Beiträge von mykoma

    Hallo zusammen,


    ja - auch ich sehe hier den ziegelroten Risspilz, wie schon erwähnt ist dieser (in entsprechender Menge lethal) giftig!


    Ich möchte diesen Thread hier mal kurz "missbrauchen", da ich das Entfernen der Fruchtkörper an dieser "heiklen Stelle" etwas kritischer betrachte...


    Klar kann man versuchen Unfälle zu vermeiden, indem man symptomatische Prophylaxe betreibt, allerdings behebt dies nicht die Ursache des Problems...


    @Arminius81:
    Sehr löblich ist, dass dir deine Kinder die Pilze gebracht haben, bevor sie damit "herumgespielt" haben - das zeugt von einer nachhaltigen Erziehung! =)



    Und genau hier sollte man eigentlich ansetzen... mir ist bewusst, dass dies ein sehr heikles Thema darstellt und ich möchte hier niemandem auf den Schlips treten, aber was ich immer zunehmender beobachte, ist diese übersteigerte laissez-faire-Haltung in Bezug auf die Erziehung - ja, es ist durchaus wichtig!, dass ein Kind (oder jeder im Allgemeinen) seine eigenen Erfahrungen machen kann und darf, aber nach Möglichkeit sollte man den voraussichtlich eintreffend könnenden Schaden, den betreffende Kinder erleiden, aber nun mal nicht vollumfänglich einschätzen können, auf ein Maß reduzieren, damit sie zumindest keine irreversiblen Schäden davontragen...

    (wer Kinder auf Strom, einen Herd oder kochendes Nudelwasser sensibilisieren möchte, kann sich das wohl lebhaft vorstellen)


    Die kurzgedachte Version dieses expliziten Vorfalls wäre: Fruchtkörper weg = Gefahr weg...

    Aber was passiert nächstes Jahr, wenn niemand da ist, um die FK zu entfernen?

    Oder wenn dort gar noch grüne Knollenblätterpilze o.ä. zu einem anderen Zeitpunkt erscheinen sollten - Spielplatz sperren und kubikmeterweise Erde austauschen und mögliche Symbiosepartner roden?


    Kurzum: Man kann eine Person nicht vor allem beschützen (so sehr man dies auch wollte), aber man kann sie auf allgemeine Gefahrenquellen aufmerksam machen und dementsprechend sensibilisieren, damit betreffende Person im entsprechenden Fall eben nicht sorglos Handlungen tätigt, sonder erst einmal Informationen über das uminöse "Unbekannte" einholt ;-)

    Danach kann man immer noch eine Entscheidung treffen :)


    Also konkret: Das Ziel sollte meiner Meinung nach eher ein >gesunder< Respekt vor der Natur/Umwelt sein, welcher (geliebten) Personen nun mal nur durch "aufklärende Aufsichtspersonen" oder entsprechend "entschärfte Selbsterlebnisse" ermöglicht werden kann...


    Liebe Grüße,

    mykoma

    So liebe Forenmitglieder,


    ich entschuldige mich für die längere Abstinenz, aber ich hatte viel um die Ohren...

    Meine Versuche laufen aber weiterhin 8o

    Nun habe ich auch mal wieder ein bisschen Zeit für ein Update :S


    Die Ansätze mit der krausen Glucke wurden mittlerweile komplett entsorgt, nachdem sich weiterhin kein Wachstum zeigte, warte ich auf frische Funde im Herbst =)

    Dem Anistrichterling ging's übrigens genauso...


    Die Pioppinos haben sich dagegen prächtig entwickelt, zumindest, was die Ansätze mit der Deckschicht angeht, hier konnte ich teilweise schon 2 Ernten einfahren:

    Die Ansätze ohne Deckschicht zeigen nach wie vor keine Fruchtkörper, werde wohl alle zusammen in einem größeren Gefäß mit Deckerde behandeln...

    Die Schopftintlinge aus dem Sporenansatz zeigen sich weiterhin leider unverändert, trotz der höheren Temperaturen konnte ich bisher keine Primordien entdecken - . -

    Wie dem auch sei, stehen sie immer noch in der Fruchtungskammer - nehmen ja schließlich keinen Platz weg xD

    Zwischenzeitlich habe ich die Klone aus der Schwarzwaldexkursion vermehrt, einen Teil davon habe ich mal auf Körnerbrut vermehrt, um damit eine Freilandkultur anzulegen (das gibt dann einen separaten Thread).

    Der Rest wird verwendet, um ein paar weitere Versuche im Gurkenglas anzulegen.

    Zudem habe ich noch Körnerbrut mit Parasol beimpft, hier zeigt sich nach über einer Woche noch nicht viel... mal sehen :cool:

    Im März konnte ich dann auch noch eine schöne Kollektion vom violetten Rötelritterling entdecken, der Klon entwickelt sich, nach der Isolation im Moment auch erst mal auf Körnerbrut für ein Außenbeet =)

    Da sich im Moment die Morcheln blicken lassen, habe ich Funde von der Speisemorchel und der Käppchenmorchel geklont, die ich noch von Schimmel befreien muss und dann ebenso Außenbeete davon anlegen möchte (ebenfalls separater Thread dann).

    Auf unserer Morcheltour haben wir auch eine Gruppe Stockschwämmchen (zusammen mit grünblättrigen Schwefelköpfen) gefunden, auch hier konnte ich schonmal Mycel kultivieren, die Aufreinigung wird noch etwas brauchen...

    Vorerst werde ich mich mal auf den Schopftintling konzentrieren, um daraus Gelerntes dann auf den VRR anzuwenden, um zu versuchen, auch diesen zur Fruktifikation zu bringen - bis dahin habe ich momentan noch eine "Klimakammer" geplant, um neben der Luftfeuchtigkeit auch noch die Temperatur steuern zu können - hier werde ich wohl auch einen separaten Thread eröffnen. In diesem Thread werden dann in nicht allzu ferner Zukunft nur noch die letzten Versuche zum Pioppino dokumentiert und dann separat weitergeforscht.


    Ich hoffe, es hat euch bis dato gefallen und ich konnte den ein oder anderen mit meiner Dokumentation zur Pilzzucht animieren :cool:

    LG,

    mykoma

    Moin moin Lanze,


    das ist ja schonmal was, wenn du Low-Tech-Erfahrungen hast, dann kennst du wenigstens schonmal die pragmatischen Grenzen und kannst darauf dann entsprechend zurückgreifen :cool:

    Das mit dem vorläufigen Hobby ist denke ich eine gute Wahl, da du so im Kleinen erst mal alles ausloten kannst und dich dann später "nur noch" mit den Problemen der Hochskalierung beschäftigen musst.


    Grüße,

    mykoma

    Hey Pilz Lanze,


    wie Stefan schon geschrieben hat, Brut kannst du bei einschlägigen Händlern beziehen, die Suchmaschine deiner Wahl sollte ausreichende Quellen offenlegen ;-)

    Zum Bürokratischen kann ich dir leider keine Infos geben, da ich mich noch nicht damit beschäftigt habe - aber wenn du Infos zusammen hast, würde ich mich freuen, wenn du mich daran teilhaben lassen könntest, da ich mir die Option der erwerbsmäßigen Pilzerei mal im Hinterkopf behalten möchte für nach meinem Studium...

    Als erste Anlaufstelle habe ich bisher häufiger von der IHK gelesen, da könntest du mal anfangen, die sollen sehr hilfsbereit sein :)

    Welche Art(en) stehen denn auf deiner Zuchtliste? Sterilisierte oder pasteurisierte Substrate?

    Dann schonmal viel Erfolg!


    Grüße,

    mykoma

    Hallo Mykoma, schade, dass aus den Glucken nichts geworden ist.

    Joa, ich bin ja erst noch am Anfang meiner Zuchterfahrung... und zu viel auf einmal wäre auch nicht gut - hab mit den Mycelien vom Pioppino, dem Schopftintling, dem Parasol, dem noch aufzureinigenden Mönchskopf und dem jetzt gekeimten rillstieligen Seitling ja auch mal noch einiges zu tun, den Austernseitling lasse ich aus guten Gründen auch dann erst mal sein :D

    Wenn jetzt noch Anistrichterling und Glucke was ergeben, weiß ich gar nicht mehr, wie ich das alles noch in Gläser verfrachten soll :gskeptisch:

    Von daher vielleicht auch erst mal nicht so schlecht, dann kann ich noch Erfahrung sammeln und im Herbst dann vielleicht eine Glucke klonen :S

    Zudem kommen ja dann auch bald die Morcheln (hoffentlich), von denen ich gerne wenigstens mal Mycel hätte und den getigerten Sägeblättling finde ich kulinarisch auch ganz gut ^^

    Wenn ich mehr Zeit hätte... und Platz... und Geld... ;(:D

    Nach der Klausurenphase mal wieder ein kleines Update zu meinen Versuchen:


    Als erstes die weniger erfreulichen Dinge...

    Sowohl die Ansätze der krausen Glucke, als auch der grüne Anistrichterling haben bisher kein Mycelwachstum gezeigt, ein paar der Glucke habe ich mal aufgeschraubt und die rochen etwas sauer, weshalb ich hiervon schon einmal ein paar entsorgt habe. Einige werde ich aber noch aufheben, so lange ich die Gläser nicht benötige, aber die Hoffnung habe ich eigentlich schon aufgegeben. Dem Trichterling gebe ich auch noch etwas Zeit, man weiß ja nie...

    Die schon vor gut 4 Wochen zur Fruchtung aufgestellten, mit Deckerde behandelten Schopftintlinge machen leider keinerlei Anstalten, Primos auszubilden. Ich gehe mal davon aus, dass es bisher einfach zu kalt war (Minimaltemperatur nach Stamets 16 °C, tagsüber in der Fruchtungskammer im Moment ca. 12 °C) - die Temperaturen steigen ja langsam, daher einfach mal abwarten :)

    Vor 2 Wochen habe ich dann auch meine anderen Testsubstrate mit dem Pioppino mal zur Fruchtung aufgestellt:

    (mittlerweile sind auch die Einlegegitter in der Fruchtungskammer und der LED-Schlauch etwas gleichmäßiger angebracht)

    Wenn mich nicht alles täuscht, scheinen sich hier die ersten Mycelverdickungen bei dem ein oder anderen Glas zu zeigen...

    Und als ich dann heute die Gläser genauer inspizierte, dachte ich.... und ja, ein paar Millimeter unter der Deckerde:

    Kleine Pioppino-Primos (sehen ein bisschen wie Schneckeneier aus :D) - hab die vorsichtig entfernte Deckerde nach dem Foto wieder draufgepackt, bei den anderen 3 Gläsern ist es die Tage dann hoffe ich auch soweit!


    Den Parasol habe ich versucht ebenfalls mal auf Substratbrut zu überimpfen, allerdings nach über einer Woche und keinerlei auschlagenden Hyphen wurden diese entsorgt, Buche scheint hier kein geeignetes Substrat zu sein. Als nächstes werde ich mal auf Stroh überimpfen...


    Dann noch ein kleines Erfolgserlebnis; einige Sporenkeimungen mit dem rillstieligen Seitling waren erfolgreich, die Ansätze auf Stroh weisen gegenüber Buche aber ein beträchtlich intensiveres und zügigeres Wachstum auf und werden bald in Substratgläser eingebracht - mal sehen, ob ich sie zum Fruchten bringen kann =).


    Und die Austern haben mir auch nochmal eine Minimahlzeit geliefert ;-)


    Die Mönchskopf-Klone auf Substrat musste ich leider alle entsorgen, da sie entweder mit Schimmel kontaminiert waren, oder das Mycel abgestorben war... aber die früheren Klone auf Agar, die ich wegen der hohen Bakterienkontamination eigentlich schon abgeschrieben hatte, zeigen immer noch Vitalität und das Mycel hat in allen 4 Petris an Durchmesser zugelegt, mal sehen, ob ich dann bald sauberes Mycel davon gewinnen kann :S.

    Soweit bis hierher, die Tage dann hoffentlich noch mehr Bilder meiner heranreifenden Pioppinos :cool:.


    Grüße,

    euer mykoma

    Hey dSH,


    soweit mir bekannt ist, sind auch die "biologisch abbaubaren" Plastikbeutel leider alles andere als einfach kompostierbar...

    Und wenn es doch welche gibt, dann wird das Pilzmycel deinen Sack wohl schon während dem Durchwachsen zumindest teilweise mitverzehren - auf einem Komposthaufen sind Pilze ja auch mit für die Zersetzung verantwortlich; ausprobiert habe ich das selbst allerdings noch nicht.


    Grüße,
    mykoma

    Dann pass mal auf, dass Dir der Magen nicht platzt==Gnolm7

    Ohjah - ich werde ganz vorsichtig sein und nicht alle auf einmal verputzen ==Pilz27


    Zum Patent: ich glaube das ist da durchaus schwierig, als Laie ein geeignetes Patent zu erwirken - es gibt ja nicht umsonst Patentanwälte, die sich darum kümmern, das es so weit es geht alles abdeckt... aber darüber denke ich auch erstmal gar nicht weiter nach - es geht ja schließlich in erster Linie um die Pilze ;-)




    - vielleicht enthält Kaffeesatz bestimmte Inhaltsstoffe, die die Wachstumsgeschwindigkeit anregen,

    Sicherlich, manche glauben ja sogar, daß Coffein wieder Haare sprießen läßt ;)

    Wenn wir übers Wochenende wegfahren, holen wir nach unserer Rückkehr oft schimmelige Filtertüten aus der Kaffeemaschine. Pilze lieben Kaffeesatz!

    Dass (vor allem Schimmel)Pilze Kaffeesatz mögen ist mir durchaus bewusst, aber dass alle 4 Ansätze mit dem Kaffeesatz im Vergleich zu allen anderen (vor allem zum letzten mit dem intensivsten Wachstum) schneller durchwachsen sind... da könnte was dran ... oder besser drin sein :D

    Also das Mycel wächst zwar nicht so kräftig wie beim N-Zusatz (Stickstoff), aber etwas schneller... wenn sich beides kombinieren lässt...? Auf jeden Fall behalte ich das mal im Hinterkopf für zukünftige Substrattests ;-)

    Nun auf zum nächsten Update;


    die Kulturen von Pioppino und Schopftintling in der Fruchtungskammer zeigen sich nach wie vor unverändert - ich warte mal bis Ende Woche 4, wenn sich dann immer noch keine Primordien gebildet haben, werde ich die Kulturen oberflächlich etwas ankratzen, um dadurch evtl. eine Fruchtung einzuleiten.


    Der Austernseitling bildete von den vielen Primordien nur eine kleinere Traube wirklich aus, der Rest ist vertrocknet und wird teilweise schon wieder von Mycel überwachsen: 40 g Pilze für die Pfanne :D



    Zu den anderen Testansätzen mit dem Pioppino kann ich nun auch ein bisschen was berichten.

    Die Gläser sind mittlerweile fast durchwachsen, es zeigen sich aber deutliche Unterschiede im Mycelwachstum:

    (v.l.n.r.: Buche ohne Zusatz, Buche + 2% Gips, Buche + 10% Kaffeesatz, Buche + Geheimzutat)


    Während das Mycel auf reinem Buchenholz nur sehr fein wächst (auf dem Foto kaum zu sehen), zeigt der Gipszusatz ein (wenn auch nur gering) verstärktes Wachstum:



    Der Ansatz mit Kaffeesatz zeigt ein nochmal leicht stärkeres Mycelwachstum, mit meiner anderen Zutat hatte ich anscheinend einen Glückstreffer gelandet:


    Das Mycelwachstum ist hier um Welten intensiver - einziger Tipp zum Zusatz: Stickstoff. Hatte ich aber auch gehofft, da das Mycel auf dem mit Kleie angereicherten Buchensubstrat schon ein deutlich kräftigeres Wachstum im Vergleich zu der Buchenchips-Brut zeigte.

    Beobachtbar war auch, dass die Kulturen mit Kaffeesatz das Substrat etwas zügiger durchwachsen haben (alle schon vollständig besiedelt - die anderen Ansätze brauchen noch ein paar Tage) - vielleicht enthält Kaffeesatz bestimmte Inhaltsstoffe, die die Wachstumsgeschwindigkeit anregen, werde da auch mal noch einen Kombiansatz ausprobieren mit Kaffeesatz und Kleie bzw. meiner Geheimzutat :-P


    Das Verfahren mit dem Beimpfungskanal für die Brut hat einen deutlichen Vorteil bzgl. der Besiedelungsdauer - während ich bei dem Beimpfen mit einem Agarpellet auf die Oberfläche des Substrats 8 Wochen warten musste, bis das Substrat vollständig besiedelt war, sind es nun nicht ganz 3 Wochen!


    Die Keimansätze mit der Glucke zeigen noch nichts, wird wohl auch noch einige Zeit dauern...

    Gestern habe ich dann mal noch Sporenspritzen vom rillstieligen Seitling (Pleurotus cornucopiae) und vom grünen Anistrichterling (Clitocybe odora) angesetzt und werde diese auch mal versuchen auf Substrat keimen zu lassen - angedacht ist erst einmal Stroh bzw. Buche für den Seitling und Stroh bzw. Kompost für den Trichterling, Updates folgen dann wieder bei Zeiten =).


    Liebe Grüße,
    mykoma

    Vielen Dank, Wutzi.


    Nein, nicht direkt Kiefernspäne, sondern das Nagereinstreu (aus der dm-Drogerie), das aus Weichhölzern gewonnen wird. Ob da letztendlich Kiefer drin/dabei ist, kann ich nicht sagen, aber Nadelhölzer im Allgemeinen (nehme an, dass immer gerade die Holzarten für eine Charge genommen werden, welche günstig erhältlich sind).

    Da sie aber auch an Fichten, Tannen, Douglasien und Lärchen gefunden werden können soll (was ein Satz :D ), dachte ich, ich nehm einfach mal was da ist für den ersten Test.


    Grüße,
    mykoma

    Hallo miteinander =)


    Meine Austernseitlinge fruktifizieren mittlerweile ganz schön:

    14. Januar


    15. Januar


    16. Januar


    heute morgen



    Die Kulturen vom Pioppino und dem Schopftintling sind bisher oberflächlich unverändert, ich hoffe, dass sich bald die ersten Primordien zeigen ;-)



    Der überimpfte Parasol wächst ebenfalls gut vor sich hin...



    Der erste Klon des Mönchskopfs allerdings ist bakterienkontaminiert, die Kulturen kann ich wohl bald entsorgen...

    Demnächst wird dann der zweite Klonansatz auf Stroh bzw. Kompost mal auf Agar überimpft, um zu sehen, ob dieser auch so kontaminiert ist.


    Zudem werde ich heute mal einen Versuch wagen, krause Glucke zu kultivieren, nachdem meine Klonversuche von letztem Jahr direkt in die Hose gingen (enorme Bakterienkontis auf allen Ansätzen und kein Mycelwachstum aus dem Fruchfleisch), ich aber zudem noch einen Sporenabdruck erstellt hatte.

    Ich möchte versuchen, sparassis crispa direkt auf einem Substrat keimen zu lassen, damit ich eventuell einen passenden Stamm selektieren kann - der Sporenabdruck (auf Alufolie) wurde dazu über Nacht in Wasser eingeweicht (unsteril). Im Moment sind die Substratgläser im Schnellkochtopf und werden dann heute Abend oder morgen mit der Sporensuspension inokuliert.

    Als erstes Test-Substrat habe ich Weichholzstreu (für Nager) mit 5 % Weizenkleie angereichert und auf 70 % Wassergehalt gebracht - hoffe mal, dass von den 15 Gläsern wenigstens ein oder zwei durchkommen :D


    Wenn die Zucht weitere Erfolge liefert, würde ich (der Übersichtlichkeit halber) für jede Art separate Zuchtthreads eröffnen, da ich neben den schon vorgestellten Arten noch diverse Sporenabdrücke habe - u.a. vom Grünspanträuschling (oder dem blauen? bin mir nicht ganz sicher, welcher es denn nun ist - für die Zucht aber erstmal unerheblich xD), rillstieligen Seitling, grünen Anistrichterling, rötlichem Holzritterling und Judasohr. Geplant für nächste Saison sind erst einmal noch Sporenabdrücke von getigertem Sägeblättling, Morcheln, Stockschwämmchen und violettem Rötelritterling =)

    Welche Arten ich dann tatsächlich versuche zu kultivieren wird sich noch zeigen, jetzt gilt es erst einmal noch zu Üben, was die schon vorhandenen Arten angeht und im Allgemeinen Erfahrungen zu sammeln ;-)


    Bis dahin liebe Grüße,
    mykoma

    Guten Abend ihr Lieben,


    ich habe das WE genutzt, um mal wieder ein kleines Update zu verfassen ;-)

    Die Deckerde wurde zügig besiedelt, der comatus wuchs etwas schneller, aber ich habe mich dazu entschieden, einfach die noch nicht vollständig bewachsenen Pioppinos mit in die Fruchtungskammer zu stellen, da ich diverse Beiträge gelesen hatte, die eine weitere Inkubation nach dem "Casing" von 3-5 Tagen empfehlen.

    Nach 5.5 Tagen wurden die Kulturgläser also gestern zu dem schon am Vortag aufgestellten Austernseitlingsblock übersiedelt - Temperatur liegt bei ca. 12 °C, die Luftfeuchtigkeit hält sich im Moment bei ca. 100 % auf (das Hygrometer zeigt zwar nur max. 96 % rH an (auch in absolut dichtem Feuchtigkeitsnebel), aber Justierungsversuche an der Stellschraube auf der Gehäuserückseite erwiesen sich als eher schwierig, von daher setze ich die 96 % einfach mal als Maximum an.






    Das Zusammenspiel von Lüfter und Luftbefeuchtung muss noch weiter optimiert werden...

    Ich habe jetzt auch mal noch eine leichter zu reinigende Luftbefeuchtungsapparatur zusammengeschustert, indem ich ein 1700 mL Gurkenglas genommen habe, ein DN 75 HT-Rohr mit etwas Backofenhitze eingepasst habe und mit Hilfe von Messing-Fittings und Gartenschlauchadaptern ein demontierbares System konstruiert habe.
    Die Wasserbrücke hält den Wasserspiegel jetzt über eine Tupperdose und eine Colaflasche als Reservoir aufrecht.


    Heute habe ich dann auch mal die Mönchsköpfe und den Parasol auf PDA überimpft, mal schauen, wie geotropa nun damit zurechtkommt. Der Parasol soll dann später auf Stroh gezogen werden und wird im Frühjahr erstmal auf einer moosigen Wiese vergraben.


    Das war's dann erst mal wieder... Fortsetzung folgt =)

    mykoma

    Hey Safran,


    wenn du so viele Judasohren findest, dann solltest du vielleicht mal das Trocknen in Betracht ziehen ;-)

    Judasohren kurz waschen, von Holz- und sonstigen Resten befreien und einfach auf die Heizung legen - das reicht normalerweise aus, damit sie recht zügig so trocken sind, dass man sie zerbrechen kann. Dann ab in ein Einmachglas und aufheben. Ich selbst weiche sie dann gerne in etwas Wasser ein, damit sie wieder aufquellen, schneide sie dann in feine Streifen und benutze sie als Einlage in Suppen.

    Alternativ kann man sie auch in Sojasoße quellen lassen und dann ab in asiatische Pfannen oder dergleichen.

    Auch als Präsente in kleinen Schraubdeckelgläsern verpackt für Verwandte/Bekannte, die gerne asiatisch essen =)

    Nur so als Anregung :-P


    Grüße,

    mykoma

    Die Aufnahmen sind ja mal cool - hab ich so auch noch nicht gesehen :huh:

    Aber der erste Pilz, den das Squirrel mampft, ist ein Täubling, der wohl aufgrund der roten Huthaut als Fliegenpilz bezeichnet wird :D

    Aber interessant, dass sie auch Pilze trocknen =O Hätte ich nicht erwartet...

    Zur Echtheit des Pilzes kann ich nicht viel sagen,

    aber ich habe auch schon mal ein Eichhörnchen gestört, dass an einem Pappelschüppling nagte - als ich mir dann den Fruchtkörper zwecks Identifizierung genauer angeschaut habe, waren auf der Hutoberfläche deutliche Furchen/Fraßspuren zu sehen... also Pilze scheinen zum Teil auch auf dem Speiseplan der knuffigen Nager zu stehen, allerdings haben unsere Eichhörnchen auf dem Balkon noch keine meiner selbst gesammelten Pilze entführt, die ich zwecks Zwischenlagerung bei den kühlen Herbsttemperaturen oder zum Aussporen der Putzreste draußen deponiert hatte, im Gegensatz zu Karotten, Birnen oder Äpfeln, die hin und wieder unter die Zähne kommen :/

    Guten Abend,


    also das mit dem Kongorot hat Wolfgang ja schon ausgeführt - die wässrige Lösung, in der sich Bodensatz gebildet hat, kann man durch Zugabe von etwas Wasser wieder zu einer klaren Lösung machen, bei Kongorot/NH3 logischerweise durch Zugabe von wenig (möglichst konzentriertem) Salmiakgeist. Bei SDS könnten ein paar Krümel NaOH funktionieren, ich kann mir vorstellen, dass das SDS (liegt i.d.R. als Natriumsalz vor) langsam mit CO2 aus der Luft zu Natriumcarbonat/Soda und freier Sulfonsäure reagiert, die Sulfonsäure ist schlecht wasserlöslich) - allerdings ist dann hier die Frage, inwieweit der pH-Wert für das Reagenz wichtig ist...


    Zur genaueren Haltbarkeit der Farbstoff-Lösungen kann ich dir leider keine weiteren Infos geben - in der chemischen Industrie/Analytik wird alles so im 4-Wochen-Rhythmus erneuert, wenn es in der Zwischenzeit nicht aufgebraucht und ohnehin ein neues Gebinde geöffnet wurde.


    Zur Geschichte mit der Alufolie: Ja und nein... Braunglas reduziert die Zersetzung von Reagenzien/Chemikalien zwar schon erheblich, aber es gelangt immernoch ausreichend Licht durch, welches den Substanzen zusetzen kann. Daher ist es gängige Praxis, lichtempfindliche Stoffe noch zusätzlich mit Alufolie zu versehen, wodurch die Haltbarkeit deutlich gesteigert wird (habe da allerdings bisher selbst nur Erfahrung mit Silbernitrat).


    Die Kristalle, die sich an HCl/NH3-Flaschen bilden, wenn sie nahe zueinander gelagert werden, sind weder giftig, noch krebserregend. Es handelt sich dabei um Ammoniumchlorid/Salmiak (kommt auch in Lakritz rein) ;-)

    Ich lagerte meine Säuren und Laugen immer separat in zwei Schränken, offene Plastikboxen als Separator reichen da meiner Erfahrung leider nicht aus.


    Ach ja... hatte ich beim letzten Post vergessen:

    Salpetersäure (>3 %) unterliegt mittlerweile einem Besitzverbot für Privatpersonen (ebenso wie Wasserstoffperoxid >12%) - die EU-Verordnung ist zwar schon in Kraft, wird aber so weit ich weiß im Moment noch nicht vollumfänglich in Deutschland umgesetzt.


    Grüße,
    mykoma

    Ach, für mich als angehender Chemiker ein ausgezeichneter Thread =)


    Zum Chloralhydrat: als Medikament unterliegt es dem Arzneimittelgesetz, da es hier allerdings als Reagenz verwendet wird, ist dieses hinfällig. Somit fällt es als Giftstoff nur noch unter die übliche Dokumentationspflicht des Verkäufers (ähnlich p-Phenylendiamin oder Phenol und andere Giftstoffe: Mindestalter 18 Jahre und Personalien des Käufers werden dokumentiert - i.d.R. per Endverbleibserklärung EVE bzw. Giftbucheintrag) - Besitz ist vollkommen unproblematisch ;-)

    Lagerfähigkeit ist i.d.R. unbegrenzt, sofern in dichten Gefäßen befindlich.


    Zum Eisen(II)-sulfat kann ich mich Climbingfreak nur anschließen, das Eisen oxidiert recht zügig durch Luftsauerstoff zu Eisen(III) und ist dann nicht mehr zu gebrauchen, allerdings kann man die Lösung mit etwas Schwefelsäure länger haltbar machen. Ich weiß allerdings nicht, inwieweit der pH-Wert Einfluss auf die spezifische Reaktionen hat, also besser immer frisch ansetzen =)


    Für Ammoniaklösung (25 %) gilt ähnliches wie für Salzsäure - so lange die Flasche dicht ist, kann man sie ewig lagern, allerdings diffundiert immer eine geringe Menge des Gases (egal ob Ammoniak oder Chlorwasserstoff) heraus - niemals Säuren in der Nähe von Laugen lagern, besonders im Fall von Ammoniak, da die Ammoniakdämpfe an den Säureflaschen zu Salzen reagieren und dann (gerade bei Salzsäure) Kristalle oder fluffige Kristallgebilde verursachen.


    Anilin selbst ist als Blutgift bekannt, Zytotoxizität weiß ich nichts drüber - Lagerbar ist Anilin in luftdichten Gefäßen ebenfalls (theoretisch) unbegrenzt, allerdings oxidiert es mit der Zeit und verfärbt sich bräunlich bis später dunkelbraun-violett, nach Jahren wird eine geringe Menge (einige Milliliter) Anilin wohl unbrauchbar.


    Eisen(III)-chlorid ist unbegrenzt lagerfähig, allerdings nur luftdicht, da es Wasser anzieht (hygroskopisch) und dann eine braune, korrosive Brühe bildet, in der sich Rost niederschlägt.


    Ethanolglycerin als Stoff macht bei mir keinen Sinn... es gibt auch keine Infos zu den Inhaltsstoffen und ich finde auch sonst nichts im Netz - möglicherweise eine Mischung aus Ethanol und Glycerin?


    Glamalc ist offensichtlich eine Mischung aus Ethanol, Ammoniak und Glycerin, also ähnliches wie bei Ammoniak - dichtes Gefäß zur Lagerung, dann unbegrenzt xD


    Kongorot ist als Salz (käufliche Form) in Wasser löslich, daher wird sich in einer gesättigten Lösung mit der Zeit Bodensatz bilden (Verdunstung), der aber wieder durch Zugabe von wenig dest. Wasser aufgelöst werden kann, als Salz unbegrenzt lagerfähig, Lösungen regelmäßig neu ansetzen.


    Malachitgrün ist lichtempfindlich und das Gebinde sollte daher mit Alufolie umwickelt werden, ansonsten ebenfalls unbegrenzt lagerfähig.


    Methylenblau/Methylorange/Methylviolett sind als Salze unbegrenzt lagerfähig, die Lösungen sollten regelmäßig frisch angesetzt werden.


    Natriumhydroxid siehe Kalilauge - identische Eigenschaften.


    NaOCl sollte i.d.R. (mit dest. Wasser) verdünnt werden, wodurch sich die Lagerfähigkeit erhöht - die konzentrierte Lösung sollte allerdings unter Lichtausschluss schon etwas länger halten (habe einen 10-L-Kanister seit gut 6 Monaten lichtgeschützt im Keller, keine äußerliche Anzeichen der Zersetzung - die im Bad befindliche Flasche muss regelmäßig ausgetauscht/aufgefüllt werden, nutze es zur Desinfektion/Desodorierung von Katzenurin und Toilette).


    p-Phenylendiamin unterliegt ebenfalls der Oxidationsempfindlichlkeit, stärker als Anilin (gleiche Stoffklasse) - aber als Feststoff in dichten Gefäßen mehrere Jahre haltbar.


    Patentblau und Phloxin B analog Methylorange etc.


    Phenol (als Feststoff, hygroskopisch) ist ebenfalls dicht und lichtgeschützt unbegrenzt lagerfähig - habe welches seit 5 Jahren im Schrank, vollkommen unverändert.


    Silbernitrat ist lichtempfindlich, als Salz wieder unbegrenzt lagerfähig, die Lösung in Wasser sollte regelmäßig erneuert werden, eine Lösung in Ammoniak hingegen ist nicht ganz ungefährlich und sollte maximal wenige Tage alt werden. Das Silber bildet mit Ammoniak über die Zeit einen gefährlich alternden Niederschlag, der explosionsgefährlich werden kann!


    Sudan, Toluidinblau und Trypanblau wieder analog Methylorange.


    Solfovanillin würde ich auch regelmäßig erneuern (alle paar Monate), 1 Jahr halte ich für zu lange, da das Reagenz einer kontinuierlichen Reaktion unterliegt.


    Soweit die Chemikerseite ;-)


    LG,

    mykoma

    Hey Wutzi,


    das mit der Butter im Kühlschrank ist kein Problem - ich habe einen 25 L Minikühlschrank, der kühlt und läuft zur Einlagerung meiner Kulturen (0-5 °C) und einen nicht mehr funktionstüchtigen Kühlschrank (ca. 140 cm hoch) für meine Pilze, der eben zum vorgestellten Inkubator umfunktioniert wurde...

    das Ganze befindet sich alles im Keller - der Lebensmittelkühlschrank in der Wohnung wird nicht bepilzt :S

    ... immerhin hast du Recht, die Butter (zum Pilze braten) muss ja auch irgendwohin, erst recht im (Spät)Sommer ^^


    Liebe Grüße,
    mykoma

    Ach wir Pilzler haben doch alle irgendwie einen Schaden :D


    Aber cooles Bild - ich hoffe die Kräuterseitlinge sind schon etwas gewachsen?



    Nun BTT; ich habe die Zeit genutzt, während meine Kulturen noch am Durchwachsen waren und bringe euch mal up to date ;)



    Zuerst muss ich sagen, dass mein Vorhaben, den alten Kühlschrank per Aquarienpumpe und Wärmebad zu beheizen jämmerlich fehlgeschlagen ist, da die Kühlmittelleitungen nicht aus Edelstahl oder Aluminium sind, sondern aus einfachem Stahl - kurzum, nach wenigen Tagen hatte ich Rostbrühe im Heizbad, die mich eine Aquarienpumpe gekostet hat. Hassis Variante mit der Aquarienheizung direkt im Brutschrank hat mich dann mal ausprobieren lassen... und siehe da - mein Brutschrank:



    Anfangs hatte ich die Heizung einfach nur mittig in den Inkubator gehängt, was allerdings nicht zum gewünschten Erfolg führte: die aufsteigende warme Luft hat den Thermostat in der Aquarienheizung direkt aufgewärmt und somit das Erreichen der gewünschten Temperatur verhindert.

    Das Problem habe ich gelöst, indem ich den Heizstab kurzerhand in Schräglage, mit dem Thermostat nach unten, im Gemüsefach-Bereich positioniert und ein bisschen mehrlagige Alufolie für die Wärmeabfuhr untergelegt habe, damit mir das Holzbrett, das für die Schräglage sorgt, nicht wegbrutzelt =).


    Hierfür ein großes Dankeschön Hassi für die pragmatische Idee - seither habe ich konstant 26 °C im Inkubator :thumbup:



    Da ich meinen bald fruchtungsreifen Kulturen bessere Bedingungen bieten wollte, als den Austernseitlingen vom letzten Jahr (zu lange Stämme --> zu hohe CO2-Konzentration und auch recht kleine FK), habe ich mich für ein Upcycling meines ehemaligen, selbstgebastelten Laborabzugs entschieden. Die Holzkonstruktion hatte ich also schon...



    An der Oberseite war schon ein Loch für ein DN110 Rohr, seitlich waren drei Steckdosenlöcher und unten war schon gefliest und mit Silikon verfugt. Also habe ich die 1,40 m Höhe in vier Abschnitte zu 35 cm unterteilt und Dachlattenstücke angeschraubt, um Schienen für spätere Böden zu haben.


    Vorne wurde eine Flügeltür installiert, mit 4 Sichtfenstern, die mal Schiebetüren waren.



    Die Fruchtungskammer wurde dann komplett mit Silikon ausgespachtelt (3 Tage enormer Essiggeruch <X), um die Pressspanplatten gegen die zukünftig herrschende hohe Luftfeuchtigkeit zu wappnen.


    Für die Beleuchtung habe ich mir so einen 5m-LED-Streifen aus'm Baumarkt besorgt und diesen durch einen klaren 12/16mm-PVC-Schlauch gepfriemelt. Die drei Steckdosenlöcher habe ich mit DN50 HT-Winkel ausgestattet, um durch eins davon den LED-Schlauch (im Moment noch mangels Bauteil mit gestopfter Watte abgedichtet) feuchtigkeitsdicht einzuschleusen.



    Die Deckel der anderen beiden Winkel wurden durchlöchert, ein 8/11mm-PVC-Schlauch durchgefädelt und mit Hilfe eines Eimers und Styropor ein noch vorhandener 150mm-Rohreinschublüfter angebaut, der sich in einem DN160 KG-Rohr befindet, welches ansaugseitig mit Gartenvlies gegen Staub und andere Grobpartikel geschützt wird. Die Abluft wird direkt ans Kellerfenstergitter geleitet (über einen Spiralschlauch für Trockner).


    Zur Erhöhung der Luftfeuchtigkeit habe ich einen Ultraschallvernebler in ein Einmachglas verfrachtet, eine Aquarienluftpumpe (400 L/h) per 6/9er-PVC-Schlauch, den 8/11mm-PVC-Schlauch aus der Fruchtingskammer und ein weiteres Stück 8/11er Schlauch in den Deckel eingefasst und abgedichtet (Silikon/Heißkleber - Bedarf noch der Optimierung, aber funktioniert im Moment zur Parametereinstellung). Das zusätzliche Stück 8/11er-Schlauch wurde als Wasserbrücke verwendet und reicht in eine Plastikbox.



    Die Plastikbox dient dem Aufrechterhalten des Wasserniveaus im "Nebelerzeuger" (habe lange überlegt, wie ich das System halbwegs autark gestalten kann), nun muss nur noch eine auf dem Kopf stehende Flasche als Wasserreservoir angebaut werden ...


    Somit muss ich nur noch alle paar Tage Wasser nachfüllen - allerdings muss ich den Aufbau noch etwas hinsichtlich der regelmäßigen Reinigung optimieren.


    Im Moment läuft gerade die Testphase, wie ich Lüfter und Nebler zeitlich aufeinander abstimmen muss, für den Anfang habe ich mit einem gelben Sack als "Volumenmesser" am Abluftschlauch grob den Durchfluss bestimmt - der Lüfter läuft nun erstmal 20 min alle 2,5 Stunden, um im Schnitt auf 4 Luftwechsel pro Stunde zu kommen und so die CO2-Konzentration in den Griff zu bekommen.



    Ich hatte mich jetzt erst einmal entschieden, ein paar Substrate für den Pioppino auszutesten, bevor ich mich an den Schopftintling mache, also habe ich Ansätze sowohl mit purer Buche, als auch mit ein paar Zusätzen angefertigt, die Rezepte kommen dann bei entsprechendem Fruchtungserfolg dazu.


    Zudem habe ich mich jetzt erst einmal entschieden, die Flüssigkulturen hinten anzustellen - zeitlich sind Substratbruten deutlich flexibler und ich habe erst einmal noch einiges auszuloten :/


    Nun denn: die Substratmischungen wurden zu je 350 g in Gurkengläser abgefüllt (auf den Bildern mit Kaffeesatz als Zusatzstoff), mit einem 16mm Reagenzglas ein Kanal für die spätere Brut getrieben und sterilisiert (90 min, ~17 psi).




    In die Deckel habe ich 2 Löcher mit 8 mm gebohrt, das eine direkt mit Hochtemperatursilikon versiegelt (Impfport für die spätere Injektion der Flüssigmycelien), in das andere ein ca. 13 mm langes Stück Alurohr eingepasst, in welches Baumwollwatte als Luftfilter gestopft wurde.



    Der Impfkanal wird dann heute mit den mit Pioppinomycel besiedelten Buchenchips befüllt und inkubiert.



    Zudem habe ich noch ein paar Gläser Substratbrut angesetzt, hierzu habe ich die Buchenholzchips in 2%iger Malzextraktlösung 30 min gekocht, abgesiebt und ebenfalls mitsterilisiert. Die Idee hatte ich von einem Paper, in welchem Lagerkulturen von Pilzen hergestellt wurden, indem Rundholz-Stücke in 2% ME sterilisiert wurden und diese dann von Mycel besiedelt in Reagenzgläsern im Kühlschrank eingelagert wurden. Somit konnte zumindest eine Art (gemeiner Wurzelschwamm) 13 Jahre vital gehalten werden ohne zwischenzeitlich zu überimpfen!

    [C. Delatour; A very simple method for long-term storage of fungal cultures;

    Eur. J. For. Path. 21 (1991), 444-445; DOI: 10.1111/j.1439-0329.1991.tb00782.x]


    Ich hatte schonmal einen Ansatz zu Testzwecken gemacht, nachdem ich gesehen hatte, dass auch comatus Buchenholz besiedeln kann und konnte beobachten, dass die mit ME behandelten Buchenchips bedeutend schneller und dichter besiedelt werden! Für zukünftige Backup-Kulturen werde ich wohl einen ähnlichen Weg wie im Paper wählen und das ganze vielleicht noch mit anderen Holzarten ausprobieren...


    Da die schon beimpften Substrate mittlerweile besiedelt waren, habe ich mich dazu entschieden, sowohl den Pioppino, als auch den Schopftintling mit Deckerde zu behandeln und habe mich an Stamets' Rezept gehalten, indem ich 10 Volumenteile Torf mit je einem Teil Gips und Kalk vermengt habe und soviel Wasser hinzugefügt, dass beim Zusammendrücken in der Hand gerade ein paar Tropfen Wasser herauskamen.

    Diese wurde ebenfalls 90 min sterilisiert und nach dem Abkühlen ca. 3 cm dick auf die Substrate aufgetragen,




    mit Frischhaltefolie abgedeckt (Gummiband zur Fixierung) und diese mit einer Kanüle perforiert.



    Die nächsten Tage verbringen sie dann erst einmal noch im Inkubator, bis das Mycel die Oberfläche erreicht hat - dann geht's ab in die Fruchtungskammer.


    Ich hatte zwischenzeitlich noch Parasole und Mönchsköpfe gefunden und auch geklont (auf MEYA, geotropa auch auf mit ME behandelten Buchenchips). Der Parasol wächst recht gut,



    für den Mönchskopf ist das MEYA nicht so gut geeignet.


    Auf dem Buchenholz zeigte sich gar kein Wachstum, deshalb habe ich nochmal weitere Klone vom geotropa auf sterilisiertem Stroh und Kompost angesetzt - das Stroh mag er auch nicht so wirklich,

    auf dem Kompost ist wenigstens ein leichtes Mycelwachstum zu erkennen...



    Ich gehe daher mal davon aus, dass der Mönchskopf mehr ein Sekundärzersetzer ist und dadurch vorverdautes Substrat benötigt - ich setze nun PDA an (Sud aus 56 g ungeschälten Kartoffeln in 200 mL Wasser, 10 g Glucose und 4 g Agar - auf 250 mL aufgefüllt), in der Hoffnung dass er mit Glucose besser zurechtkommt.



    Mein erster Testkandidat für die Fruchtungskammer wird ein Strohblock, welcher mit ostreatus beimpft wurde und mittlerweile durchwachsen ist. Ich hatte das Stroh in Bratschlauch sterilisiert und mit Agar beimpft - im Keller wurde es etwas kälter, das Mycel drückte sich aus der Folie heraus... also habe die Folie mit dem externen Mycel entfernt und den Block auf Alufolie sicherheitshalber nochmal in den Kühlschrank gepackt, um den Kältereiz zu sichern. Ich hoffe, dass ich heute oder morgen die rel. Luftfeuchtigkeit im Griff habe und die Austern zum Fruchten aufstellen kann =)


    Bis dahin dann erstmal wieder,

    euer mykoma

    Hey Hassi,


    nein, ich klone bzw. keime schon auf Agar, da mir bewusst ist, wie kontaminiert so ein Fruchtkörper/Sporenabwurf sein kann, allerdings möchte ich dann das aufgereinigte Mycel verwenden, um meine Flüssigkulturen (analog der Körnerbrut) anzusetzen und damit dann meine Substrate beimpfen.

    Wie genau das dann ablaufen wird, dokumentiere ich dann wieder hier =)


    Mit den FlüMys will ich auch noch ein bisschen rumexperimentieren, welche Zusätze gut für das Wachstum sind.

    Ich habe vor, von einer Glucoselösung auszugehen und diese mit Nährstoffen anzureichern, Näheres dazu dann bald - die Tage werde ich mal die ersten LCs (liquid cultures) mit Schopftintling und Pioppino ansetzen. Parallel dazu habe ich noch ein paar Prints (welche verrate ich noch nicht :P), die ich keimen lassen möchte.


    Einen Brutschrank werde ich mir noch zusammenbasteln, da die Kellertemperatur von 16 °C momentan einfach zu niedrig ist. Ich habe schon einen alten Kühlschrank organisiert bekommen, bei dem der Kompressor ausgebaut wurde (Sperrmüll). Das Kühlsystem wird dann mittels Aquarienpumpe und einer Heizung betrieben (sobald ich eine neue Pumpe habe), um die angenehmen ca. 25 °C für das Mycelwachstum aufrecht zu erhalten ;-)

    Deine Styroporbox als Inkubator ist eine gute Idee, allerdings wäre mir das Raumangebot etwas zu gering, da ich auch vorhabe, meine Substrate zum Durchwachsen darin zu lagern und da erschien mir ein alter Kühlschrank optimal ;-)


    Grüße,

    mykoma

    Hey Hassi,


    cool, das noch andere Züchter hier unterwegs sind =)

    Ja, mit Agar inokulieren funktioniert zwar (habe ich ja bei meinen Kulturen auch gemacht), aber ich bin kein Freund von dem ganzen Platikmüll, weshalb ich mich für die Kultivierung in den Einmachgläsern entschlossen habe. Hierbei ist allerdings das Problem, dass ich entweder in das Substrat einen "Tunnel" machen müsste, damit die Körnerbrut auch unten im Glas ankommt... oder ich warte eben, bis das Ganze von oben her durchkolonisiert ist, was aber doch schon eine Weile dauert - und Schütteln ist mit dem Substrat im Einmachglas nicht xD.


    Deshalb die bald folgenden Versuche mit FlüMy, hier kann ich dann (später) mit Glasspritzen und Edelstahlkanülen arbeiten und muss nur gelegentlich die Deckel für die Gläser austauschen, kann tief im Substrat anfangen, das Mycel zu injezieren und so hoffentlich die Durchwachszeiten verkürzen ;-)

    Und da ich dann nicht mit Roggen arbeite, habe ich auch nicht mehr Arbeit, sondern kann Anstelle der Körnerbrut einfach mein FlüMy verwenden ;)


    Grüße,
    mykoma

    So meine Lieben, ein kleines Update, da man mittlerweile auch in den Substratgläsern deutlich Mycel sehen kann =)


    Einmal der Pioppino



    Und der Schopfi



    Beim Schopftintling bin ich mal gespannt, ob ich es schaffe, dass er fruktifiziert, da es hier anscheinend doch zu größeren Problemen kommt (was ich bisher so in Zuchtforen lesen konnte) *trial and error*



    Und dann hatte ich die ersten Fruchtkörper des Austernseitling-Pappelstamms, den ich Anfang des Jahres mit der selbst hergestellten Dübelbrut beimpft hatte, leider waren sie schon zu alt und von Maden genüsslich ausgehölt worden. Ich habe den Stamm mal abgeerntet und warte nun auf eine zweite Welle =)



    Zudem beschäftige ich mich aktuell mit der Herstellung von Flüssigmycel, d.h. man lässt das Mycel in einer Nährlösung (i.d.R. Zuckerwasser) wachsen. Der Vorteil von FlüMy ist die Handhabung, da man einfach immer wieder mit einer sterilen Spritze etwas Mycel mit Flüssigkeit aufsaugen kann und dieses dann zum Beimpfen von Substrat verwendet. Mit FlüMy beimpfte Substrate werden anscheinend deutlich schneller kolonisiert und man benötigt nur geringe Mengen davon.

    Der große Nachteil allerdings ist, dass man in der Flüssigkeit das gewünschte Pilzmycel nicht von evtl. Kontaminationen unterscheiden kann, aber dazu irgendwann dann mal mehr ;-)


    Bis dahin dann erstmal wieder,

    to be continued...

    Hallo liebe Forengemeinde,


    nachdem ich letztes Jahr meine ersten Austernseitlinge kultivieren konnte (siehe Anfänger-Winterpilzzucht), habe ich mich weiter in das Thema Pilzzucht/-anbau eingelesen und trotz fehlender Updates hier im Forum auf weitere Experimente vorbereitet =)

    Dieses Jahr war was die Natur angeht ein ziemliches Extrem, aber trotzdem konnte ich sowohl meine gewünschten Schopftintlinge, als auch ein paar Pioppino-Kollektionen finden ;-)


    Nun habe ich von meinen erstmals gefundenen Schopftintlingen einen „Sporenabdruck“ gewinnen können, als auch Klone von den auf der Schwarzwald-Exkursion gefundenen Schopfis erstellen. Zudem kamen noch regionale Erstfunde des südlichen Ackerlings (Pioppino) auf, von denen ich ebenfalls Klone erstellen und Sporenabdrücke gewinnen konnte.


    Nun möchte ich euch einen neuen Thread eröffnen (bzw. habe ich ja schon xD), in dem ich meine zweite Reihe Zuchtversuche dokumentieren möchte.


    Zu Beginn erst einmal die selbst angefertigten Petrischalen…


    Die Agar-Mischung wurde nach folgendem Rezept zubereitet:


    - 1000 mL Wasser, destilliert

    - 25 g Agar-Agar

    - 30 g Malzextrakt (65 % Kohlenhydrate)

    - 2 g Trockenhefe


    Pro Petrischale wurden ca. 10-12 mL des Mediums benötigt, ich hatte 12 Petrischalen und habe 150 mL angesetzt. Die Mischung wurde in einem 250 mL-Glas mit aufgesetztem Plastikdeckel in der Mikrowelle zum Sieden erhitzt und nachfolgend unter jeweiligem Umschwenken (Lederhandschuhe!) mehrmals für einige Sekunden in der Mikrowelle zum Kochen gebracht, bis der Agar sich vollkommen aufgelöst hatte.

    Das Medium wurde im Anschluss noch heiß in die Petrischalen gegossen (wieder Lederhandschuhe!), der Deckel aufgelegt und abkühlen gelassen. Durch das Abkühlen verfestigt sich das Agar-Medium und man kann die Petris ohne Probleme handhaben. Die Schalen habe ich danach in einen mit Kabelbinder am einen Ende verschlossenen Bratschlauch gepackt (2x6 Stück übereinander), selbigen eng am anderen Ende ebenfalls mit einem weiteren Kabelbinder verschlossen und 15 min im Schnellkochtopf (ca. 119 °C) sterilisiert. Nachdem der Druck wieder abgesunken war, wurde das Päckchen noch heiß vorsichtig (Lederhandschuhe!) entnommen und auf einer horizontalen Fläche auskühlen gelassen. Die erstarrten und sterilisierten Petris wurden nachfolgend einige Tage bei Raumtemperatur gelagert, um das entstandene Kondenswasser innerhalb der Petrischalen wieder in das Agar-Medium einziehen zu lassen.


    Nun zum Sporenabdruck meines Schopftintlings:


    Generell gewinnt man Sporenabdrücke ja, indem man den (vom Stiel entfernten) Hut eines Fruchtkörpers mit der sporenbildenden Schicht nach unten auf ein Blatt Papier o.ä. legt. Für den Schopftintling habe ich, da er sich in Tinte autolysiert, einen jungen Fruchtkörper mit einer Rouladennadel oben durchstochen habe und in dann in einen mit Alufolie ausgekleideten Becher gehängt habe und ihn mit einem losen Stück aufgelgter Alufolie vor Fremdkontaminationen durch Staub geschützt habe. Nach einigen Stunden begann der Fruchtkörper sich zu zersetzen und die Tinte sich auf der Alufolie zu sammeln. Nachdem ungefähr der halbe Schopftintling zerflossen war, habe ich ihn entfernt und die überschüssige Flüssigkeit mit einem Küchenpapier, das an den Rand der Sporensuspension gehalten wurde, aufgesaugt. Den Rest Flüssigkeit habe ich dann verdunsten lassen, indem ich das Folienstück, auf dem sich der zurückgebliebene Sporenmatsch befand wieder mit Alufolie lose abgedeckt einige Zeit habe liegen lassen. Der getrocknete Print wurde dann zusammengefaltet und erst einmal zur Lagerung in einem Druckbeutel verstaut.


    Beim Pioppino war das Ganze natürlich einfacher, hier habe ich den Hut (nah am Lamellenansatz abgeschnittener Stiel) mit den Lamellen nach unten auf Alufolie gelegt und auch diesen lose mit weiterer Folie abgedeckt. Über Nacht wurden ausreichend sichtbare Spuren an Sporenpulver abgeworfen (werde hierzu evtl. noch einen Guide verfassen =) ) und der Print wieder lose abgedeckt trocknen gelassen und gefaltet in einem Druckbeutel gelagert.


    Gleichzeitig habe ich von einem weiteren, dickstämmigen Exemplar den Stiel abgeschnitten und in einer Glovebox jeweils ein kleines Stückchen Fruchtfleisch mit einer Pinzette aus dem Inneren auf eine der vorbereiteten Petrischalen gegeben. Diese wurden dann mit auf ca. 5 cm zurechtgeschnittener Frischhaltefolie (Cutter) 5-6x dicht umwickelt.


    Da ich die Sporen vom Schopftintling hatte, habe ich mit einem mit 70% Ethanol desinfizierten Spatel ein wenig Sporenmasse (in der Glovebox) von der Alufolie abgekratzt und auf weiteren Petrischalen verteilt (immer wieder vor jeder Sporenentnahme desinfiziert!). Auch diese 7 Petris wurden mit Frischhaltefolie versiegelt, Nummer 8 ist mir aus der Hand gerutscht und zersprungen.


    Zudem hatte ich noch eine Petrischale mit Austernseitling (vom Januar), von welchem ich ebenfalls jeweils ein bisschen Mycel auf zwei weitere Petrischalen verteilt hatte, mit dem Rest des Agars wurde ein kleiner Beutel sterilisierter Strohpellets beimft, aus welchem ich dann auch einen Print zur Konservierung anlegen möchte, wie auch ein paar neue Dübel für einen Kirschholzstamm, den ich kürzlich bekommen habe, als auch ein Ansatz mit Buchenchips zu weiteren Vermehrung.


    Da es sich leider etwas schwierig gestaltet, in der Glovebox zu arbeiten und gleichzeitig Bilder zu machen, habe ich das an dieser Stelle erst einmal nicht getan, werde aber wohl noch einen detaillierten und dann auch bebilderten Guide für meine Arbeitsweise in der Glovebox erstellen =)


    Die ganzen Behältnisse durften dann einige Zeit im Keller bei ca. 20 °C vor sich hinkolonisieren und -keimen.



    Klone des Pioppino



    Überimpftes Mycel des Austernseitlings auf Agar



    Überimpftes Mycel des Austernseitlings auf Substraten



    Schopftintlingssporen frisch gekeimt


    Da meine Petrischalen nun belegt waren, habe ich versucht, das Agar mal in Einmachgläsern anzusetzen, gleiches Rezept wie oben, vier davon wurden dann je mit einem Fruchtfleischstückchen aus dem Stiel der Schopftintlinge aus dem Schwarzwald beimpft:


    Klone des Schopftintlings


    Da sich das sterile Gießen von Petrischalen in einer Glovebox für mich als unpraktikabel herausgestellt hat (der hermetisch verschlossene Innenraum muss vollständig in einen Flüssigkeitsnebel gehüllt werden und dieser braucht Zeit, um sich zu setzen und in der Zwischenzeit ist der Agar schon wieder fast ausgehärtet), bin ich auf Gießen und anschließend sterilisieren umgestiegen. Hier allerdings müssen die Petrischalen ausreichend lange nach der Sterilisation zwischengelagert werden, damit das Kondenswasser wieder resorbiert werden kann.


    Der Vorteil der Gläser, habe ich festgestellt, ist die geringere Neigung zur Kondenswasserbildung und die Gläschen können auch nicht überkochen, wie es mir bei den Petrischalen nun schon zwei Mal passiert ist. Nachteil ist allerdings, das die Agarfläche deutlich kleiner ist und Kontaminationen durch die Glasdicke und -form schwieriger zu erkennen sind. Zudem ist das Entnehmen von Mycel aufwändiger, aber dennoch werde ich wohl in Zukunft erst einmal bei Gläschen bleiben, werde mir allerdings andere zulegen, die nicht so hoch und etwas größer im Durchmesser sind.


    Nun zurück zu den Mycelien…


    Da der eine Pioppino-Klon seine Petrischale schon fast vollständig besiedelt hatte, wurde es Zeit sie zu Vermehren.

    Jeweils ein Pellet, das ich mit Hilfe meiner selbstentworfenen Stanze aus dem Agar herausgestochen habe, wurde auf neue Agargläschen gegeben, eines auf sterilisierte Buchenchips und vier weitere auf sterilisierte Substrate (bestehend aus Buchenchips, Buchenbriketts und Weizenkleie):



    Die Glove-Box



    Die Stanze =)





    Auch die Schopftintlingssporen hatten schon ordentlich Mycel gebildet. Eine der Kulturen hat bis heute gar nicht gekeimt (angesetzt wurde am 16.10.), eine weitere war mit schwarzem Schimmel kontaminiert (siehe oben), bei dieser hat das Mycel sein Wachstum mittlerweile vollkommen eingestellt. In einer Petrischale hatten sich Bakterien breit gemacht, was den Schopftintling allerdings nicht sehr interessierte, das Mycel ist einfach über die Bakterienkolonien hinweggewachsen, ich konnte an den entsprechenden Stellen allerdings ein verdichtetes Mycel beobachten.

    Die Kultur mit dem zügigsten Wachstum wurde dann überimpft; auf drei sterilisierte Substrate (bestehend aus losem Stroh, Strohpellets und Kompost), einmal Buchenchips (schauen ob‘s was wird) und wieder Agargläschen.



    Schopftintling überimpft auf Substrat-Agar


    Für dieses Agar habe ich mal den „Substratzusatz“ ausprobiert, da dieser die „Eingewöhnungszeit“, die der Pilz zum Anpassen an die neuen Nährstoffverhältnisse des Substrats gegenüber des Agars benötigt, reduzieren soll. Zudem soll so eine Spezialisierung des Pilzes auf den Malzaufschluss verhindert werden, da die Möglichkeit besteht, dass bei häufigerem Überimpfen auf weitere Petris der Pilz die Fähigkeit verliert andere Nährstoffe aufzuschließen.

    Hierzu wurde dem Agar jeweils eine kleine Menge des zukünftigen Substrats (3-5 g pro Liter Agar) zugegeben.


    Auf Bilder von den Substratgläsern müsst ihr leider noch ein wenig warten, da die Ränder mit Substrat behaftet sind und das Myzelwachstum im Moment noch nicht zu fotografieren ist, mit dem Auge kann ich aber Wachstum erkennen =)


    … to be continued