die Gaußsche Normalverteilung und die t-Verteilung setzt voraus, dass die Verteilungsfunktion der Grundgesamtheit normalverteilt oder annähernd normalverteilt ist. Dies ist bei Sporendimensionen jedoch nicht immer, ich meine sogar "nicht oft" der Fall und bei anderen Elementen (Zystiden usw) von Pilzen noch seltener, wie meine vielen Verteilungsdiagramme über L, B und Q mir zeigten.
    Die oben genannte Volvariella hat tatsächlich bei 120 aufgenommenen Sporen das Verteilungsdiagramm Der Sporenlänge:

    Dies ist keine Normalverteilung. Eine Berechnung nach der t-Verteilung und Normalverteilung ist möglich, doch per Definition - ganz genau genommen - "falsch angewendet".
    Der Grund warum ich also weiterhin auch nach dem Quantil-Verfahren berechne ist der, dass die Werte sehr wahrscheinlich besser die Literaturwerte treffen. Das ist mein derzeitiger Erfahrungswert. Sicherheitshalber aber - berechne ich auch nach Verteilungsfunktionen - das kann ja nicht schaden. ;)

    Bei der Bestimmung der oben genannten Volvariella begenete mir - lustiger Weise - übrigens wieder einmal die statistische Darstellung der Dimensionsformel mit 95% CR. Hier:
    http://guiahongosnavarra1garci…aesiotincta-pd-orton.html

    Was ich mit meinem Eingangsbeitrag auch zeigen wollte ist, dass es verschiedene Verfahren und Darstellungsarten gibt, die man einigermaßen kennen sollte, denn wenn man z. B. die statistische Darstellung der Dimensionsformel nicht kennt, dann kann man sie nicht lesen, nicht verstehen. Oder interpretiert in die dargestellten Werte etwas falsches hinein. Genau so, wie ich es tat - bevor ich mich damit etwas näher beschäftigte. Dieses Wissen wollte ich teilen.
    [/font][font="Arial"]
    Noch kurz zu deinen Anmerkungen:

    [/font]


    Und die Schreibweise, die du mit Dimensionformel??? betitelst (korregiere mich bitte, wenn ich falsch liege), ist tatsächlich von Author zu Author different, ändert aber nichts am Ergebnis, sofern die anderen Parameter mit publiziert sind...


    Ich bitte um Verzeihung, aber das ist falsch. Das Ergebnis ändert sich stark wie Du in der Tabelle oben erkennst.
    Und Du siehst auch dass dein favorisiertes Verfahren daneben liegt. Die nominelle Sporenlänge wird nach unten künstlich erweitert in einen Bereich in dem keine Sporenlänge jemals sein wird.



    Alle deine beschriebenen Vorgehensweisen sind leider nur Annäherungen an die tatsächlich wissenschaftlich korrekte Berechnung des Konfidenzintervalls bei ausreißerfreien, normalverteilten Messreihen unter Zuhilfenahme obig verlinkter Verteilungsfunktion.


    Das ist zwar richtig, aber aus den gerade beschrieben Gründen eben oft bei den Pilzen "falsch angewendet".



    Der Nachteil deiner Vorgehensweise ist, dass du sehr viele Meßwerte messen mußt, um die 2 mal Standardabweichung zu erreichen, also ca. 61 bei 95% Vertrauensniveau (beidseitig) der t-Verteilung, wie du der Tabelle im obigen link entnehmen kannst. Dann erst relativiert sich der Fehler, der sonst vorhanden ist.


    [font="Arial"]Bitte verzeih[/font], aber auch das ist falsch, wie Du siehst, schon bei 30 Messwerten ist der Fehler "relativiert" zumindest in dem Rahmen der für uns normale unwissenschaftlich vorgehende Schwammerer von Bedeutung ist.



    Deshalb rechnet man wissenschaftlich auch nicht mit Mittelwert +- 2 mal Standardabweichung, sondern mit Mittelwert +- t-Wert mal Standardabweichung.


    Sorry, dass ich auch hier widersprechen muss, denn das ist falsch - man rechnet Pilz-wissenschaftlich oft ganz ohne Normalverteilung. Selbst das Aufschreiben auf einen Zettel bei dem oben gezeigten Beispiel würde die Literaturwerte besser treffen als die t-Verteilung, da es nicht um die Genauigkeit geht, sondern darum, das richtige Verfahren auszuwählen.



    Also die 2 wird von einem Wert ersetzt, der aus der t-Verteilung kommt und abhängig ist vom Vertrauensniveau (also z.B. 95%) und der Anzahl der Messwerte.
    Dieser Wert ist in Tabellen ablesbar oder z.B. für dich in Excel (tvert) erzeugbar.


    Ich muss mich entschuldigen Dich hier korrigieren zu müssen, denn das ist falsch, er ist mit TINV erzeugbar.



    Solltest du Fragen zur Problematik haben, darfst du mich gerne per PM kontakten, oder natürlich hier.


    Nein ich habe keine Fragen dazu...
    [font="Arial"]Nun aber genug theoretisiert - wieder ran an die Pilze... es gibt viel zu entdecken.

    Beste Grüße
    Dieter
    [/font]


    zuerst einmal differenziere ich zwischen der Notation und der grundsätzlichen Berechnung der Werte. Das bedeutet, Normalverteilung vorrausgesetzt, dass der Mittelwert in der Mitte ist. Also in dem Fall das arithmetische Mittel der Angaben in FN, wenn nicht a nders angegeben.
    Und ich gebe dir Recht, FN arbeit mit 90%....
    Ähm Seite 21? Ich habe die erste Ausgabe. Bei mir auf Seite 17. Steht bei dir wirklich CR=?


    Nein. aber....



    Ich gehe schon deshalb von einem Konfidenzintervall aus, weil in Klammern oft noch die Extremwerte stehen.


    Ja, ist ein Konfidenzintervall. Davon gehen wir beide aus... aber...



    Ich suche jetzt nicht weiter, da ich deinen Begriff "statistische Dimensionsformeln" nicht verstehe.


    hm - ja macht ja nix. Ich denke wir haben da aneinander vorbei geredet - die Berechnung ist immer "statistisch" - es sind a) andere Formeln - siehst ja vorne bei der statistischen Darstellung und b) eine andere Schreibweise der Dimensionsgleichung.
    Die klassische Darstellung ist auch eine statistische Berechnung - aber halt in der klassischen Schreibweise und in der klassischen Berechnung - so wie es Smaff zum Beispiel macht.



    Ich glaube übrigens, dass du nicht statistisch korrekt rundest.


    Weiß jetzt nicht an welcher stelle du meinst - aber kann schon sein.
    Die Rundungsrichtung steht ja da. Und so runde ich auch.
    Hast Du mal die Messreihe in Smaff reingeworfen?
    Ich hab's noch nicht ausprobiert weil ich bei Smaff nur die hälfte lesen kann :( (hab aber auch nur 5 minuten darin rum geklickt wenn ich mich recht erinnere.. ist über ein Jahr her) Sollt ich nochmal gegenprüfen irgendwann...


    Beste Grüße
    Dieter

    Hallo Rada,



    Es ist ja schön und gut, wenn man bei Sporenmessungen hochwissenschaftlich vorgeht. Doch was bringt das für die Bestimmung an Mehrwert, wenn der Autor mit dem man vergleicht, seine Messungen auf einem Zettelchen notiert oder gar abgeschrieben hat?


    Dafür bringt es keinen Mehrwert.



    Oder wie groß sind Abweichungen, wenn jemand mit Exsikkaten gearbeitet hat?


    Bei Hebeloma: 0,2 µm Unterschied maximal.



    Aber die Genauigkeit mit der er hier die Sporenmessung erklärt ist für einen Feldmykologen von untergeordneter Relevanz.


    Das finde ich auch, es ist in der Tat nicht sonderlich relevant für die Pilzbestimmung.
    Aber es ist (zumindest für einege Feldmykologen wie mich) interessant. ;)



    Oh ja, danke - stimmt. 5,25 µm muss da stehen.



    Das erscheint mir ohnehin in Worten viel leichter verständlich als mit Hilfe einer Formel:


    Bei ungerader Probenzahl nimmt man den mittleren der nach Größe sortierten Werte. Bei gerader Zahl gibt es keinen mittleren, deshalb bildet man den Mittelwert aus den beiden nächstliegenden.


    Genau so isses ;)
    Beste Grüße
    Dieter

    Hallo Claudia,



    Bei den Täublingen ist es ganz hilfreich, neben der optischen und Geschmacksprobe noch andere Bestimmungsmethoden zu haben. Wenn Du den verkehrten probiert hast, sind die Geschmackszellen erst mal eine Weile unbrauchbar.


    Danke - das werd ich mir merken ;)
    Schlimm finde ich auch den Pfeffermilchling im ganz jungen Zustand.



    nur noch mal 1-2 Anmerkungen zu diner R. azurea. Mich wundern da 1-2 Sachen. Im Wiki-Artikel steht, dass die Art weißes Sporenpulver haben soll. Du schreibst IIa nach Romagnesi; das passt nicht zusammen.


    Ja, ich weiß schon - das Thema "Helles Sporenpulver bei Täublingen" ist bei mir schon fast ein "Projekt"... da werd ich wohl nochmal genauer berichten.
    Mit "Weiß" sind ganz unterschiedliche Sachen gemeint - auch die Farbtafeln unterscheiden sich. Azurea hat meinen Funden nach Ib bis IIa - noch nie hatte ich einen mit Ia. Aber ich weiß dass das in der Literatur so steht (aber auch bis Ib steht da drin).



    Wenn du deinen Fund mit R. parazurea verglichen hast, hattest du auch die anderen Vertreter der Griseinae noch auf dem Schirm?


    Ja, alle - zumindest die in der Literatur (die ich zu diesem Zeitpunkt hatte) aufgeführten.
    Inzwischen habe ich alle großen Russula-Monografien die es gibt.



    Dann noch eine Anregung: Es wäre noch gut gewesen, wenn du die makrochemischen Reaktionen mit FeSO4, Phenol und Guajak mit erwähnst; nur so wegen Vollständigkeit und so. :)


    Das hatte ich zu diesme Zepunkt noch nicht in meinem Chemiekasten ;)
    Nun da und in späteren Berichten ist alles dabei.
    Beste Grüße
    Dieter

    [font="Arial"]01.07.2016: Mal was zum Essen

    Liebe Pilz-Freunde,
    an diesem Tag wollte ich nur entspannt nach Speisepilzen suchen - nahm aber sicherheitshalber meine Kamera mit.
    Diesmal also zum "zuschauen und entspannen".... ;)
    Schaut was sich alles so finden ließ...

    [/font]
    [font="Arial"]Fundnummer: 2016-07-01-1405

    Es ging sofort los mit einem der leckersten Speisepilze überhaupt:
    Orangeroter Graustieltäubling (Russula decolorans)
    :

    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]Fundnummer: 2016-07-01-1443

    Fundort: ca. 550 müNN. ca. N50, O12, an Totholz - (Fichte oder Kiefer)
    Fundzeit:
    01.07.2016
    Wuchsform: 3 zusammengewachsene Exemplare
    Hutform:
    konvex
    Huthaut: filzig, beigebraun
    Hygrophanität: nicht festgestellt
    Hutrand: leicht eingerollt, sehr jung: mit geschlossener Cortina zum Stiel, jung: Cortinareste im Randbereich
    Lamellen:
    gelb, mit Zwischenlamellen
    Lamellenschneiden: leicht bewimpert
    Lamellen-Stielübergang:
    gerade angewachsen
    Stiel: beige, filzig-schuppig, mit Ringzone, etwas keulig
    Stielbasis:
    rund, stark myzelfilzig
    Fleisch: Daten nicht aufgenommen
    Größe: Hutdurchmesser ca. 1-2 cm, Stiellänge ca. 3 cm, Stieldurchmesser ca. 4-6 mm
    Sporenpulverfarbe: nicht getestet aber ein Dunkelsporer
    Geruch: Daten nicht aufgenommen
    Geschmack: Daten nicht aufgenommen

    Dummer weise ist mir dieser Pilz bei der Tour verloren gegangen. Somit leider nicht mehr final bestimmbar.

    Eventuell der Samtschuppige Tannen-Flämmling (Gymnopilus sapineus) - könnte aber auch G. picreus, G. penetrans oder etwas ähnliches sein:

    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]Weiter ging es wieder mit Täublingen...

    Fundnummer: 2016-07-01-1548

    Makrodaten:
    [/font]
    [font="Arial"]Fundort: ca. 550 müNN. ca. N50, O12, bei Kiefer und Fichte.
    Fundzeit: 01.07.2016
    Wuchsform: gesellig
    Hutform:
    jung: halbkugelig, alt: konvex bis flach
    Huthaut-Konsitenz: matt, Rand körnig bereift, matt, alt: samtig
    Huthaut-Farbe: jung: Zentrum weinrot: olive-ocker, alt: außen weinrot, Zentrum schwärzlich
    Huthaut-Abziehbarkeit: 1/2 abziehbar
    Fleischfarbe unter Huthaut
    : vilolett
    Hut-Fraßstellen-Rand-Verfärbung: keine/weiß
    Hutrand: rundlich (nicht hochgezogen), jung: nicht gerieft, alt: kaum gerieft
    Lamellen: schneeweiß (auch bei alten Exemplaren), keine Y-Gabeln, keine Zwischenlamellen, leichte Queradern
    Lamellensprödigkeit: sehr spröde
    Lamellen-Stielübergang:
    nicht geprüft
    Stiel:
    weiß, glatt und mehlig bereift, nicht runzelig, leicht keulig, wattig ausgestopft (alt und jung),
    beim Trocknen minimal gilbend
    Fleisch: weiß, minimal gil
    bend, beim Trocknen minimal weitergilbend
    Verfärbungen auf Druck: keine (weder innen noch außen)
    Stielbasis: rund
    Größe: Hutdurchmesser 3-6 cm, Stiellänge 3-5 cm, Stieldurchmesser ca. 10 mm
    Sporenpulverfarbe:
    IIa im direkten Vergleich mit der Romagnesi-Tafel.
    Geruch: völlig neutral (auch Stielbasis Geruch = neutral), auch zerrieben neutral
    Geschmack: völlig
    mild (unmittelbar und auch nach 1 Minute Kauen)
    [/font]
    [font="Arial"]Mikrodaten:

    Sporen:

    (6.9) 7.2 - 8.4 (9.2) x (6) 6.1 - 6.9 (7.1) µm
    Q = (1.1) 1.14 - 1.3 (1.4) ; N = 29
    V = (133) 142 - 207 (229) µm ³
    Me = 7.8 x 6.4 µm ; Qe = 1.2 ; Ve = 169 µm ³

    Warzenhöhe:

    (0.5) 0.6 - 0.69 (0.7) µm
    N = 10
    Me = 0.6 µm
    Das ist B2 nach Woo

    Hilarfleck:
    rundlich bis polygonal
    3.13 - 3.17 x 3.1 µm
    Me = 3.1 x 3.1 µm

    Apikulus:

    1.41 - 2 x 0.73 - 1 µm
    Q = 1.4 - 2.4 ; N = 8
    Me = 1.7 x 0.9 µm ; Qe = 1.9

    Basidien:

    4-sporig, keulig
    41.2 - 42.5 x 10.9 - 13.4 µm
    Q = 3.1 - 3.9 ; N = 5
    Me = 41.6 x 12.1 µm ; Qe = 3.5

    Sterigmen:
    4.94 - 6.8 µm
    N = 4
    Me = 5.9 µm

    Zystiden:
    38.3 - 63.06 x 10.3 - 12.1 µm
    Q = 3.2 - 6.1 ; N = 5
    Me = 45 x 11.4 µm ; Qe = 4


    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]Pileozystiden:
    keine gefunden

    Hyphen-Endzellen und inkrustierte Primordialhyphen:

    zylindrich bis leicht kopfig, septiert, gegabelt
    4 - 6.1 µm
    N = 16
    Me = 4.8 µm
    Inkrustierungen teils bis 5 µm groß

    [/font]
    [font="Arial"]

    Extra lange inkrustierte Primo mit 140 x 4 µm mit Karbolfuchsin gefärbt
    (Sorry für das aschechte Bild - damals wusste ich noch nicht so recht mit Karbolfuchsin umzugehen):

    [/font]
    [font="Arial"]Es kamen folgende Täublinge in Betracht:
    [/font]
    [font="Arial"]Weißblättriger Reif-Täubling (Russula azurea)
    makroskopischer Volltreffer, die Sporen sind etwas zu klein aber mit nur N = 29 wohl noch OK.

    Fleischroter Speise-Täubling (Russula vesca)

    Passt optisch nicht, die Huthaut-Konsistenz passt nicht wirklich, der Hutrand (nicht zurückgezogen) passt nicht, die Stielfleischkonsistenz passt nicht, die Sporen sind zu groß, er müsste Pileozystiden haben und dürfte keine inkrustierten Primordialhyphen haben.

    Blaugrüner Reif-Täubling (Russula parazurea)

    Die Steilbereifung passt nicht, die Stielfleischkonsistenz passt nicht, die Sporen sind zu groß, das Sporenornament passt nicht, er müsste Pileozystiden haben und dürfte keine inkrustierten Primordialhyphen haben.

    Samt-Täubling (Russula amoena)

    Die Huthaut-Konsistenz passt nicht wirklich, die olive-ocker-Töne passen nicht, der Geruch passt nicht könnte aber noch sein, der weiße Stiel und die restliche Optik passt überhaupt nicht, die Stielfleischkonsistenz passt nicht, die Sporen sind zu groß.

    [/font]
    [font="Arial"]Damit nenne ich diesen optisch wirklich sehr schönen Fund Weißblättriger Reif-Täubling (Russula azurea):


    Ein stark zerfressenes Exemplar half ebenso bei der Bestimmung:

    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]Und noch ein Täubling...
    [/font]
    [font="Arial"]Fundnummer: 2016-07-01-1559
    [/font]
    [font="Arial"]Makrodaten:
    [/font]
    [font="Arial"]Fundort: ca. 550 müNN. ca. N50, O12, bei Kiefer und Fichte.
    Fundzeit: 01.07.2016
    Wuchsform: einzeln
    Hutform:
    konvex abgeflacht, Mitte vertieft
    Huthaut-Konsitenz: matt
    Huthaut-Farbe: weinrot, Zentrum fast schwarz
    Huthaut-Abziehbarkeit: 1/2 abziehbar
    Fleischfarbe unter Huthaut
    : vilolett-rosa
    Hut-Fraßstellen-Rand-Verfärbung: unverändert violett-rosa
    Hutrand: rundlich, kaum gerieft
    Lamellen: rührei-gelb, Y-Gabeln, keine Zwischenlamellen, leichte Queradern, mittel-weit entfernt stehend
    Lamellensprödigkeit: spröde (splitternd)
    Lamellen-Stielübergang:
    ausgebuchtet angewachsen
    Stiel:
    weiß, glatt, kaum runzelig, zylindrisch,
    schwammig ausgestopft, beim Trocknen kaum gilbend
    Fleisch: weiß, keine Verfärbungen,
    beim Trocknen kaum gilbend
    Verfärbungen auf Druck: keine (weder innen noch außen)
    Stielbasis: rund
    Größe: Hutdurchmesser ca. 6 cm, Stiellänge ca. 5 cm, Stieldurchmesser ca. 10 mm
    Sporenpulverfarbe: Pantone 141U
    = ████ - das ist eine sehr genaue Romagnesi-Farbe --> Am besten passt IVc im direkten Vergleich mit der Romagnesi-Tafel.
    Geruch: völlig neutral (auch Stielbasis Geruch = neutral), auch zerrieben neutral, kein Jodoform-Geruch
    Geschmack: völlig
    mild (unmittelbar und auch nach 1 Minute Kauen)

    Ich nahm prophylaktisch die Sporendaten auf:
    [/font]
    [font="Arial"]Mikrodaten:
    [/font]
    [font="Arial"]Sporen:
    (6.7) 7.2 - 8.2 (8.3) x (5.7) 6 - 6.6 (7.2) µm
    Q = (1.1) 1.2 - 1.26 (1.3) ; N = 42
    V = (117) 135 - 183 (214) µm ³
    Me = 7.7 x 6.3 µm ; Qe = 1.2 ; Ve = 162 µm ³

    Warzen:
    dickwarzig, zylindrisch bis babyschnullerförmig
    (0.4) 0.5 - 0.7 (0.9) µm
    N = 45
    Me = 0.6 µm

    Ornament:

    Teils perlschnurartig verbunden, bis zebriert, durch dünnere Stege zu partiellem Netzwerk verbunden.
    Das ist C2/E2 nach Woo

    [/font]
    [font="Arial"]Hilarfleck:
    Polygonal bis oval
    2.23 - 2.66 µm
    N = 3
    Me = 2.4 µm

    Apikulus:
    1.43 - 1.7 x 0.8 - 0.9 µm
    Q = 1.5 - 2.1 ; N = 8
    Me = 1.6 x 0.8 µm ; Qe = 1.9


    [/font]
    [font="Arial"]Mit diesen Daten kamen nur 3 Täublinge in die Engere Wahl:
    [/font]
    [font="Arial"]Kiefern-Täubling (Russula cessans)
    Makroskopischer und mikroskopischer Volltreffer.

    Amethyst-Täubling (Russula amethystina)
    Es war kein Jodofom-Geruch bemerkbar, das Ornament stimmt nicht, die Warzenform stimmt nicht

    Jodoform-Täubling (Russula turci)
    Es war kein Jodofom-Geruch bemerkbar, die Huthaut-Abziehbarkeit stimmt nicht, das Sporenpulver ist zu dunkel, die Warzen sind zu hoch, die Warzenform stimmt nicht

    Hier war für mich klar - das kann nur der Kiefern-Täubling (Russula cessans) sein:

    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]Fundnummer: 2016-07-01-1611

    Der nächste ist wieder kein Speisepilz aber nicht so oft bei uns zu sehen
    [/font]
    [font="Arial"]Narzissengelber Wulstling (Amanita gemmata)[/font][font="Arial"]:
    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]Und nochein Täubling zum Abschluss der Tour...
    [/font]
    [font="Arial"]Fundnummer: 2016-07-01-1632
    [/font]
    [font="Arial"]Makrodaten:
    [/font]
    [font="Arial"]Fundort: ca. 550 müNN. ca. N50, O12, bei Fichte und Kiefer
    Fundzeit: 01.07.2016
    Wuchsform: paarweise
    Hutform:
    bereits jung konvex, Mitte vertieft (auch bei jungem Exemplar)
    Huthaut-Konsistenz: glatt, radialrunzelige Oberflächentextur, weder richtig glänzend, noch richtig matt
    Huthaut-Farbe: jung: weinrot-rosa mit braunen flecken, alt: Rand grau, Mittelbereich fleischrosa, Mitte ocker
    Huthaut-Abziehbarkeit: 1/2 abziehbar
    Fleischfarbe unter Huthaut:
    wie Huthaut gefärbt
    Hut-Fraßstellen-Rand-Verfärbung: ungefärbt
    Hutrand:
    ungerieft, Huthaut nicht hochgezogen
    Lamellen: cremeweiß, viele Y-Gabeln am Stiel, keine Zwischenlamellen
    Lamellensprödigkeit: vergessen zu testen
    Lamellen-Stielübergang:
    gerade angewachsen
    Stiel:
    weiß, beim Trocknen kaum gilbend, fein runzelig, zylindrisch, auch alt voll und sehr fest
    Stielbasis: leicht zugespitzt, etwas braunfleckig, grubig-faltig
    Fleisch: weiß, beim Trocknen kaum gilbend
    Verfärbungen auf Druck: keine (weder innen noch außen)
    Größe: Hutdurchmesser 4-6 cm, Stiellänge 3-5 cm, Stieldurchmesser ca. 15 mm
    Sporenpulverfarbe: zwischen Ib und IIa im direkten Vergleich mit der Romagnesi-Tafel.
    Geruch: völlig neutral
    Geschmack: nussig mild (unmittelbar und auch nach 1 Minute Kauen)

    [/font]
    [font="Arial"]Es kamen nur Frauen-Täubling (Russula cyanoxantha) und Fleischroter Speise-Täubling (Russula vesca) in Betracht.
    Ich machte ein kurze mikroskopische Untersuchung der Sporen:

    Mikrodaten:
    Sporen:
    (5.5) 5.8 - 6.6 (7.5) x (4.5) 4.9 - 5.7 (6.1) µm
    Q = (1) 1.1 - 1.3 (1.4) ; N = 76
    V = (57) 74 - 111 (131) µm3
    Me = 6.2 x 5.2 µm ; Qe = 1.2 ; Ve = 90 µm3

    Warzen:
    (0.2) 0.23 - 0.5 (0.6) µm
    N = 26
    Me = 0.4 µm

    Ornament:
    undeutliche winzige linienartige einzelne Verbindungen.
    Das ist B1 nach Romagnesi und Woo

    Apikulus:
    (1.1) 1.2 - 1.6 (1.8) x (0.6) 0.64 - 1.3 (1.4) µm
    Q = (1.2) 1.3 - 2 ; N = 9
    V = 0 - 1 (2) µm ³
    Me = 1.4 x 0.9 µm ; Qe = 1.7 ; Ve = 1 µm ³



    Die Sporengröße schließt cyanoxantha aus.
    Das ist der Fleischroter Speise-Täubling (Russula vesca):

    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]Hier die Ausbeute der Tour... ;)
    [/font]
    [font="Arial"]

    Lecker war's!

    [/font]
    [font="Arial"]Hier noch schnell eine Zugabbe...

    06.07.2016: Ganz schnell: 2 Arten

    Gganz nebenbei fand ich an diesem Tag 2 Arten die ich Euch natürlich nicht vorenthalte...


    Fundnummer: 2016-07-06-1731

    Fundort:
    ca. 550 müNN. ca. N50, O12, auf trockener Wiese (Lehmboden) bei Hainbuche, Linde und Weißdorn
    Fundzeit: 06.07.2015
    Wuchsform: gesellig
    Hutform:
    jung: kugelig, alt: konvex
    Huthaut-Konsistenz: feucht: leicht klebrig, glänzend, trocken: eher matt
    Huthaut-Farbe:
    hell-oliv bis gelblich-oliv, fast weiß, Zentrum hellbraun oder braunfleckig
    Huthaut-Abziehbarkeit:
    3/4 abziehbar
    Fleischfarbe unter Huthaut: weiß
    Hut-Fraßstellen-Rand-Verfärbung: keine Fraßstellen
    Hutrand:
    jung und alt: kaum gerieft
    Lamellen:
    jung: creme, alt: orange, keine Queradern am Grund, wenig Y-Gabeln, keine Zwischenlamellen
    Lamellensprödigkeit:
    vergessen zu testen
    Lamellenschneiden: ohne Besonderheiten
    Lamellen-Stielübergang:
    tief ausgebuchtet angewachsen
    Stiel: weiß, nicht verfärbend oder fleckend, aber an Madenlöchern gelbbraun, bei Berührung nicht gilbend, bei Verletzung nicht gilbend, weich, schwammig/wattig ausgestopft, keulig, minimal gerunzelt, beim Trocknen kaum gilbend
    Stielbasis: rund, etwas braunfleckig
    Fleisch: weiß (nicht ocker im Stiel), beim Trocknen kaum gilbend
    Größe: Hutdurchmesser 4-7 cm, Stiellänge 4-6 cm, Stieldurchmesser ca. 15 mm
    Sporenpulverfarbe:
    IVd im direkten Vergleich mit der Romagnesi-Tafel.
    Geruch: schwach fruchtig, minimal nach Jodoform
    Geschmack: mild (auch nach längerem Kauen)

    [/font]
    [font="Arial"]Hier traue ich mich diesen als Hainbuchen-Täubling (Russula carpini) ohne weitere Untersuchung zu benennen:

    [/font]
    [font="Arial"]
    [/font]
    [font="Arial"]

    Fundnummer: 2016-07-06-1815

    Einer meiner Lieblings-Speisepilze: der Safran-Scheidenstrifling (Amanita crocea):


    Das war's für heute....
    Beste Grüße
    Dieter
    [/font]

    Hallo Jens,
    FN: Sicher keine statistische Angabe sondern klassische mit CR=90% (Siehe Seite 21). Dimensionsformeln können deshalb sicher nicht statistisch sein, da oft ein Wert fehlt - das ist bei statistiecher Angabe nicht möglich.


    Pilze der Schweiz: keine Angabe gefunden - Alle Dimensionsformeln die ich in PDS finde sind klassisch, nicht statistisch.


    Russula in Bayern & Gröger: keine Angabe gefunden - Dimensionsformeln können sicher nicht statistisch sein da oft ein Wert fehlt - das ist bei statistiecher Angabe nicht möglich. Zudem sind alle Dimensionsformeln in klassischer Schreibweise.


    Du irrst Dich also in allen Fällen.
    Kannst Du näher erklären warum Du dachtest es wären dort statistische Dimensionsformeln dargestellt?
    Beste Grüße
    Dieter

    Danke Jens,
    die Werke habe ich alle außer die Ramariamonographie (aber du schreibst dort 80% Konfidenzintervall - kann ja dann nicht statistisch sein - es sei denn er hat etwas mir für den Mykologiebereich ganz unbekannes gemacht und mit 1,281552 × Sigma gerechnet - egal - das Buch hab ich eh nicht) - die anderen schaue ich mir an und melde mich.
    Beste Grüße
    Dieter

    Hallo Stefan,
    finde ich auch. Ist wirklich nicht sooo kompliziert... also kein Angst - immer ran. Ich mache in meinem Leben außerhalb der Pilze Sachen die viel, viel komplizierter sind als die paar Formeln - oder Pilzbestimmung - deshalb erscheint mir mein eigener Eingangsbeitrag alles andere als kompliziert - eher so als: "Das was ich hier geschrieben hab hab ich vor einem Jahr gesucht und nirgends finden können"... Also, wenn es für einige Forianer nicht verständlich ist, oder komliziert erscheint.... ich versuchte es so einfach wie möglich zu schreiben da ich ja auch ein paar mal gefragt wurde was denn "N" und "Sigma" ist - und wie ich das mache usw...
    Ihr kennt mich ja von früher - ich bin mehr ein makroskopierer als ein mikroskopierer und das ändert sich auch nicht.
    ;) in diesem Sinne - Schwammern macht auch ohne Mathematik Spaß...
    Beste Grüße
    Dieter

    Hallo Jens,



    ich finde es, im Gegensatz zu meinen Vorrednern toll, dass sich jemand so intensiv mit der Sporengrößenproblematik auseinandersetzt.


    Danke danke ;)



    Aber ohne Kritik kommst du leider auch von meiner Seite nicht davon.


    Immer her damit ;)



    (ähm, wie zitiert man eigentlich in diesem Forum???)


    Code
    [quote='Krötenhocker','https://www.newboard.pilzforum.eu/board/index.php?thread/&postID=363084#post363084']TEXT[/quote]



    Wenn die Sporen-Werte in der Literatur bisher statistisch angegeben wurden, dann i.d.R. mit 95% Konfidenz.


    Ich suche schon lange ein Beispiel dafür - gut dass Du hierzu etwas kennst.
    Welche Bücher sind das? - bitte nenne mir soviele Bespiele wie möglich.



    Welches Statistik-Programm verwendest du?


    Excel.


    Beste Grüße
    Dieter

    Hallo Öhrling,
    ;)
    Nein, hier zähle ich die Anzahl der gefundenen ab- oder angeösten Hüllen (falls überhaupt sichtbar) im Verhältnis zu den Sporen auf dem Bild(ern) und ordne sie dann dem Schlüssel auf Seite 23 ungefähr zu mit Toleranz Px ±1. Wenn ich es nicht erkennen kann, lass ich das Merkmal als "unsicher" offen.
    Beste Grüße
    Dieter


    Und damit schaffst du 125 Sporen in 10 Minuten, wie du weiter oben geschieben hast? Aus meiner Sicht erstaunlich, denn ich halte aus meiner eigenen Erfahrung die von Rada angegebene Quote von 2 bis 3 Sporen pro Minute für realistisch.


    10 Minuten waren geschätzt - moment ich probier es aus. mach jetzt nur mal schnell 25 Stück, das mal 5..
    Los gehts...
    20:48:00
    20:49:32 war ich fertig also 92 Sekunden mal 5 = 460 Sekunden also 7,66 Minuten.
    Gut hatte ich mich verschätzt, aber es kommt ja noch ein bissl Finetuning hinzu, dann sind es 10 Minuten.
    Länger dauert das wirklich nicht und dann sind wirklich alle oben genannten Ergebnisse fix und fertig.
    Beste Grüße
    Dieter


    mich würde interessieren, wie das Tool mit dem altbekannten Problem umgeht, "richtig" liegende Sporen in Sekundenschnelle zu identifizieren.
    Denn wenn "falsch" liegende Sporen in die Messreihe mit aufgenommen und vermessen würden, wäre dies ja fatal für die Messreihe... Wenn das Tool diese Fähigkeit hätte, wäre es freilich sensationell, aber ich stelle mir vor, dass so etwas irre schwer zu programmieren sein muss.


    Da hast Du vollkommen Recht Ohrling - danke für den Hinweis.
    Wenn es interessiert (was ich nicht glaube) kann ich gerne einmal einen Bericht schreiben wie ich das mache, was ich hier nicht beschrieben habe.
    Also das Vorbereiten bis zu den aufgenommenen Daten.
    Das Tool in diesem Fall bin ich selbst. Meine Software identifiziert nicht die Konturen von Ojekten so wie es die Mikroskop-Softwares inzwischen tun.
    Ich selbst schaue mir die Sporen an, prüfe ob Spore an der Spitze und am Popo scharf ist - wenn ja, messe ich sie, wenn nein - messe ich sie nicht.
    Ich habe ein automatiesiertes Verfahren vor einem Jahr mal ausprobiert - hat mich nicht überzeugt.
    In der Sporensequenz die ich immer aufnehme sehe ich dann meistens gut wenn ich mal nicht aufgepasst habe und schmeisse die falsch liegende Spore wieder per Mausklick raus.
    Aber: Da ich immer die Differenz vom Median zum arithmetischen Mittel im Sichtfeld habe, sowie ein Tool dass mir die Abweichung der Messreihe von der Gausschen Normalkurve anzeigt (Schaltet irgendwann von rot auf grün) weiß ich eigentlich ob meine Sporenmessung a) OK ist und b) genügend sporen gemessen sind.
    Wenn ich Euch beschreibe wie das geht - dann erschlagt ihr mich mit einem Baumschwammer - also halt ich jetzt lieber die Klappe ;-)))
    Ich bleibe also "Handmesser" weil ich da selbst entscheiden kann, was gemessen wird und was nicht.



    Jetzt bitte nicht böse sein, aber die Art wie du dein Equipment beschreibst (bzw. deine eigene Fachkompetenz: "absoluter Anfänger", "grobe Grundkenntnisse" usw.), erzeugt nicht gerade Vertrauen in die Leistungsfähigkeit des Tools. Es arbeitet, das ja, aber liefert es auch zuverlässig richtige Ergebnisse, die dem von dir vertretenen Anspruch genügen?


    Ganz klar: Ja, allerdings nur dann wenn der Glasmaßstab für die damalige, sehr aufwändige Kalibrierung auch gestimmt hat.
    Die Kalibrierung ist ein extra Thema, mit einiger Mathematik. Wenn das interessiert kann ich gerne mal beschreiben wie ich das gemacht habe. (Aber da werd ich wieder Watschen bekommen wegen der Klugscheisserei - macht mir aber natürlich nichts)
    Das Kalibrieren hat bei mir länger gedauert als z. B. das Sporenmesstool zu basteln.
    Sofern also der Glasmaßstab stimmt (davon muss ich ausgehen) ist das Verfahren viel, viel genauer als für uns Schwammerer nötig.


    Beste Grüße
    Dieter

    Hallo Ralf,



    Du scheinst nicht nur über ein erhebliches technisches Wissen, sondern auch über das dazu nötige Equipment zu verfügen. Dazu meinen Respekt.


    Hmm... naja.. also eigentlich eher nicht so wiklich... Mein Equipment traue ich ja gar nicht zu beschreiben so primitiv ist das:
    - Ein gebraucht gekauftes Bresser TRM-301 Mikroskop mit Glasmikrometer. (Messokular hab ich nicht, war zu teuer)
    - Eine echt klapprige Canon 100D
    - Ein USB Kabel
    - Einen uralten selbst gebauten Computer mit Windows XP.
    - Nur Freeware oder meist selbst "geschriebene" Tools. Nix gekauftes. Auch kein Photoshop. Programmieren? - oh weh... gerade mal so grobe Grundkenntnisse vorhanden.
    Mehr hab ich nicht.



    Deine Anleitung ist sicher hochwissenschaftlich richtig, aber ich teile die schon geäußerten Bedenken, dass sich damit Menschen abschrecken lassen, sich ein Mikroskop anzuschaffen. Denen sei gesagt, dass es auch und gut einfacher geht.


    OK, verstehe und bestätige. Es ist so wie es Rada sagt.



    Davon ab, nicht böse sein, verschiebe ich den Thread ins Mikroskopieforum. Dafür ist das da.


    Danke für's verschieben.
    ;)
    Beste Grüße
    Dieter

    Hallo Stefan,



    2. Habt ihr den Hebeloma-Fungi-Europaei-Band da?


    Ja.



    3. Habt ihr Ursula Eberhardt schon mal konktaktiert?


    Ja. Wir warten auf Antwort.



    Kommen wir zurück zu der Sporengrößenauswertung. Ich vermesse "zufällig" 20-30 Sporen und notiere mir die jeweiligen Größen und gebe die Minimal- und Maximalwerte der Sporenlänge und Breite an.


    Oh, ja verstehe, aber soviel Zeit hätte ich nicht.



    Ansonsten halte ich das eher für vertane Zeit;


    Ähhm... naja, also die Werte von 20-30 Sporen "notieren" dauert aber bestimmt länger...
    Moment - ich probiere es jetzt sofort aus.


    Aufgabe: 25 Sporen vermessen und alle Ergebnisse auf den Bildschirm haben.
    Start um 19:49:00 Uhr...
    19:51:16 Uhr war ich fertig und habe folgendes Ergebnis auf dem Bildschirm - fertig formatiert für's Forum incl. Diagramme:


    Ermittelte Dimensionswerte allgemeingültig:


    Messwertanzahl: n = 25


    arith. Mittelwert Me von L × B: 9,21 × 5,14 µm
    arith. Mittelwert Me von Q: 1,8
    arith. Mittelwert Me von B/L: 0,561
    arith. Mittelwert Me von V: 128 µm ³


    Standardabweichung S. D. von L × B: 0,66 × 0,36 µm
    Standardabweichung S. D. von Q: 0,18
    Standardabweichung S. D. von B/L: 0,056
    Standardabweichung S. D. von V: 20 µm ³


    Median von L × B: 9,08 × 5,05 µm
    Median von Q: 1,79
    Median von B/L: 0,561
    Median von V: 125 µm ³


    Dimensionsformeln klassische Darstellung mit 80%-Standardbereich:
    L × B für 80% CR: (8,16) 8,55 - 10,11 (10,5) × (4,42) 4,77 - 5,56 (6,06) µm
    Q für 80% CR: (1,48) 1,56 - 1,99 (2,16)
    B/L für 80% CR: (0,462) 0,501 - 0,641 (0,674)
    V für 80% CR: (88) 109 - 152 (173) µm ³


    Dimensionsformeln klassische Darstellung mit 90%-Standardbereich:
    L × B für 90% CR: (8,16) 8,36 - 10,33 (10,5) × (4,42) 4,67 - 5,71 (6,06) µm
    Q für 90% CR: (1,48) 1,5 - 2,09 (2,16)
    B/L für 90% CR: (0,462) 0,479 - 0,665 (0,674)
    V für 90% CR: (88) 103 - 158 (173) µm ³


    Dimensionsformeln statistische Darstellung mit 68%-Vertrauensbereich:
    L × B für 68% CR: 8,54 [9,07; 9,34] 9,87 × 4,78 [5,07; 5,22] 5,5 µm
    Q für 68% CR: 1,62 [1,76; 1,84] 1,98
    B/L für 68% CR: 0,505 [0,55; 0,573] 0,617
    V für 68% CR: 108 [124; 132] 148 µm ³


    Dimensionsformeln statistische Darstellung mit 95%-Vertrauensbereich:
    L × B für 95% CR: 7,91 [8,94; 9,48] 10,51 × 4,43 [5; 5,29] 5,85 µm
    Q für 95% CR: 1,45 [1,73; 1,87] 2,15
    B/L für 95% CR: 0,451 [0,539; 0,584] 0,671
    V für 95% CR: 89 [120; 136] 168 µm ³


    Also 2 Minuten 16 Sekunden. Ich hoffe Du verstehst... das kostet mich kaum Zeit.




    ebenso die Messung von 125 Sporen! 8| Was bezweckst du damit, bzw. möchtest du damit bezwecken?


    Siehe oben: Diese hohe anzahl war nur für dieses Beispiel um mal verlässliche Werte zu bekommen.
    Sonst mess ich halt so 30 Stück... oder 60... dauert ja nur ein paar Sekunden.
    Für die 125 Sporen hab ich vielleicht so 10 Minuten gebraucht und langsam gearbeitet.
    Beste Grüße
    Dieter

    Hallo Öhrling und Pablo,
    danke für Eure Beiträge.
    Oooch das ist alles nicht so zeitaufwändig wie es aussieht - wenn Ihr sehen würdest wie schnell ich so eine Sporen-Reihe aufgenommen habe und das Egrebnis fertig auf dem Bildschirm ist, würdest Ihr verstehen. Aber ich verstehe schon, dass nicht jeder sich ein solches Tool machen kann. Das ist hat einfach so ein Hobby von mir - Schwammerbstimmungstools jeder Art zu basteln und zu nutzen. Es ist also kein Aufwand mehr für mich eine solche Messreiehe auszuwerten. Ab den Zeitpunkt wenn ich das Präparat unter des Mikroskop scharf gestellt habe dauert es - sagen wir mal 60 Sekunden wenn so 30 Sporen messe Live messe und ALLE oben genannten Ergebnisse sind dann bereits auf dem Bildschirm fix und fertig. Das mache ich aber normaler Weise nicht sondern mache ein paar Bilder - dann dauert es sagen wir mal so 5 Minuten maximal pro Messreihe, da hab ich dann aber schon ein Sporensequenzbild und die Diagramme und den HTML Code für's Forum dabei. ;) Ich bin halt ein fauler Mensch....
    Beste Grüße
    Dieter

    Sporenmessung - genau genommen

    Liebe Pilzfreunde,
    Ich habe hier einmal die Problematik der Sporenmessung näher beleuchtet - da dieses Thema erstens gut zu einem aktuellen Problemfall einer Hebeloma-Bestimmung passt und zweitens, dass ich die PNs die ich dazu bekommen habe damit einigermaßen beantworten kann. Per PN war diese Erklärung wie wir gleich sehen nicht so umfangreich machbar.
    Für die Profis unter Euch: Bitte entschuldigt die oft dilettantische mathematische Ausdrucksweise - ich habe versucht es "verständlich" zu schreiben und Fachausdrücke versucht zu vermeiden. Vielleicht kann der ein oder andere Mathe-Profi dazu noch etwas mehr beitragen als ich, da ich ja nur ein praktischer Anwender der ganzen Rechnerei bin.

    Los geht's...
    Vielleicht hat sich der ein oder andere genau wie ich schon mal gefragt wie man Sporen eigentlich "richtig" misst.
    Hier meine ich nicht die Technik der Messens an sich, auch nicht das Präparieren, Kalibrieren und das Mikroskopieren, sondern das Auswerten der Daten nach der Datenaufnahme.
    Wer sich näher damit beschäftigt hat wird festgestellt haben, dass das Thema nicht so ganz trivial ist - ganz im Gegenteil.

    Nehmen wir also mal an wir haben die Sporen, oder auch andere Elemente richtig vermessen und es liegt eine Messreihe vor.
    Wie geht es dann weiter?
    Es gibt in der Mykologie verschiedene Arten um Maße darzustellen. Bevor man die selbst aufgenommenen Daten auswertet muss man eigentlich wissen, welche Art der Datenauswertung der Autor der Vergleichsliteratur verwendet hat um entscheiden zu können, welche Methode man selbst für den Literaturvergleich anwenden muss.
    Sollte man die "falsche" Methode angewendet haben ist das gar nicht tragisch, so lange man die Messreihe aufbewahrt hat kann man nämlich diese in alle Darstellungsarten umwandeln.

    1. die klassische Form der Darstellung von Maßen mit 80% Standardbereich
    In den meisten Publikationen werden Sporenmaße (sowie andere Maße von Messreihen) in der –žklassischen Form–œ angegeben.
    Jeder hat schon mal diese Darstellung gesehen:
    [font="Arial"](8.2) 8.9 - 10.3 (10.8) x (4.3) 4.9 - 5.7 (6) µm[/font].
    Wenn der Autor nichts angibt oder etwas in der Art "Standardbereich 80%" schreibt - dann handelt es sich in der Regel um diese klassische Darstellung.
    Achtung! Wenn der Autor nur so etwas schreibt:
    [font="Arial"]8.9 - 10.3 x 4.9 - 5.7 µm[/font] - oder noch ungenauer [font="Arial"]9.5 x 5.3 µm[/font], dann hatte er entweder keine Möglichkeiten die Daten zu verarbeiten, kein Wissen, wie man die Daten verarbeitet oder einfach zu weinig Sporen. In diesem Fall ist eigentlich kein richtiger Vergleich möglich, da man gar nicht weiß, was der Autor eigentlich mit der Angabe meint. Das heißt im Umkehrschluss die Angabe ist ungenau oder in machen Fällen sogar unbrauchbar.

    Die Vorgehensweise bei der Auswertung:
    Bei der –žklassischen Darstellung–œ werden alle Messungen einer Länge zunächst aufsteigend sortiert.
    Dann werden 10 –žDezile–œ daraus gebildet, wobei in jedem Dezil ungefähr die gleiche Anzahl an Messwerten ist.
    –žUngefähr–œ nur dann wenn die Messwertanzahl nicht durch 10 ganz-zahlig teilbar ist.
    Sind Beispielsweise 74 Messungen vorhanden –“ wie im folgenden Beispiel, sind 7 oder 8 Messungen in einem Dezil.
    Nun berechnet man zunächst die Dezile wie folgt:
    Ein Dezil ist eine Sonderform eines Qunatils.
    Ein Quantil ist nichts anderes, als eine Grenze die angibt, wie viele Werte über oder unter einem bestimmten Wert liegen oder - für die Abiturienten unter Euch: Es ist die Umkehrfunktion der kumulativen Verteilungsfunktion.
    Es kann also die Aussage daraus getroffen werden:
    - im ersten Dezil - also im untersten 10%-Abschnitt befinden sich z.B. 8 Messwerte,
    - im ersten und zweiten Dezil - bis zum 20%-Abschnitt befinden sich z.B. insgesamt 15 Messwerte,
    usw.

    Der Abstand zwischen dem 10%-Dezil und dem 90%-Dezil nennt man Interdezilbereich - und das ist dann in der folgenden Angabe –žmin–œ und –žmax–œ
    (kleinster Extremwert) min - max (größter Extremwert)
    Der Standardbereich ist also –ž80% breit–œ - unmathematisch aber verständlich ausgedrückt.
    Grafisch dargestellt sieht das so aus:


    Um nun beispielsweise Grenzwert x für das 10%-Dezil p0,1 (oder die anderen) zu berechnen können wir die allgemeine Quantilformel anwenden:


    x1...xn sind die Messwerte
    p ist das jeweilige Quantil
    n ist die Anzahl der Messwerte

    Machen wir das beispielsweise für 74 Messwerte für das 10%-Dezil:
    n
    [font="Times New Roman"] ·[/font] p = 74 x 0,1 = 7,4[font="MS Mincho"] ∉ ℤ[/font]
    somit
    x[font="Lucida Sans Unicode"]⌈[/font][font="Times New Roman"]n [/font][font="Times New Roman"] ·[/font][font="Times New Roman"] p[/font][font="Lucida Sans Unicode"]⌉=[/font]x[font="Lucida Sans Unicode"]⌈[/font][font="Times New Roman"]74 ·[/font][font="Times New Roman"] 0,1[/font][font="Lucida Sans Unicode"]⌉ = [/font]x[font="Lucida Sans Unicode"]⌈[/font][font="Times New Roman"]7,4[/font][font="Lucida Sans Unicode"]⌉[/font][font="Lucida Sans Unicode"] = [/font]x[font="Times New Roman"]8[/font]

    Eine weitere (genauere) Möglichkeit ist das Verfahren der linearen Interpolation mit dem Ansatz:

    Das heißt es wird noch eine Gerade zwischen 2 Werten gebildet und der Mittelwert interpoliert.
    Setzt man für p=0,1 und p=0,9 ein - kann man quasi die min und max-Werte für die Sporenmaßformel direkt berechnen.
    Es ist zu erwähnen, dass es noch weitere Quantil-Berechnungsverfahren gibt, die alle etwas unterschiedliche Werte liefern.
    Für die Pilzbestimmung ist selbst das ungenaueste genau genug - damit ist nicht weiter von Bedeutung welches Verfahren man verwendet - Hauptsache man verwendet eines.

    2. Berechnung des Mittelwertes:
    Genau so wichtig ist es, den richtigen Mittelwert zu bestimmen.
    In der Literatur findet man oft den Begriff "average" oder "mean".
    Diese Begriffe bedeuten exakt das gleiche.

    Der Mittelwert dieser, wie auch der gleich erklärten Methode ist der arithmetische Mittelwert der Messreihe, also:

    Das war es auch schon.
    Oft wird der Mittelwert so dargestellt (unterstrichener Wert)
    [font="Times New Roman"](8.2) 8.9 - [/font][font="Times New Roman"]9.5 [/font][font="Times New Roman"]- 10.3 (10.8) x (4.3) 4.9 - [/font][font="Times New Roman"]5.3[/font][font="Times New Roman"] - 5.7 (6) µm[/font]


    Bitte beachtet dass der Mittelwert ein genau so wichtiges Bestimmungsmerkmal sein kann wie kleinster Extremwert, min, max und größter Extremwert!
    Der arithmetische Mittelwert ist übrigens für alle weiteren Darstellungsformen der "Dimensionsformel" gleich.
    Achtung: Oft findet man in der Literatur die Angabe eines Bereiches. Da steht zum Beispiel "average spore width: 5 - 7 µm".
    Man könnte hier fehl-interpretieren dass dies ein Standardbereich ist - also z. B. 80% der Sporen 5 - 7 µm breit sind.
    Das ist nicht so, sondern "average spore width: 5 - 7 µm" bedeutet dass der arithmetische Mittelwert der Sporenbreite im Bereich 5 - 7 µm liegt.
    OK, wir haben also nun schon insgesamt 5 bestimmungsrelevante Werte ermittelt.
    Aber es gibt noch viele mehr (wie wir sehen werden).

    Wir erkennen schon jetzt...

    Aus diesem Wissen ergibt sich, dass eine bestimmte Anzahl an Messungen gemacht werden muss um überhaupt –žmin–œ und –žmax–œ aussagekräftig berechnen zu können.
    Ansonsten ist es nicht besonders sinnvoll z.B. die Sporenmaße welche man misst mit Literaturwerten zu vergleichen.
    Erb/Matheis geben in Ihrem Buch "Pilzmikroskopie" eine minimale Anzahl von 30 Messungen an (also bei 30 Sporen 30 mal die Länge und 30 mal die Breite = 60 Messwerte).
    Dies ist jedoch nur ein grober Richtwert.
    Eigentlich ist nämlich die Anzahl der zu messenden Sporen (oder anderer Objekte) von der –žStandardabweichung–œ abhängig –“ was das ist erfahren wir gleich.
    Je unterschiedlicher also die Messobjekte (z. B. Sporen) in den Abmessungen sind, umso mehr Sporen muss man messen.
    Wie viele Sporen zu messen sind, kann man stochastisch ausrechnen (dazu in einem späteren Bericht mehr, falls es jemand interessiert).
    Es ist also nicht sehr sinnvoll, wenn man durch ein Messokular mal hier, mal da eine Spore misst und dann versucht, damit einen aussagekräftigen Vergleich mit Literaturwerten zu machen.
    Das bedeutet: Es ist unumgänglich eine Messreihe aufzunehmen und die hier genannten Schritte zu gehen. Daran kommt man nicht vorbei.
    Ausnahmen gibt es natürlich, wenn z.B. zu wenig Sporen vorhanden sind, oder wenn man sich mit "cf" einfach mal zufrieden gibt.

    Praxisbeispiel von einer unbekannten Hebeloma:
    Derzeit bestimme ich mit Matthias eine Hebeloma die sich weigert bestimmt zu werden.
    Diese habe ich als Bespiele für diesen Bericht gewählt - was raus kommt zeige ich Euch später in einem anderen Bericht.
    Zuerst werden also die Sporen vermessen. Entweder live am Bildschirm, oder anhand der aufgenommenen Bilder oder wie auch immer.
    Wie man diese überhaupt richtig misst (Sporenreife, Untersuchungsmedium, Kalibrierung, Aberrationskorrektur, usw., usw.) das soll dieser Bericht nicht beschreiben.

    Bei unserer Hebeloma habe ich wegen der nötigen Genauigkeit in diesem schweren Fall 125 Sporen vermessen. Folgende Messwerte nahm ich auf:
    8,33 5,08
    8,35 4,50
    8,48 4,78
    8,48 5,57
    8,48 5,15
    8,55 5,36
    8,58 5,21
    8,63 5,12
    8,65 4,49
    8,69 5,20
    8,79 5,31
    8,86 4,92
    8,86 5,61
    8,91 5,66
    8,91 5,04
    8,92 5,41
    8,92 5,59
    9,03 5,41
    9,05 4,98
    9,07 5,68
    9,07 5,28
    9,09 5,53
    9,10 5,42
    9,11 5,08
    9,12 5,19
    9,13 5,04
    9,13 5,32
    9,15 4,93
    9,15 4,69
    9,18 5,63
    9,20 5,09
    9,22 4,84
    9,23 5,01
    9,23 5,08
    9,23 5,36
    9,25 5,73
    9,25 5,57
    9,26 5,18
    9,26 5,41
    9,26 5,36
    9,29 4,88
    9,29 5,24
    9,29 4,53
    9,30 5,27
    9,31 5,23
    9,33 5,26
    9,34 5,15
    9,35 5,53
    9,36 4,82
    9,36 5,43
    9,36 4,92
    9,36 5,28
    9,37 4,81
    9,38 5,06
    9,39 5,59
    9,40 5,32
    9,41 5,20
    9,41 5,35
    9,42 4,90
    9,42 5,47
    9,44 4,95
    9,45 5,73
    9,45 5,57
    9,48 5,30
    9,49 5,11
    9,52 6,09
    9,52 5,78
    9,52 5,53
    9,53 5,30
    9,53 5,30
    9,54 5,11
    9,54 4,86
    9,55 5,06
    9,58 5,04
    9,61 5,71
    9,61 5,27
    9,67 5,66
    9,67 5,66
    9,69 4,44
    9,70 5,21
    9,72 5,53
    9,74 4,87
    9,75 5,12
    9,80 5,28
    9,81 5,70
    9,82 4,70
    9,82 5,54
    9,83 5,18
    9,84 5,63
    9,84 4,95
    9,85 5,40
    9,86 5,82
    9,87 5,40
    9,88 5,56
    9,88 5,23
    9,88 5,01
    9,89 5,70
    9,91 5,50
    9,92 5,53
    9,93 5,17
    9,94 4,94
    9,96 4,74
    9,99 5,58
    10,06 5,89
    10,09 5,85
    10,10 5,55
    10,13 5,30
    10,19 5,45
    10,19 5,53
    10,20 5,27
    10,20 6,14
    10,24 5,23
    10,25 5,18
    10,28 5,14
    10,32 5,46
    10,32 5,33
    10,33 4,76
    10,39 5,40
    10,41 4,91
    10,42 5,41
    10,43 4,66
    10,45 5,04
    10,45 5,80
    10,52 5,14
    10,57 5,34

    In einem Streudiagramm (Scatter-Plot) mit 95%-Konfidenz-Ellipse und Ursprungsgeraden aufgetragen sieht das so aus:


    Die Berechnung von Konfidenz-Ellipsen ist ein komplizierteres Thema - und für uns nicht wirklich wichtig.
    Außerdem gibt es unterschiedliche Methoden, und mehrere 95%-Ellipsen die zutreffen.

    Aus den sortierten Messwerten berechnet man also zunächst die 10 Dezile. Ich verwende mal zunächst den genauen Ansatz:

    Sowie den arith. Mittelwert mit Ansatz:


    Ergebnis für die LÄNGEN der Sporen:
    kleinster Extremwert: 8,33 µm
    10%-Dezil: 8,88 µm
    20%-Dezil: 9,128 µm
    30%-Dezil: 9,26 µm
    40%-Dezil: 9,36 µm
    50%-Dezil: 9,45 µm
    arith. Mittelwert: 9,51728 µm
    60%-Dezil: 9,61 µm
    70%-Dezil: 9,828 µm
    80%-Dezil: 9,932 µm
    90%-Dezil: 10,246 µm
    Größter Extremwert: 10,57 µm

    Nur die roten Werte sind für uns interessant und man kann diese sofort in die Form bringen:
    [font="Arial"]Sporenlänge: (8.33) 8.88 - 9.51728 [/font][font="Times New Roman"][font="Arial"]- 10.246 (10.57) µm[/font]
    [/font]

    Mit dem Ansatz:

    welchen ich üblicher Weise verwende kommt man übrigens auf:
    10%-Dezil: 8,86 µm
    90%-Dezil: 10,25 µm
    Diese geringe Abweichung ist für uns Schwammerfreunde wirklich kein Problem, und nach der Rundung ist davon sowieso nichts mehr zu erkennen.

    Das gleiche tun wir für die Breiten - und es ergibt sich die "Dimensionsformel" - gültig für die klassische 80%-Darstellung:
    Sporenlänge × Sporenbreite: (8,33) 8,88 - 9,52 - 10,246 (10,57) × (4,44) 4,848 - 5,27 - 5,672 (6,14) µm
    Dies ist die best mögliche Auswertung der Daten. Diese Berechnungsmethode verwende ich normalerweise für die Daten in meinen Berichten hier.
    Auch wenn es am Anfang kompliziert erscheinen mag - natürlich dauert das ganze bei mir nur wenige Minuten - da alles bereits per CASB (= Computer Aided Schwammer Bestimmung) automatisiert ist. ;) Genau so wie folgende Berechnungsergebnisse automatisch immer mit ausgespuckt werden.
    Das gleiche können wir auch für Q, B/L und V machen. Q ist wie Ihr sicher wisst das Länge- zu Breite-Verhältnis.
    B/L ist der Kehrwert von Q, also 1/Q. V ist das geschätzte Sporenvolumen - wie man das berechnet seht ihr weiter unten.
    Ich tue das für den Beispiel-Pilz. Ergebnis - komplett und in schöne gerundete Form gebracht:
    arith. Mittelwert Me L × B: 9,52 × 5,27 µm
    arith. Mittelwert Me Q: 1,81
    arith. Mittelwert Me B/L: 0,555
    arith. Mittelwert Me V: 139 µm ³

    und dazu einmal alle Dimensionsformeln klassische Darstellung mit 80%-Standardbereich:
    L × B für 80% CR: (8,33) 8,88 - 10,25 (10,57) × (4,44) 4,85 - 5,67 (6,14) µm
    Q für 80% CR: (1,52) 1,65 - 1,98 (2,24)
    B/L für 80% CR: (0,447) 0,504 - 0,607 (0,657)
    V für 80% CR: (89) 116 - 163 (201) µm ³


    3. die klassische Form der Darstellung von Maßen mit 90% Standardbereich
    In der modernen Pilzliteratur gibt es inzwischen eine weitere Darstellungsart der Dimensionsformeln.
    Zum Beispiel in der aktuellsten Hebeloma-Monografie (Fungi Europaei 14 von Baker, Eberhardt & Vesterholt 2016) sind die Sporenwerte sowie alle anderen Messwerte nämlich grundsätzlich nur in der 90%-Darstellung auf klassische Art berechnet und angegeben. Dort ist zu lesen "(min) 5% - 95% (max)".
    Wer dieses Werk nicht hat kann aber auch in Persoonia Volume 35 (Dezember 2015) - Seite 111 - "Decrypting the Hebeloma crustuliniforme complex: European species of Hebeloma section Denudata subsection Denudata (Agaricales)" nachlesen.
    EDIT: Auch Funga Nordica verwendet den 90% Standardbereich und die klassische Dimensionsformeldarstellung.
    Der Grund dafür war mir zunächst rätselhaft, bis ich las, dass die Autorem mit der Leica-Auswertungssoftware "QWIN" arbeiteten die eben diesen Standardbereich (vermutlich standardmäßig) auswirft und in eine Datenbank schreibt. Mit ein paar Handgriffen musste ich also meine eigenen Auswertungsroutinen und mein Ausgabeblatt um ein paar Formeln ergänzen.
    Wie berechnet man diesen 90%-Standardbereich?
    Die Vorgehensweise ist genau gleich wie beim 80%-Standardbereich, nur dass man die Messreihe nicht in 10 Dezile unterteilt sondern in 20 je 5% breite Perzentile.
    Der Standardbereich ist also nun –ž90% breit–œ (90%, weil 95% minus 5 % = 90%).
    Wir setzen also in unsere oben genannten Formeln:

    oder


    für das 5%-Perzentil p = 0,05 ein, und für das 95%-Perzentil p = 0,95.
    Ich mache das für unsere Messwertreihe oben für die Längen und bekomme folgende Ergebnisse:
    kleinster Extremwert: 8,33 µm
    5%-Perzentil: 8,59 µm
    arith. Mittelwert: 9,52 µm
    95%-Perzentil: 10,406 µm
    Größter Extremwert: 10,57 µm
    Kleinster Extremwert, arith. Mittelwert und größter Extremwert sind logischer Weise wieder die gleichen.
    Das gleiche mache ich für die Breiten und erhalte die Dimensionsformel für den 90%-Standardbereich:
    (8,33) 8,59 - 9,52 - 10,406 (10,57) × (4,44) 4,708 - 5,27 - 5,770 (6,14) µm
    Vergleichen wir diese doch einmal mit der Dimensionsformel der 80%-Standardbereich-Darstellung:
    (8,33) 8,88 - 9,52 - 10,246 (10,57) × (4,44) 4,848 - 5,27 - 5,672 (6,14) µm
    Wir erkennen den Unterschied (rote Werte) deutlich. Nun könnte man sagen - "naja macht nicht viel aus" - bei anderen Elementen - z.B. Cheilozystidenlängen macht das eben schon was aus.
    Man muss also hier, sowie in anderer Literatur genau aufpassen was man eigentlich vergleicht.
    Es wäre - speziell bei Hebeloma fatal, mit dem anderen Verfahren als angegeben die Werte zu ermitteln und dann in einem Schlüssel versuchen damit weiter zu kommen.
    In den Schlüsseln sind die Schlüsselpunkte so sehr fein unterteilt, dass kleinste Fehler im Mess- und Berechnungsverfahren in einigen Fällen schon zu einer Fehlbestimmung führen würde.
    Aber es gibt noch weitere Formen der Darstellung von Dimensionsformeln - kommen wir nun aber zunächst zu einen anderen wichtigen Wert, den wir kennen müssen um diese anderen Darstellungsarten zu verstehen.
    Das gleiche können wir auch für Q, B/L und V machen.
    Ich tue das für den Beispiel-Pilz. Ergebnis - komplett und in schöne gerundete Form gebracht:
    Alle Dimensionsformeln klassische Darstellung mit 90%-Standardbereich:
    L × B für 90% CR: (8,33) 8,59 - 10,41 (10,57) × (4,44) 4,71 - 5,77 (6,14) µm
    Q für 90% CR: (1,52) 1,6 - 2,07 (2,24)
    B/L für 90% CR: (0,447) 0,483 - 0,625 (0,657)
    V für 90% CR: (89) 112 - 168 (201) µm ³


    4. Die Standardabweichung:
    Ein bestimmungsrelevantes Merkmal von Pilzen ist die "Standardabweichung" von Sporenmaßen und anderen mikroskopischen Elementen.
    In der Literatur findet man die Angaben "S. D." für Standard deviation = Standardabweichung oder
    σ (sprich: Sigma).
    Bestimmungstechnisch sinnvoll ist die Ermittlung natürlich nur dann, wenn Vergleichswerte für diese überhaupt vorliegen, das heißt von jemandem einmal festgestellt wurden.
    Bei unserer Bespiel-Hebeloma ist dies garantiert der Fall. Die Standardabweichung - ganz einfach erklärt - gibt an, wie groß die Wahrscheinlichkeit ist, dass eine gemessene Größe vom Erwartungswert abweicht.
    Sind zum Beispiel Sporenlängen stark unterschiedlich, haben Sie eine hohe Standardabweichung.
    Genau dies wird in professioneller Literatur ausgewertet und als Merkmal angegeben.
    Die Längenverteilung von Sporen folgt oft der Gauß'schen Normalverteilung - jedoch nicht immer oder oft nur annähernd.
    Um das zu verdeutlichen habe ich einmal die Längen der Beispiel-Sporen in 9 "Bins" (Quantile) verteilt und die Häufigkeit über die Sporenlänge geplottet und die Gaussche Normalverteilung mit

    darüber gelegt:

    Man erkennt die Formabweichung deutlich.

    Wie berechnen wir aber nun diese Standardabweichung?
    Bei der Normalverteilung befinden sich immer 68,2689492% der Messwerte im Intervall der Breite von 2 Standardabweichungen (2 × σ) um den Erwartungswert (Me).
    Der Erwartungswert ist nichts anderes als der oben berechnete arithmetische Mittelwert.
    σ berechnen wir über die Gleichung:


    σ ist die Standardabweichung
    x1...xn
    sind die Messwerte
    n ist die Anzahl der Messwerte
    Me ist der arithmetische Mittelwert der Messreihe

    Für unseren Beispielpilz habe ich das gemacht. Hier das Ergebnis:
    σ der Sporenlänge: 0,5172 µm
    σ der Sporenbreite: 0,3328 µm

    Anders geschrieben:
    σxy = 0,5172 × 0,3328 µm
    Was sagt uns das nun?
    Es sagt uns:
    "Der Erwartungswert der Sporenlänge ist 9,52 µm und bei 68% der gemessenen Sporen wird die gemessene Länge innerhalb der Standardabweichung also innerhalb 9,52 µm ± 0,5172 µm also zwischen 9 und 10,03 µm liegen.
    Der Erwartungswert der Sporenbreite ist 5,27 µm und bei 68% der gemessenen Sporen wird die gemessene Länge innerhalb der Standardabweichung also innerhalb 5,27 µm ± 0,3328 µm also zwischen 4,94 und 5,6 µm liegen."
    Na das ist doch gut zu wissen, stimmt's? ;)
    Auch hier hoffe ich die Fragen zu dem von mir manchmal benutzten "Sigma" beantwortet zu haben.
    Das gleiche können wir auch für Q, B/L und V machen.
    Ich tue das für den Beispiel-Pilz. Ergebnis - komplett und in schöne gerundete Form gebracht:
    Alle Standardabweichungen sind:
    Standardabweichung S. D. von L × B: 0,52 × 0,33 µm
    Standardabweichung S. D. von Q: 0,14
    Standardabweichung S. D. von B/L: 0,042
    Standardabweichung S. D. von V: 20 µm ³


    5. Die statistische Form der Darstellung von Dimensionsformeln
    Mit diesem Wissen von Standardabweichung und
    σ werden wir nun bald auch die Darstellung wie folgt verstehen:
    Manchmal sieh man eine solche Darstellung:
    9.00 [9.47 ; 9.56] 10.03 x 4.94 [5.24 ; 5.30] 5.60 µm ; C = 68%
    oder:
    8.50 [9.43 ; 9.61] 10.53 x 4.62 [5.21 ; 5.33] 5.92 µm ; C = 95%
    Diese Dimensionsformeln sind übrigens exakt von der oben genannten Messreihe berechnet.
    Wir erkennen: Es gibt hier keinen kleinsten Extremwert und keinen größten Extremwert mehr.
    C steht für Confidence Range, das so genannte "Vertrauensbereich".
    Die Werte in dieser Darstellung sagen etwas völlig anderes aus als bei der klassischen Darstellung.
    Min [m ; M] Max
    bedeuten wenn C = 95% folgendes (für C = 68% bitte 68% einsetzten):
    a) Es besteht eine Wahrscheinlichkeit von 95% dass der Messwert (z. B. Sporenlänge) im Bereich von Min bis Max liegt. Und,
    b) es besteht eine
    Wahrscheinlichkeit von 95% dass das Intervall [m bis M]
    den arithmetischen Mittelwert der Messreihe enthält.
    Was soll das?
    Erinnern wir uns an die Standardabweichung:
    "Bei der Normalverteilung befinden sich immer 68,2689492% der Messwerte im Intervall der Breite von 2 Standardabweichungen (2 × σ) um den Erwartungswert (Me)."
    Das heißt, dass wenn C = (ca.) 68%, der Vertrauensbereich also 2 Standardabweichungen breit ist.
    Genau so bedeutet es, dass wenn C = (ca.) 95% der Vertrauensbereich also 4 Standardabweichungen breit ist.
    Und nun wissen wir sofort wie wir die Werte dieser Dimensionsformel berechnen.
    Für Min und Max müssen wir logischer Weise nur den arithmetischen Mittelwert ±Ïƒ (für C = 68%) bzw. ±2σ (für C = 95%) rechnen.
    Die Formeln dafür sind also:


    m und M berechnen wir so:

    Das war's schon - probiert es gleich mal aus.
    Das gleiche können wir auch für Q, B/L und V machen.
    Ich tue das für den Beispiel-Pilz. Ergebnis - komplett und in schöne gerundete Form gebracht:
    Alle Dimensionsformeln statistische Darstellung mit 68%-Vertrauensbereich:
    L × B für 68% CR: 9 [9,47; 9,56] 10,03 × 4,94 [5,24; 5,3] 5,6 µm
    Q für 68% CR: 1,67 [1,8; 1,83] 1,95
    B/L für 68% CR: 0,513 [0,551; 0,559] 0,597
    V für 68% CR: 119 [137; 141] 159 µm ³


    Alle Dimensionsformeln statistische Darstellung mit 95%-Vertrauensbereich:
    L × B für 95% CR: 8,5 [9,43; 9,61] 10,53 × 4,62 [5,21; 5,33] 5,92 µm
    Q für 95% CR: 1,54 [1,79; 1,84] 2,09
    B/L für 95% CR: 0,473 [0,548; 0,562] 0,637
    V für 95% CR: 100 [135; 143] 179 µm ³


    6. Die
    Mediane
    Es gibt noch mehr bestimmungsrelevante Messgrößen von Pilzteilen. Der Median ist eine nicht so bekannte.
    Die oben genannte Pilzliteratur verwendet Mediane, sogar Median-Bereiche.
    Der Median wird auch "Zentralwert" genannt und ist ein Mittelwert in der Statistik, jedoch nicht der arithmetische Mittelwert.
    Der Median teilt eine Messreihe in 2 Hälften. Auch hier muss die Messreihe wieder aufsteigend sortiert werden vor der Berechnung.
    Eben weil er in der Mitte der Messreihe liegt berechnet er sich logischer Wiese wie folgt:


    Ich habe das für unsere Beispiel-Hebeloma gemacht. Ergebnis:
    Median der Sporenlänge: 9,45 µm
    Median der Sporenbreite: 8,25 µm
    Vergleichen wir das mit dem arithmetischen Mittelwert:
    Arithmetischen Mittelwert der Sporenlänge: 9,52 µm
    Arithmetischen Mittelwert der Sporenbreite: 5,27 µm
    Wir sehen den Unterschied... aber wozu soll das gut sein?
    Der Median hat einen Vorteil in der Statistik, er ist unempfindlich gegen Ausreißer. Stellt Euch mal vor es gibt eine Riesenspore in einer kleinen Messreihe mit wenig Werten.
    Was passiert? Der Median ändert sich kaum, der arithmetische Mittelwert jedoch schießt in die Höhe.
    Die Bestimmung von Medianen hat also durchaus seine Berechtigung. Ich mache das immer, alleine zu Bestätigung des arithmetischen Mittelwertes.
    Das gleiche können wir auch für Q, B/L und V machen.
    Ich tue das für den Beispiel-Pilz. Ergebnis - komplett und in schöne gerundete Form gebracht:
    Alle Mediane sind:
    Median von L × B: 9,45 × 5,28 µm
    Median von Q: 1,8
    Median von B/L: 0,555
    Median von V: 139 µm ³


    7. Das geschätzte Sporenvolumen
    Das ungefähre Volumen - abgeleitet aus den Rotationsellipsoid-Gleichungen ist:

    Alle Volumenwerte im Überblick für unsere Beispiel-Hebeloma berechnet sehen so aus:
    Arith. Mittelwert Me von V: 139 µm ³
    Standardabweichung S. D. von V: 20 µm ³
    Median von V: 139 µm ³
    V für 80% CR: (89) 116 - 163 (201) µm ³
    V für 90% CR: (89) 112 - 168 (201) µm ³
    V für 68% CR: 119 [137; 141] 159 µm ³
    V für 95% CR: 100 [135; 143] 179 µm ³


    8. Mein Ausgabeblatt einer Messung
    Das vollständige numerische Ausgabeblatt - welches ich Euch noch nie gezeigt habe schaut bei mir also so aus:

    Ermittelte Dimensionswerte allgemeingültig:
    Messwertanzahl: n = 125

    arith. Mittelwert Me von L × B: 9,52 × 5,27 µm
    arith. Mittelwert Me von Q: 1,81
    arith. Mittelwert Me von B/L: 0,555
    arith. Mittelwert Me von V: 139 µm ³

    Standardabweichung S. D. von L × B: 0,52 × 0,33 µm
    Standardabweichung S. D. von Q: 0,14
    Standardabweichung S. D. von B/L: 0,042
    Standardabweichung S. D. von V: 20 µm ³

    Median von L × B: 9,45 × 5,28 µm
    Median von Q: 1,8
    Median von B/L: 0,555
    Median von V: 139 µm ³

    Dimensionsformeln klassische Darstellung mit 80%-Standardbereich:
    L × B für 80% CR: (8,33) 8,88 - 10,25 (10,57) × (4,44) 4,85 - 5,67 (6,14) µm
    Q für 80% CR: (1,52) 1,65 - 1,98 (2,24)
    B/L für 80% CR: (0,447) 0,504 - 0,607 (0,657)
    V für 80% CR: (89) 116 - 163 (201) µm ³

    Dimensionsformeln klassische Darstellung mit 90%-Standardbereich:
    L × B für 90% CR: (8,33) 8,59 - 10,41 (10,57) × (4,44) 4,71 - 5,77 (6,14) µm
    Q für 90% CR: (1,52) 1,6 - 2,07 (2,24)
    B/L für 90% CR: (0,447) 0,483 - 0,625 (0,657)
    V für 90% CR: (89) 112 - 168 (201) µm ³

    Dimensionsformeln statistische Darstellung mit 68%-Vertrauensbereich:
    L × B für 68% CR: 9 [9,47; 9,56] 10,03 × 4,94 [5,24; 5,3] 5,6 µm
    Q für 68% CR: 1,67 [1,8; 1,83] 1,95
    B/L für 68% CR: 0,513 [0,551; 0,559] 0,597
    V für 68% CR: 119 [137; 141] 159 µm ³

    Dimensionsformeln statistische Darstellung mit 95%-Vertrauensbereich:
    L × B für 95% CR: 8,5 [9,43; 9,61] 10,53 × 4,62 [5,21; 5,33] 5,92 µm
    Q für 95% CR: 1,54 [1,79; 1,84] 2,09
    B/L für 95% CR: 0,473 [0,548; 0,562] 0,637
    V für 95% CR: 100 [135; 143] 179 µm ³

    Ich hoffe nun seid Ihr nicht erschlagen von den ganzen Zahlen zu nur einer einzigen Sporenmessung ;)

    9. Was noch?
    Wer nun denkt "Das müssen aber doch nun alle Werte sein die man aus einer Sporenmessreihe ermitteln kann" der irrt.
    Es gibt noch mehr.
    Beispiele:
    - die "Varianz" - bei unserer Beispiel Hebeloma übrigens 0,26756 µm für die Länge und 0,11075 für die Breite.
    - "Testen auf Normalverteilung" mit den entsprechenden Ergebnissen. Hier einmal 3 Stück dargestellt für die Sporenlänge:

    Shapiro-Wilk W 0,9833
    p(normal) 0,1267
    Anderson-Darling A 0,5099
    p(normal) 0,1938
    p(Monte Carlo) 0,1989
    Jarque-Bera JB 1,109
    p(normal) 0,5742
    p(Monte Carlo) 0,5305

    usw usw... ;) Nun alles klar? Na dann viel Spaß beim Nachmachen...
    Genug Theorie - Ran ans Mikroskop und viel Spaß beim Rechnen!
    Ich freue mich Über Eure Kommentare, Verbesserungsvorschläge, Tipps, etc.
    Beste Grüße
    Dieter