Beiträge von Askger

Danke. Damit sind meine Fragen beantwortet. 😉

- Farben benenen tu ich mir schwer. Ich würde die Hutfarbe wie bei einem Ziegelgelben Schleimkopf einordnen, jedoch eben mit dieser auffälligen Huthaut. Das Stielfleisch ist nicht rein weiß, eher von schwab cremfarben im Mittelteil zu Hutende und Stielbasis ins leicht weiß gelbliche. Stiel selbst würde ich als etwas schmuzigeres Kreideweiß bezeichnen.
- Lamellenfarbe war jetzt relativ Tonfarben, ist jetzt mit der Zeit aber etwas in das gräuliche vielleicht auch blaugraue gewechselt bevor sie dann braun wurden.
- Lungol Reaktion ebenso auf Hut, Trama und Knollenran anwenden? Das ist mir neu
- KOH 40% deswegen weil ich nur 3% und 20% hatte man mir aber mal sagte, man soll mit 30% oder 40% testen. Dann ist dem wohl nicht so.

Habe die Pilze leider gestern entsorgt. Dachte ich frage nun aber dennoch mal nach, damit ich beim nächstem mal evtl. weiter komme. Dieses Jahr gibt es leider so gut wie keine Schleierlinge in meiner Gegend. Wobei im Herbst eigentlich alles damit voll sein sollte. Wollte mich mit dem Thema dieses Jahr eigentlich intensiver beschäftigen.

Beim letzten Pilzvereinsabend hatten wir zwei kleine unbestimmte Cortinarien. Ich hatte es mir zur Aufgabe gemacht diese Zuhause zu bestimmen. Ich war recht optimitisch bin dann aber bis dato noch zu keinem Ergebnis gekommen. Mir ist jetzt nicht wichtig dem Pilz eine bestimmte Art zuzuordnen, sondern eher was auf was ich hier achten muss und ob alles richtig beurteilt wurde.

Allgemein: Die Furchtkörper sind beide reicht jung und klein. Hut einmal ~2,5 cm und einmal 3 cm
Hut: Ockergelb, vermutlich eher schwach schleimig, mit aufällige Hutstruktur. Wird dies Duplex genannt?
Geruch: Unbedeutend. Ich habe geschnitten, gerieben. Der Geruch kaum feststellbar. Wenn dann eher etwas süß, pilzig.
Geschmack: Geschmackstest mild.
KOH 40%: Hut, Knolle, Fleisch ohne Farbumschlag.
Gesamt + Teilvelum: Rein weiß

Lamellen: Würde ich als Tonfarben, gräulich beschreiben. Zu jung um eine Zahnung oder ähnliches zu erkennen.
Stiel: weißlich, mit abgesetzer Stielknolle. Stiel relativ kurz im vergleich zum Hut.
Trama: Weißlich

Standort: Ich konnte leider nicht mehr ausfindig machen wer diesen Pilz gefunden hatte. Dies müsste aber im Raum der süd-westlichen Schwäbischen Alb gewesen sein. Vermutlich Mischwald.
Sporen: Rostbraun, Mandelförmig? Feinwarzig. Über Sporenabwurf und über 89 Sporen (mehrere Images mit Piximetre)

7.7 [8.5 ; 8.7] 9.5 × 4.9 [5.3 ; 5.4] 5.8 µm

Q = 1.5 [1.6] 1.8 ; N = 89 ; C = 95%

Me = 8.6 × 5.3 µm ; Qe = 1.6

Meine Fragen sind jetzt vor allem..

Habe ich jetzt alle relevanten Merkmale erfasst? Was sagt mit diese Hutstruktur? Ich habe mal gehört es sei hier bestimmungsrelevant Simplex von Duplex zu unterscheiden. Ich habe in meinen Bestimmungsschlüsseln hier aber nie eine Frage dafür bekommen.

Ich bin dann bei Cortinarius multiformis, woran ich jetzt nicht so richtig glaube nachdem ich mir hier Vergleichsbilder angesehen habe.

Vielleicht kann mir irgendjemand noch was wissenswertes zu meiner Untersuchung sagen, weil sonst habe ich gar keine Erkenntnisse gewonnen.

Auffällige Radialfaserung

Trama Cremfarben bis leicht gelblich

KOH Reaktion negativ auf Hut und Knollenrand

KOH Reaktion negativ im Trama

Sind viersporig. An der rechten Basidie waren 4 Sterigmen zu sehen. Hier auf dem Foto kann man noch 3 davon grob erkennen.

Hier noch eine Aufnahme mit dem Handy durch das Okular.

Ja, so war es gemeint. Ich habe extra nochmal mit dem Messokular nachgeprüft. Komme da aber auch immer auf ähnliche Größen.

Wichtig zu erwähnen, ich habe den Pilz Aussporen lassen. Waren also alle reife Sporen.

Ich bin daran bei mir in meinem Hauswald systematisch alle Pilzarten zu erfassen und zu kartieren. Vor zwei Tagen fand ich dann diese Telamonia mit eindeutigem Geranienduft und dachte mir, dass es hier ja eine überschaubare Artenanzahl gibt und ich dies doch sicher bestimmen könnte oder es vielleicht auch einfach ein Duftender Gürtelfuß / C. flexibes ist. Ich wollte das dann einfach überprüfen, da ich auch mehr Praxis am Mikroskop möchte, da ich hier noch Anfänger bin.

So bin ich nach Hause und habe mich an diversen Bestimmungsschlüsseln versucht. Ich landete dann natürlich in der richtigen Ecke. Aber beim Detailvergleich oder sobald die Sporengröße abgefragt wurde habe ich mich verlaufen. Ich habe die Sporengröße anhand eines Sporenabwurfes ermittelt. Komme in Länge und Breite aber immer über 11x6 μm (siehe Bild Me = 11.6 x 6.8; Qe = 1.7). Was aber irgendwie nicht so wirklich irgendwo rein passt und tendenziell die meisten Arten die in diese Richtung gehen kleinere Sporen haben oder eben makroskopische Merkmale die nicht zu meinem Pilz passen. Zumindest nicht nach der Literatur die ich zur Verfügung habe.

Vielleicht hat mir jemand eine Idee, welche Art es sein könnte. Was ich noch Prüfen kann oder wo mein Fehler liegt. Vermesse ich falsch? Ich habe die Sporen digital per Piximetre KI vermessen. Nachträglich dann aber nochmal manuell gegen geprüft, nicht dass es ein Kalibrierungsfehler wäre. Die Sporen bleiben aber gleich groß.

Gefunden auf 700m in einem Fichten / Weißtannen Wald mit einzelnen Kiefern. Baden-W. auf Muschelkalk / Sandstein Grenze

Vielen Dank. Ich schaue mir das mal an.

Ich bin die letzten Tage auf mehrere Vorkommen eines Pilzes gestoßen der mir die Jahre davon nie wirklich aufgefallen ist. Zuhause habe ich mich mit dem neuen FoTE ans Werk gemacht und bin recht schnell bei Clitocybula lacerata gelandet. Da ich nicht der beste Pilz-Bestimmer bin, wollte ich hier noch mehrere Meinungen dazu einholen. Der Pilz ist relativ selten kartiert, daher die Frage ob vielleicht doch noch was anderes in Frage kommen könnte.

https://mykologie.net/index.php/houby/podle-morfologie/lupenate/item/1283:clitocybula-lacerata

https://www.pilze-deutschland.…ata-scop-m%C3%A9trod-1954

Vorkommen: Massenhaft büschelig auf mehreren älteren Weißtannenstümpfen. Auf ca. 701m über Meer. Baden-Württemberg.
Hut: Hut auffällig radialfasserig, hell gräulich bis leicht hell bräunlich, Hutdurchmesser im Schnitt um die 5-6cm, Hutmitte vertieft und dunkler.
Lamellen: Angewachsen, weißlich, hell gräulich, leicht wellig bis fast gezahnt scheinend.
Stiel: Hohl, elastisch, im Schnitt 6mm breit.
Sporenpulver: weiß, amyloid
Sporen: siehe Foto

5.5 [5.9 ; 6.2] 6.6 × 4.8 [5.3 ; 5.5] 5.9 µm

Q = 1 [1.1] 1.2 ; N = 30 ; C = 95%

Me = 6.1 × 5.4 µm ; Qe = 1.1

Danke.

Die Fruchtkörper sind aus dem Ostschwarzwald, jedoch schon auf Muschelkalk.

Ich versuche mich gerade an der Cortinarien-Bestimmung und habe folgende Fruchtkörper gefunden. Ich bin auf Cortinarius dibaphus gekommen. So 100%ig sicher bin ich mir jedoch nicht, da ich hier noch keine Erfahrung habe. Vielleicht kann mir deshalb jemand den Fund bestätigen oder eine andere Vermutung aufstellen.

Bei dem Fruchtkörper handelt es sich um einen mittelgroßen Klumpfuß.

Hut: Schleimig, mit violetten sowie braunen Tönen. Man erkennt auch weißliche Velumreste. KOH kaum positiv, evtl. leicht rosalich.
Stiel: Weiß Violet gefärbt, intensivere Farbe an der Stielspitze und Knolle. Mit Gunjak grün.
Knolle: Gerandet, mit weißem Myzel. KOH 10% Rosa.
Fleisch: Weißlich, in der Knolle zum Rand hin etwas brauner. KOH 10% intensiv Rosa.
Lamellen: Meinerseits wenn dann nur schwach violett, eher weißlich.
Geruch: Malzig bis unangenehm.
Geschmack: Hut + Huthaut bitter.
Sporen: Zitronenförmig.
Habitat: Auf Muschelkalk bei Tannen.

Ich habe die Möglichkeit, relativ günstig an ein Zeiss Stemi 305 mit Ringleuchte zu kommen. Dieses stammt jedoch von jemandem, der es im elektronischen Bereich genutzt hat. Da ich bisher noch kein eigenes Stereomikroskop besaß und aus Lehrgängen nur Modelle mit Spotleuchten kenne, frage ich mich, ob diese Ringleuchte für den Einsatz in der Mykologie geeignet ist – oder sogar eine bessere Ausleuchtung bietet als Spotleuchten.

Vielleicht hat jemand Erfahrung damit oder kann eine Einschätzung abgeben?

Ich bin noch ganz am Anfang was Mikroskopie angeht und versuche mich gerade an den ein oder anderen Merkmalen, so gerade an den Schnallen.

So wie ich verstanden habe, befinden sich die Schnallen an den Septen der Hypen von diversen Ständerpilzen. Dabei bin ich auf folgende unbeantwortete Frage gestoßen:

Wenn ich in der Literatur z.B. Gminder / Karasch die Angabe "Schnallen -" lese. Kann ich hier nun beliebig aus dem Pilz ein Stück entnehmen und mir hier die Hypen / Septen anschauen oder sind diese Schnallen ungleichmäßig im Furchkörper verteilt z.B. nur in den Lamellen oder nur im Stiel oder auch einfach zufällig mal hier mal dort!?

Danke, es haben sich auch keine großen Alternativen gezeigt. Die Art könnte schon ganz gut passen.

Eine Einschränkung auf ein paar mögliche Arten wäre auch schon etwas

Ich habe am 31.03.2025 in einem Waldstück auf Sandstein im Moos folgenden Pilz gefunden. Nach eigenen Bestimmungsversuchen wäre für mich der Bereifter Wurzel-Trichterling (Clitocybe pruinosa) am naheliegendsten. So richtig sicher bin ich mir hier jedoch nicht.

Vorkommen: Auf moosiger Stelle mit Fichten, Tannen und Kiefern im Umkreis.

Hut: ca. 3cm im Durchmesser, Hutoberfläche glänzend, grau bereift mit gebogenem rand, leicht
Lamellen: Helle, angewachsene, herablaufende und ausgebuchtete Lamellen, mit Zwischenlamellen, Lamellenschneiden glatt.

Stiel: ca. 5cm lang, 8mm Durchmesser, hell, leicht überfasert, mit deutlichen Myzelsträngen an der Basis

siehe Fotos.

Danke. Ich werde das nochmals versuchen

Danke für den Hinweis

Ich mache zur Zeit die ersten Versuche mit dem Mikroskop und habe heute einen der Kelchbecherlinge gefunden. Die die Fotos sind leider nicht so toll geworden, was auch daran liegt, dass meine Präparate wohl zu dick geschnitten waren. Jedenfalls sind die Asci 8 Sporig und die Härchen sehen für mich korkenzieherartig verbogen aus, ganz sicher wie ich die Aufnahmen deuten soll bin ich mir aber nicht. Jedenfalls wäre ich jetzt aufgrund von den Härchen davon ausgegangen es müsste sich hier um den Österreichischer Prachtbecherling handeln. Kann mir das jemand bestätigen oder widerlegen.

Zitat von Peter

Hallo Askger,

lege ein kontrastreiches Präparat ein und stelle am Mikroskop scharf.

Dann halte mal die Kamera ohne Objektiv und ohne den Adapter über den Fotoausgang. Du solltest am Monitor der Kamera ein Bild erhalten, indem du mit dem Abstand von Kamera zum Fotoausgang variierst. Wenn du tatsächlich ein scharfes Bild erhältst, dann weißt du den genauen Abstand.

Dann wäre es auch möglich, eine mechanische Lösung zu finden. Evtl. muss man dazu das Teil vom Fotoausgang abnehmen.

Ob die Lösung wirklich gescheite Bilder erbringt, lässt sich nicht vorhersagen. Das kommt ganz darauf an, wie gut/schlecht die Objektiv/Tubuslinsenkonstellation bei deinem Bresser-Modell ist.

Gruß

Peter

PS: Du kannst auch einfach mal bei Bresser nachfragen, ob sie eine Lösung für dich haben. Die werden bestimmt was anbieten können. (evtl. https://www.bresser.de/p/bress…ter-2x-t2-23-2-mm-5942080)

Alles anzeigen

Der verlinkte SLR-Kameraadapter in Kombination mit meinem A-Mount T2-Ring war die Lösung.

Dieser hat auch Feingewinde und eine kleine Inbusschraube zur Justierung mit der man die Optik einstellen kann. War jetzt von einem Zwischenhändler auch deutlich günstiger als auf der Bresser Homepage. Damit ist das Problem gelöst

Danke nochmals für die Tipps.

Vielen Dank erstmal für alle Antworten. Ich teste, dies jetzt nochmal und frage auch mal bei Bresser nach und schicke ein Update sobald ich weiter bin.

Ich habe es mal mit einem Butterbrotpapier versucht und in der Tat ist das Bild auf dem Fotopapier ca. 2-2,5cm über dem Tubus scharf. Der Adapter hat auch eine Kontermutter, mit welcher ich aber nur minimal variieren kann. Danach kommt ein T-Ring für das A-Mount der alten Kamera. Hab auch mal ein Foto der Kamera ohne Objektiv gemacht. Ich wäre jetzt davon ausgegangen der Sensor müsste viel näher an den Tubus, was aber nicht möglich scheint.

Angaben die ich zum Sensor gefunden habe:

Die Sony A58 (Sony SLT-A58) hat einen APS-C-Sensor mit folgenden technischen Daten:

* Sensorgröße: 23,2 mm × 15,4 mm (APS-C)

* Sensor-Typ: CMOS-Sensor

* Megapixel: 20,1 MP (effektiv)

Ja mit Unendlich-Optik. Das ist ein Bresser Science Infinity, welches ich mal sehr günstig erstanden habe, leider kein echter Markenhersteller. Der Adapter ist auch von der selben Marke. Ich habe jetzt aber auch nicht versucht hier vertikal den Adapter zu variieren sondern bis zum "Anschlag" im Tubus gehabt.

Ich habe vor kurzem eine ältere Wechselobjektivkamera (Sony a58) geschenkt bekommen. Da ich mich auch gerade am Mikroskopieren versuche, aber leider nur eine sehr schlechte USB-Kamera habe, dachte ich mir, ich nutze für Fotos direkt die Sony Kamera. Ich habe mir deswegen auch gleich einen für die Kamera passenden A-Mount Adapter geholt, das Objektiv entfernt und die Kamera mit dem Adapter verbunden. Den Adapter habe ich dann in den T-Tubus bis zum Anschlag eingeführt. Leider musste ich nach dem Zusammenbau feststellen, dass ich das Bild vom Präparat nicht fokussiert bekomme. Da ich mich mit der Fotografie noch weniger als mit dem Mikroskop auskenne, weiß ich leider auch nicht wie ich dieses Problem lösen kann. Könnte es sein, dass hier Zwischenringe für die Kamera noch erforderlich sind?

Zitat von huehnchen69

Macht doch lokal einen kleinen Pilzstammtisch.

Wenn ich lokal überhaupt jemand finden würde der sich für Pilze interessiert. Ich versuche schon seit Jahren jemanden dafür zu begeistern, hab schon das ganze Dorf vollgequatscht. Ich habe aber bei mir hier auch noch nie Jemand im Wald getroffen der Pilze sammelt, obwohl ich alle 2-3 Tage für mehrere Stunden im 15km Umkreis im Wald bin. Bin hier irgendwie für mich allein.

Auch kann ich selbst nicht wirklich öffentliche Pilzführungen anbieten, was jetzt nicht an der Kenntnis liegt, sondern einfach weil ich schon alleine keinen Titel habe. Privat habe ich natürlich schon welche gegeben, wenn dann will man aber nur Steinpilze sammeln und auch nicht mehr über andere Pilze wissen. Da es bei mir kaum Röhrlinge oder Täublinge gibt, warum auch immer (Wohne auf so einer komischen +-pH neutralen Grenze mit Tannenwäldern auf Kalk zu Sandstein), kann ich da auch nicht ohne größere Fahrt hier für Begeisterung bei Anfängern sorgen.