Beiträge von mykoma

    Guten Abend ihr Lieben,


    ich habe das WE genutzt, um mal wieder ein kleines Update zu verfassen ;-)

    Die Deckerde wurde zügig besiedelt, der comatus wuchs etwas schneller, aber ich habe mich dazu entschieden, einfach die noch nicht vollständig bewachsenen Pioppinos mit in die Fruchtungskammer zu stellen, da ich diverse Beiträge gelesen hatte, die eine weitere Inkubation nach dem "Casing" von 3-5 Tagen empfehlen.

    Nach 5.5 Tagen wurden die Kulturgläser also gestern zu dem schon am Vortag aufgestellten Austernseitlingsblock übersiedelt - Temperatur liegt bei ca. 12 °C, die Luftfeuchtigkeit hält sich im Moment bei ca. 100 % auf (das Hygrometer zeigt zwar nur max. 96 % rH an (auch in absolut dichtem Feuchtigkeitsnebel), aber Justierungsversuche an der Stellschraube auf der Gehäuserückseite erwiesen sich als eher schwierig, von daher setze ich die 96 % einfach mal als Maximum an.






    Das Zusammenspiel von Lüfter und Luftbefeuchtung muss noch weiter optimiert werden...

    Ich habe jetzt auch mal noch eine leichter zu reinigende Luftbefeuchtungsapparatur zusammengeschustert, indem ich ein 1700 mL Gurkenglas genommen habe, ein DN 75 HT-Rohr mit etwas Backofenhitze eingepasst habe und mit Hilfe von Messing-Fittings und Gartenschlauchadaptern ein demontierbares System konstruiert habe.
    Die Wasserbrücke hält den Wasserspiegel jetzt über eine Tupperdose und eine Colaflasche als Reservoir aufrecht.


    Heute habe ich dann auch mal die Mönchsköpfe und den Parasol auf PDA überimpft, mal schauen, wie geotropa nun damit zurechtkommt. Der Parasol soll dann später auf Stroh gezogen werden und wird im Frühjahr erstmal auf einer moosigen Wiese vergraben.


    Das war's dann erst mal wieder... Fortsetzung folgt =)

    mykoma

    Hey Safran,


    wenn du so viele Judasohren findest, dann solltest du vielleicht mal das Trocknen in Betracht ziehen ;-)

    Judasohren kurz waschen, von Holz- und sonstigen Resten befreien und einfach auf die Heizung legen - das reicht normalerweise aus, damit sie recht zügig so trocken sind, dass man sie zerbrechen kann. Dann ab in ein Einmachglas und aufheben. Ich selbst weiche sie dann gerne in etwas Wasser ein, damit sie wieder aufquellen, schneide sie dann in feine Streifen und benutze sie als Einlage in Suppen.

    Alternativ kann man sie auch in Sojasoße quellen lassen und dann ab in asiatische Pfannen oder dergleichen.

    Auch als Präsente in kleinen Schraubdeckelgläsern verpackt für Verwandte/Bekannte, die gerne asiatisch essen =)

    Nur so als Anregung :-P


    Grüße,

    mykoma

    Die Aufnahmen sind ja mal cool - hab ich so auch noch nicht gesehen :huh:

    Aber der erste Pilz, den das Squirrel mampft, ist ein Täubling, der wohl aufgrund der roten Huthaut als Fliegenpilz bezeichnet wird :D

    Aber interessant, dass sie auch Pilze trocknen =O Hätte ich nicht erwartet...

    Zur Echtheit des Pilzes kann ich nicht viel sagen,

    aber ich habe auch schon mal ein Eichhörnchen gestört, dass an einem Pappelschüppling nagte - als ich mir dann den Fruchtkörper zwecks Identifizierung genauer angeschaut habe, waren auf der Hutoberfläche deutliche Furchen/Fraßspuren zu sehen... also Pilze scheinen zum Teil auch auf dem Speiseplan der knuffigen Nager zu stehen, allerdings haben unsere Eichhörnchen auf dem Balkon noch keine meiner selbst gesammelten Pilze entführt, die ich zwecks Zwischenlagerung bei den kühlen Herbsttemperaturen oder zum Aussporen der Putzreste draußen deponiert hatte, im Gegensatz zu Karotten, Birnen oder Äpfeln, die hin und wieder unter die Zähne kommen :/

    Guten Abend,


    also das mit dem Kongorot hat Wolfgang ja schon ausgeführt - die wässrige Lösung, in der sich Bodensatz gebildet hat, kann man durch Zugabe von etwas Wasser wieder zu einer klaren Lösung machen, bei Kongorot/NH3 logischerweise durch Zugabe von wenig (möglichst konzentriertem) Salmiakgeist. Bei SDS könnten ein paar Krümel NaOH funktionieren, ich kann mir vorstellen, dass das SDS (liegt i.d.R. als Natriumsalz vor) langsam mit CO2 aus der Luft zu Natriumcarbonat/Soda und freier Sulfonsäure reagiert, die Sulfonsäure ist schlecht wasserlöslich) - allerdings ist dann hier die Frage, inwieweit der pH-Wert für das Reagenz wichtig ist...


    Zur genaueren Haltbarkeit der Farbstoff-Lösungen kann ich dir leider keine weiteren Infos geben - in der chemischen Industrie/Analytik wird alles so im 4-Wochen-Rhythmus erneuert, wenn es in der Zwischenzeit nicht aufgebraucht und ohnehin ein neues Gebinde geöffnet wurde.


    Zur Geschichte mit der Alufolie: Ja und nein... Braunglas reduziert die Zersetzung von Reagenzien/Chemikalien zwar schon erheblich, aber es gelangt immernoch ausreichend Licht durch, welches den Substanzen zusetzen kann. Daher ist es gängige Praxis, lichtempfindliche Stoffe noch zusätzlich mit Alufolie zu versehen, wodurch die Haltbarkeit deutlich gesteigert wird (habe da allerdings bisher selbst nur Erfahrung mit Silbernitrat).


    Die Kristalle, die sich an HCl/NH3-Flaschen bilden, wenn sie nahe zueinander gelagert werden, sind weder giftig, noch krebserregend. Es handelt sich dabei um Ammoniumchlorid/Salmiak (kommt auch in Lakritz rein) ;-)

    Ich lagerte meine Säuren und Laugen immer separat in zwei Schränken, offene Plastikboxen als Separator reichen da meiner Erfahrung leider nicht aus.


    Ach ja... hatte ich beim letzten Post vergessen:

    Salpetersäure (>3 %) unterliegt mittlerweile einem Besitzverbot für Privatpersonen (ebenso wie Wasserstoffperoxid >12%) - die EU-Verordnung ist zwar schon in Kraft, wird aber so weit ich weiß im Moment noch nicht vollumfänglich in Deutschland umgesetzt.


    Grüße,
    mykoma

    Ach, für mich als angehender Chemiker ein ausgezeichneter Thread =)


    Zum Chloralhydrat: als Medikament unterliegt es dem Arzneimittelgesetz, da es hier allerdings als Reagenz verwendet wird, ist dieses hinfällig. Somit fällt es als Giftstoff nur noch unter die übliche Dokumentationspflicht des Verkäufers (ähnlich p-Phenylendiamin oder Phenol und andere Giftstoffe: Mindestalter 18 Jahre und Personalien des Käufers werden dokumentiert - i.d.R. per Endverbleibserklärung EVE bzw. Giftbucheintrag) - Besitz ist vollkommen unproblematisch ;-)

    Lagerfähigkeit ist i.d.R. unbegrenzt, sofern in dichten Gefäßen befindlich.


    Zum Eisen(II)-sulfat kann ich mich Climbingfreak nur anschließen, das Eisen oxidiert recht zügig durch Luftsauerstoff zu Eisen(III) und ist dann nicht mehr zu gebrauchen, allerdings kann man die Lösung mit etwas Schwefelsäure länger haltbar machen. Ich weiß allerdings nicht, inwieweit der pH-Wert Einfluss auf die spezifische Reaktionen hat, also besser immer frisch ansetzen =)


    Für Ammoniaklösung (25 %) gilt ähnliches wie für Salzsäure - so lange die Flasche dicht ist, kann man sie ewig lagern, allerdings diffundiert immer eine geringe Menge des Gases (egal ob Ammoniak oder Chlorwasserstoff) heraus - niemals Säuren in der Nähe von Laugen lagern, besonders im Fall von Ammoniak, da die Ammoniakdämpfe an den Säureflaschen zu Salzen reagieren und dann (gerade bei Salzsäure) Kristalle oder fluffige Kristallgebilde verursachen.


    Anilin selbst ist als Blutgift bekannt, Zytotoxizität weiß ich nichts drüber - Lagerbar ist Anilin in luftdichten Gefäßen ebenfalls (theoretisch) unbegrenzt, allerdings oxidiert es mit der Zeit und verfärbt sich bräunlich bis später dunkelbraun-violett, nach Jahren wird eine geringe Menge (einige Milliliter) Anilin wohl unbrauchbar.


    Eisen(III)-chlorid ist unbegrenzt lagerfähig, allerdings nur luftdicht, da es Wasser anzieht (hygroskopisch) und dann eine braune, korrosive Brühe bildet, in der sich Rost niederschlägt.


    Ethanolglycerin als Stoff macht bei mir keinen Sinn... es gibt auch keine Infos zu den Inhaltsstoffen und ich finde auch sonst nichts im Netz - möglicherweise eine Mischung aus Ethanol und Glycerin?


    Glamalc ist offensichtlich eine Mischung aus Ethanol, Ammoniak und Glycerin, also ähnliches wie bei Ammoniak - dichtes Gefäß zur Lagerung, dann unbegrenzt xD


    Kongorot ist als Salz (käufliche Form) in Wasser löslich, daher wird sich in einer gesättigten Lösung mit der Zeit Bodensatz bilden (Verdunstung), der aber wieder durch Zugabe von wenig dest. Wasser aufgelöst werden kann, als Salz unbegrenzt lagerfähig, Lösungen regelmäßig neu ansetzen.


    Malachitgrün ist lichtempfindlich und das Gebinde sollte daher mit Alufolie umwickelt werden, ansonsten ebenfalls unbegrenzt lagerfähig.


    Methylenblau/Methylorange/Methylviolett sind als Salze unbegrenzt lagerfähig, die Lösungen sollten regelmäßig frisch angesetzt werden.


    Natriumhydroxid siehe Kalilauge - identische Eigenschaften.


    NaOCl sollte i.d.R. (mit dest. Wasser) verdünnt werden, wodurch sich die Lagerfähigkeit erhöht - die konzentrierte Lösung sollte allerdings unter Lichtausschluss schon etwas länger halten (habe einen 10-L-Kanister seit gut 6 Monaten lichtgeschützt im Keller, keine äußerliche Anzeichen der Zersetzung - die im Bad befindliche Flasche muss regelmäßig ausgetauscht/aufgefüllt werden, nutze es zur Desinfektion/Desodorierung von Katzenurin und Toilette).


    p-Phenylendiamin unterliegt ebenfalls der Oxidationsempfindlichlkeit, stärker als Anilin (gleiche Stoffklasse) - aber als Feststoff in dichten Gefäßen mehrere Jahre haltbar.


    Patentblau und Phloxin B analog Methylorange etc.


    Phenol (als Feststoff, hygroskopisch) ist ebenfalls dicht und lichtgeschützt unbegrenzt lagerfähig - habe welches seit 5 Jahren im Schrank, vollkommen unverändert.


    Silbernitrat ist lichtempfindlich, als Salz wieder unbegrenzt lagerfähig, die Lösung in Wasser sollte regelmäßig erneuert werden, eine Lösung in Ammoniak hingegen ist nicht ganz ungefährlich und sollte maximal wenige Tage alt werden. Das Silber bildet mit Ammoniak über die Zeit einen gefährlich alternden Niederschlag, der explosionsgefährlich werden kann!


    Sudan, Toluidinblau und Trypanblau wieder analog Methylorange.


    Solfovanillin würde ich auch regelmäßig erneuern (alle paar Monate), 1 Jahr halte ich für zu lange, da das Reagenz einer kontinuierlichen Reaktion unterliegt.


    Soweit die Chemikerseite ;-)


    LG,

    mykoma

    Hey Wutzi,


    das mit der Butter im Kühlschrank ist kein Problem - ich habe einen 25 L Minikühlschrank, der kühlt und läuft zur Einlagerung meiner Kulturen (0-5 °C) und einen nicht mehr funktionstüchtigen Kühlschrank (ca. 140 cm hoch) für meine Pilze, der eben zum vorgestellten Inkubator umfunktioniert wurde...

    das Ganze befindet sich alles im Keller - der Lebensmittelkühlschrank in der Wohnung wird nicht bepilzt :S

    ... immerhin hast du Recht, die Butter (zum Pilze braten) muss ja auch irgendwohin, erst recht im (Spät)Sommer ^^


    Liebe Grüße,
    mykoma

    Ach wir Pilzler haben doch alle irgendwie einen Schaden :D


    Aber cooles Bild - ich hoffe die Kräuterseitlinge sind schon etwas gewachsen?



    Nun BTT; ich habe die Zeit genutzt, während meine Kulturen noch am Durchwachsen waren und bringe euch mal up to date ;)



    Zuerst muss ich sagen, dass mein Vorhaben, den alten Kühlschrank per Aquarienpumpe und Wärmebad zu beheizen jämmerlich fehlgeschlagen ist, da die Kühlmittelleitungen nicht aus Edelstahl oder Aluminium sind, sondern aus einfachem Stahl - kurzum, nach wenigen Tagen hatte ich Rostbrühe im Heizbad, die mich eine Aquarienpumpe gekostet hat. Hassis Variante mit der Aquarienheizung direkt im Brutschrank hat mich dann mal ausprobieren lassen... und siehe da - mein Brutschrank:



    Anfangs hatte ich die Heizung einfach nur mittig in den Inkubator gehängt, was allerdings nicht zum gewünschten Erfolg führte: die aufsteigende warme Luft hat den Thermostat in der Aquarienheizung direkt aufgewärmt und somit das Erreichen der gewünschten Temperatur verhindert.

    Das Problem habe ich gelöst, indem ich den Heizstab kurzerhand in Schräglage, mit dem Thermostat nach unten, im Gemüsefach-Bereich positioniert und ein bisschen mehrlagige Alufolie für die Wärmeabfuhr untergelegt habe, damit mir das Holzbrett, das für die Schräglage sorgt, nicht wegbrutzelt =).


    Hierfür ein großes Dankeschön Hassi für die pragmatische Idee - seither habe ich konstant 26 °C im Inkubator :thumbup:



    Da ich meinen bald fruchtungsreifen Kulturen bessere Bedingungen bieten wollte, als den Austernseitlingen vom letzten Jahr (zu lange Stämme --> zu hohe CO2-Konzentration und auch recht kleine FK), habe ich mich für ein Upcycling meines ehemaligen, selbstgebastelten Laborabzugs entschieden. Die Holzkonstruktion hatte ich also schon...



    An der Oberseite war schon ein Loch für ein DN110 Rohr, seitlich waren drei Steckdosenlöcher und unten war schon gefliest und mit Silikon verfugt. Also habe ich die 1,40 m Höhe in vier Abschnitte zu 35 cm unterteilt und Dachlattenstücke angeschraubt, um Schienen für spätere Böden zu haben.


    Vorne wurde eine Flügeltür installiert, mit 4 Sichtfenstern, die mal Schiebetüren waren.



    Die Fruchtungskammer wurde dann komplett mit Silikon ausgespachtelt (3 Tage enormer Essiggeruch <X), um die Pressspanplatten gegen die zukünftig herrschende hohe Luftfeuchtigkeit zu wappnen.


    Für die Beleuchtung habe ich mir so einen 5m-LED-Streifen aus'm Baumarkt besorgt und diesen durch einen klaren 12/16mm-PVC-Schlauch gepfriemelt. Die drei Steckdosenlöcher habe ich mit DN50 HT-Winkel ausgestattet, um durch eins davon den LED-Schlauch (im Moment noch mangels Bauteil mit gestopfter Watte abgedichtet) feuchtigkeitsdicht einzuschleusen.



    Die Deckel der anderen beiden Winkel wurden durchlöchert, ein 8/11mm-PVC-Schlauch durchgefädelt und mit Hilfe eines Eimers und Styropor ein noch vorhandener 150mm-Rohreinschublüfter angebaut, der sich in einem DN160 KG-Rohr befindet, welches ansaugseitig mit Gartenvlies gegen Staub und andere Grobpartikel geschützt wird. Die Abluft wird direkt ans Kellerfenstergitter geleitet (über einen Spiralschlauch für Trockner).


    Zur Erhöhung der Luftfeuchtigkeit habe ich einen Ultraschallvernebler in ein Einmachglas verfrachtet, eine Aquarienluftpumpe (400 L/h) per 6/9er-PVC-Schlauch, den 8/11mm-PVC-Schlauch aus der Fruchtingskammer und ein weiteres Stück 8/11er Schlauch in den Deckel eingefasst und abgedichtet (Silikon/Heißkleber - Bedarf noch der Optimierung, aber funktioniert im Moment zur Parametereinstellung). Das zusätzliche Stück 8/11er-Schlauch wurde als Wasserbrücke verwendet und reicht in eine Plastikbox.



    Die Plastikbox dient dem Aufrechterhalten des Wasserniveaus im "Nebelerzeuger" (habe lange überlegt, wie ich das System halbwegs autark gestalten kann), nun muss nur noch eine auf dem Kopf stehende Flasche als Wasserreservoir angebaut werden ...


    Somit muss ich nur noch alle paar Tage Wasser nachfüllen - allerdings muss ich den Aufbau noch etwas hinsichtlich der regelmäßigen Reinigung optimieren.


    Im Moment läuft gerade die Testphase, wie ich Lüfter und Nebler zeitlich aufeinander abstimmen muss, für den Anfang habe ich mit einem gelben Sack als "Volumenmesser" am Abluftschlauch grob den Durchfluss bestimmt - der Lüfter läuft nun erstmal 20 min alle 2,5 Stunden, um im Schnitt auf 4 Luftwechsel pro Stunde zu kommen und so die CO2-Konzentration in den Griff zu bekommen.



    Ich hatte mich jetzt erst einmal entschieden, ein paar Substrate für den Pioppino auszutesten, bevor ich mich an den Schopftintling mache, also habe ich Ansätze sowohl mit purer Buche, als auch mit ein paar Zusätzen angefertigt, die Rezepte kommen dann bei entsprechendem Fruchtungserfolg dazu.


    Zudem habe ich mich jetzt erst einmal entschieden, die Flüssigkulturen hinten anzustellen - zeitlich sind Substratbruten deutlich flexibler und ich habe erst einmal noch einiges auszuloten :/


    Nun denn: die Substratmischungen wurden zu je 350 g in Gurkengläser abgefüllt (auf den Bildern mit Kaffeesatz als Zusatzstoff), mit einem 16mm Reagenzglas ein Kanal für die spätere Brut getrieben und sterilisiert (90 min, ~17 psi).




    In die Deckel habe ich 2 Löcher mit 8 mm gebohrt, das eine direkt mit Hochtemperatursilikon versiegelt (Impfport für die spätere Injektion der Flüssigmycelien), in das andere ein ca. 13 mm langes Stück Alurohr eingepasst, in welches Baumwollwatte als Luftfilter gestopft wurde.



    Der Impfkanal wird dann heute mit den mit Pioppinomycel besiedelten Buchenchips befüllt und inkubiert.



    Zudem habe ich noch ein paar Gläser Substratbrut angesetzt, hierzu habe ich die Buchenholzchips in 2%iger Malzextraktlösung 30 min gekocht, abgesiebt und ebenfalls mitsterilisiert. Die Idee hatte ich von einem Paper, in welchem Lagerkulturen von Pilzen hergestellt wurden, indem Rundholz-Stücke in 2% ME sterilisiert wurden und diese dann von Mycel besiedelt in Reagenzgläsern im Kühlschrank eingelagert wurden. Somit konnte zumindest eine Art (gemeiner Wurzelschwamm) 13 Jahre vital gehalten werden ohne zwischenzeitlich zu überimpfen!

    [C. Delatour; A very simple method for long-term storage of fungal cultures;

    Eur. J. For. Path. 21 (1991), 444-445; DOI: 10.1111/j.1439-0329.1991.tb00782.x]


    Ich hatte schonmal einen Ansatz zu Testzwecken gemacht, nachdem ich gesehen hatte, dass auch comatus Buchenholz besiedeln kann und konnte beobachten, dass die mit ME behandelten Buchenchips bedeutend schneller und dichter besiedelt werden! Für zukünftige Backup-Kulturen werde ich wohl einen ähnlichen Weg wie im Paper wählen und das ganze vielleicht noch mit anderen Holzarten ausprobieren...


    Da die schon beimpften Substrate mittlerweile besiedelt waren, habe ich mich dazu entschieden, sowohl den Pioppino, als auch den Schopftintling mit Deckerde zu behandeln und habe mich an Stamets' Rezept gehalten, indem ich 10 Volumenteile Torf mit je einem Teil Gips und Kalk vermengt habe und soviel Wasser hinzugefügt, dass beim Zusammendrücken in der Hand gerade ein paar Tropfen Wasser herauskamen.

    Diese wurde ebenfalls 90 min sterilisiert und nach dem Abkühlen ca. 3 cm dick auf die Substrate aufgetragen,




    mit Frischhaltefolie abgedeckt (Gummiband zur Fixierung) und diese mit einer Kanüle perforiert.



    Die nächsten Tage verbringen sie dann erst einmal noch im Inkubator, bis das Mycel die Oberfläche erreicht hat - dann geht's ab in die Fruchtungskammer.


    Ich hatte zwischenzeitlich noch Parasole und Mönchsköpfe gefunden und auch geklont (auf MEYA, geotropa auch auf mit ME behandelten Buchenchips). Der Parasol wächst recht gut,



    für den Mönchskopf ist das MEYA nicht so gut geeignet.


    Auf dem Buchenholz zeigte sich gar kein Wachstum, deshalb habe ich nochmal weitere Klone vom geotropa auf sterilisiertem Stroh und Kompost angesetzt - das Stroh mag er auch nicht so wirklich,

    auf dem Kompost ist wenigstens ein leichtes Mycelwachstum zu erkennen...



    Ich gehe daher mal davon aus, dass der Mönchskopf mehr ein Sekundärzersetzer ist und dadurch vorverdautes Substrat benötigt - ich setze nun PDA an (Sud aus 56 g ungeschälten Kartoffeln in 200 mL Wasser, 10 g Glucose und 4 g Agar - auf 250 mL aufgefüllt), in der Hoffnung dass er mit Glucose besser zurechtkommt.



    Mein erster Testkandidat für die Fruchtungskammer wird ein Strohblock, welcher mit ostreatus beimpft wurde und mittlerweile durchwachsen ist. Ich hatte das Stroh in Bratschlauch sterilisiert und mit Agar beimpft - im Keller wurde es etwas kälter, das Mycel drückte sich aus der Folie heraus... also habe die Folie mit dem externen Mycel entfernt und den Block auf Alufolie sicherheitshalber nochmal in den Kühlschrank gepackt, um den Kältereiz zu sichern. Ich hoffe, dass ich heute oder morgen die rel. Luftfeuchtigkeit im Griff habe und die Austern zum Fruchten aufstellen kann =)


    Bis dahin dann erstmal wieder,

    euer mykoma

    Hey Hassi,


    nein, ich klone bzw. keime schon auf Agar, da mir bewusst ist, wie kontaminiert so ein Fruchtkörper/Sporenabwurf sein kann, allerdings möchte ich dann das aufgereinigte Mycel verwenden, um meine Flüssigkulturen (analog der Körnerbrut) anzusetzen und damit dann meine Substrate beimpfen.

    Wie genau das dann ablaufen wird, dokumentiere ich dann wieder hier =)


    Mit den FlüMys will ich auch noch ein bisschen rumexperimentieren, welche Zusätze gut für das Wachstum sind.

    Ich habe vor, von einer Glucoselösung auszugehen und diese mit Nährstoffen anzureichern, Näheres dazu dann bald - die Tage werde ich mal die ersten LCs (liquid cultures) mit Schopftintling und Pioppino ansetzen. Parallel dazu habe ich noch ein paar Prints (welche verrate ich noch nicht :P), die ich keimen lassen möchte.


    Einen Brutschrank werde ich mir noch zusammenbasteln, da die Kellertemperatur von 16 °C momentan einfach zu niedrig ist. Ich habe schon einen alten Kühlschrank organisiert bekommen, bei dem der Kompressor ausgebaut wurde (Sperrmüll). Das Kühlsystem wird dann mittels Aquarienpumpe und einer Heizung betrieben (sobald ich eine neue Pumpe habe), um die angenehmen ca. 25 °C für das Mycelwachstum aufrecht zu erhalten ;-)

    Deine Styroporbox als Inkubator ist eine gute Idee, allerdings wäre mir das Raumangebot etwas zu gering, da ich auch vorhabe, meine Substrate zum Durchwachsen darin zu lagern und da erschien mir ein alter Kühlschrank optimal ;-)


    Grüße,

    mykoma

    Hey Hassi,


    cool, das noch andere Züchter hier unterwegs sind =)

    Ja, mit Agar inokulieren funktioniert zwar (habe ich ja bei meinen Kulturen auch gemacht), aber ich bin kein Freund von dem ganzen Platikmüll, weshalb ich mich für die Kultivierung in den Einmachgläsern entschlossen habe. Hierbei ist allerdings das Problem, dass ich entweder in das Substrat einen "Tunnel" machen müsste, damit die Körnerbrut auch unten im Glas ankommt... oder ich warte eben, bis das Ganze von oben her durchkolonisiert ist, was aber doch schon eine Weile dauert - und Schütteln ist mit dem Substrat im Einmachglas nicht xD.


    Deshalb die bald folgenden Versuche mit FlüMy, hier kann ich dann (später) mit Glasspritzen und Edelstahlkanülen arbeiten und muss nur gelegentlich die Deckel für die Gläser austauschen, kann tief im Substrat anfangen, das Mycel zu injezieren und so hoffentlich die Durchwachszeiten verkürzen ;-)

    Und da ich dann nicht mit Roggen arbeite, habe ich auch nicht mehr Arbeit, sondern kann Anstelle der Körnerbrut einfach mein FlüMy verwenden ;)


    Grüße,
    mykoma

    So meine Lieben, ein kleines Update, da man mittlerweile auch in den Substratgläsern deutlich Mycel sehen kann =)


    Einmal der Pioppino



    Und der Schopfi



    Beim Schopftintling bin ich mal gespannt, ob ich es schaffe, dass er fruktifiziert, da es hier anscheinend doch zu größeren Problemen kommt (was ich bisher so in Zuchtforen lesen konnte) *trial and error*



    Und dann hatte ich die ersten Fruchtkörper des Austernseitling-Pappelstamms, den ich Anfang des Jahres mit der selbst hergestellten Dübelbrut beimpft hatte, leider waren sie schon zu alt und von Maden genüsslich ausgehölt worden. Ich habe den Stamm mal abgeerntet und warte nun auf eine zweite Welle =)



    Zudem beschäftige ich mich aktuell mit der Herstellung von Flüssigmycel, d.h. man lässt das Mycel in einer Nährlösung (i.d.R. Zuckerwasser) wachsen. Der Vorteil von FlüMy ist die Handhabung, da man einfach immer wieder mit einer sterilen Spritze etwas Mycel mit Flüssigkeit aufsaugen kann und dieses dann zum Beimpfen von Substrat verwendet. Mit FlüMy beimpfte Substrate werden anscheinend deutlich schneller kolonisiert und man benötigt nur geringe Mengen davon.

    Der große Nachteil allerdings ist, dass man in der Flüssigkeit das gewünschte Pilzmycel nicht von evtl. Kontaminationen unterscheiden kann, aber dazu irgendwann dann mal mehr ;-)


    Bis dahin dann erstmal wieder,

    to be continued...

    Hallo liebe Forengemeinde,


    nachdem ich letztes Jahr meine ersten Austernseitlinge kultivieren konnte (siehe Anfänger-Winterpilzzucht), habe ich mich weiter in das Thema Pilzzucht/-anbau eingelesen und trotz fehlender Updates hier im Forum auf weitere Experimente vorbereitet =)

    Dieses Jahr war was die Natur angeht ein ziemliches Extrem, aber trotzdem konnte ich sowohl meine gewünschten Schopftintlinge, als auch ein paar Pioppino-Kollektionen finden ;-)


    Nun habe ich von meinen erstmals gefundenen Schopftintlingen einen „Sporenabdruck“ gewinnen können, als auch Klone von den auf der Schwarzwald-Exkursion gefundenen Schopfis erstellen. Zudem kamen noch regionale Erstfunde des südlichen Ackerlings (Pioppino) auf, von denen ich ebenfalls Klone erstellen und Sporenabdrücke gewinnen konnte.


    Nun möchte ich euch einen neuen Thread eröffnen (bzw. habe ich ja schon xD), in dem ich meine zweite Reihe Zuchtversuche dokumentieren möchte.


    Zu Beginn erst einmal die selbst angefertigten Petrischalen…


    Die Agar-Mischung wurde nach folgendem Rezept zubereitet:


    - 1000 mL Wasser, destilliert

    - 25 g Agar-Agar

    - 30 g Malzextrakt (65 % Kohlenhydrate)

    - 2 g Trockenhefe


    Pro Petrischale wurden ca. 10-12 mL des Mediums benötigt, ich hatte 12 Petrischalen und habe 150 mL angesetzt. Die Mischung wurde in einem 250 mL-Glas mit aufgesetztem Plastikdeckel in der Mikrowelle zum Sieden erhitzt und nachfolgend unter jeweiligem Umschwenken (Lederhandschuhe!) mehrmals für einige Sekunden in der Mikrowelle zum Kochen gebracht, bis der Agar sich vollkommen aufgelöst hatte.

    Das Medium wurde im Anschluss noch heiß in die Petrischalen gegossen (wieder Lederhandschuhe!), der Deckel aufgelegt und abkühlen gelassen. Durch das Abkühlen verfestigt sich das Agar-Medium und man kann die Petris ohne Probleme handhaben. Die Schalen habe ich danach in einen mit Kabelbinder am einen Ende verschlossenen Bratschlauch gepackt (2x6 Stück übereinander), selbigen eng am anderen Ende ebenfalls mit einem weiteren Kabelbinder verschlossen und 15 min im Schnellkochtopf (ca. 119 °C) sterilisiert. Nachdem der Druck wieder abgesunken war, wurde das Päckchen noch heiß vorsichtig (Lederhandschuhe!) entnommen und auf einer horizontalen Fläche auskühlen gelassen. Die erstarrten und sterilisierten Petris wurden nachfolgend einige Tage bei Raumtemperatur gelagert, um das entstandene Kondenswasser innerhalb der Petrischalen wieder in das Agar-Medium einziehen zu lassen.


    Nun zum Sporenabdruck meines Schopftintlings:


    Generell gewinnt man Sporenabdrücke ja, indem man den (vom Stiel entfernten) Hut eines Fruchtkörpers mit der sporenbildenden Schicht nach unten auf ein Blatt Papier o.ä. legt. Für den Schopftintling habe ich, da er sich in Tinte autolysiert, einen jungen Fruchtkörper mit einer Rouladennadel oben durchstochen habe und in dann in einen mit Alufolie ausgekleideten Becher gehängt habe und ihn mit einem losen Stück aufgelgter Alufolie vor Fremdkontaminationen durch Staub geschützt habe. Nach einigen Stunden begann der Fruchtkörper sich zu zersetzen und die Tinte sich auf der Alufolie zu sammeln. Nachdem ungefähr der halbe Schopftintling zerflossen war, habe ich ihn entfernt und die überschüssige Flüssigkeit mit einem Küchenpapier, das an den Rand der Sporensuspension gehalten wurde, aufgesaugt. Den Rest Flüssigkeit habe ich dann verdunsten lassen, indem ich das Folienstück, auf dem sich der zurückgebliebene Sporenmatsch befand wieder mit Alufolie lose abgedeckt einige Zeit habe liegen lassen. Der getrocknete Print wurde dann zusammengefaltet und erst einmal zur Lagerung in einem Druckbeutel verstaut.


    Beim Pioppino war das Ganze natürlich einfacher, hier habe ich den Hut (nah am Lamellenansatz abgeschnittener Stiel) mit den Lamellen nach unten auf Alufolie gelegt und auch diesen lose mit weiterer Folie abgedeckt. Über Nacht wurden ausreichend sichtbare Spuren an Sporenpulver abgeworfen (werde hierzu evtl. noch einen Guide verfassen =) ) und der Print wieder lose abgedeckt trocknen gelassen und gefaltet in einem Druckbeutel gelagert.


    Gleichzeitig habe ich von einem weiteren, dickstämmigen Exemplar den Stiel abgeschnitten und in einer Glovebox jeweils ein kleines Stückchen Fruchtfleisch mit einer Pinzette aus dem Inneren auf eine der vorbereiteten Petrischalen gegeben. Diese wurden dann mit auf ca. 5 cm zurechtgeschnittener Frischhaltefolie (Cutter) 5-6x dicht umwickelt.


    Da ich die Sporen vom Schopftintling hatte, habe ich mit einem mit 70% Ethanol desinfizierten Spatel ein wenig Sporenmasse (in der Glovebox) von der Alufolie abgekratzt und auf weiteren Petrischalen verteilt (immer wieder vor jeder Sporenentnahme desinfiziert!). Auch diese 7 Petris wurden mit Frischhaltefolie versiegelt, Nummer 8 ist mir aus der Hand gerutscht und zersprungen.


    Zudem hatte ich noch eine Petrischale mit Austernseitling (vom Januar), von welchem ich ebenfalls jeweils ein bisschen Mycel auf zwei weitere Petrischalen verteilt hatte, mit dem Rest des Agars wurde ein kleiner Beutel sterilisierter Strohpellets beimft, aus welchem ich dann auch einen Print zur Konservierung anlegen möchte, wie auch ein paar neue Dübel für einen Kirschholzstamm, den ich kürzlich bekommen habe, als auch ein Ansatz mit Buchenchips zu weiteren Vermehrung.


    Da es sich leider etwas schwierig gestaltet, in der Glovebox zu arbeiten und gleichzeitig Bilder zu machen, habe ich das an dieser Stelle erst einmal nicht getan, werde aber wohl noch einen detaillierten und dann auch bebilderten Guide für meine Arbeitsweise in der Glovebox erstellen =)


    Die ganzen Behältnisse durften dann einige Zeit im Keller bei ca. 20 °C vor sich hinkolonisieren und -keimen.



    Klone des Pioppino



    Überimpftes Mycel des Austernseitlings auf Agar



    Überimpftes Mycel des Austernseitlings auf Substraten



    Schopftintlingssporen frisch gekeimt


    Da meine Petrischalen nun belegt waren, habe ich versucht, das Agar mal in Einmachgläsern anzusetzen, gleiches Rezept wie oben, vier davon wurden dann je mit einem Fruchtfleischstückchen aus dem Stiel der Schopftintlinge aus dem Schwarzwald beimpft:


    Klone des Schopftintlings


    Da sich das sterile Gießen von Petrischalen in einer Glovebox für mich als unpraktikabel herausgestellt hat (der hermetisch verschlossene Innenraum muss vollständig in einen Flüssigkeitsnebel gehüllt werden und dieser braucht Zeit, um sich zu setzen und in der Zwischenzeit ist der Agar schon wieder fast ausgehärtet), bin ich auf Gießen und anschließend sterilisieren umgestiegen. Hier allerdings müssen die Petrischalen ausreichend lange nach der Sterilisation zwischengelagert werden, damit das Kondenswasser wieder resorbiert werden kann.


    Der Vorteil der Gläser, habe ich festgestellt, ist die geringere Neigung zur Kondenswasserbildung und die Gläschen können auch nicht überkochen, wie es mir bei den Petrischalen nun schon zwei Mal passiert ist. Nachteil ist allerdings, das die Agarfläche deutlich kleiner ist und Kontaminationen durch die Glasdicke und -form schwieriger zu erkennen sind. Zudem ist das Entnehmen von Mycel aufwändiger, aber dennoch werde ich wohl in Zukunft erst einmal bei Gläschen bleiben, werde mir allerdings andere zulegen, die nicht so hoch und etwas größer im Durchmesser sind.


    Nun zurück zu den Mycelien…


    Da der eine Pioppino-Klon seine Petrischale schon fast vollständig besiedelt hatte, wurde es Zeit sie zu Vermehren.

    Jeweils ein Pellet, das ich mit Hilfe meiner selbstentworfenen Stanze aus dem Agar herausgestochen habe, wurde auf neue Agargläschen gegeben, eines auf sterilisierte Buchenchips und vier weitere auf sterilisierte Substrate (bestehend aus Buchenchips, Buchenbriketts und Weizenkleie):



    Die Glove-Box



    Die Stanze =)





    Auch die Schopftintlingssporen hatten schon ordentlich Mycel gebildet. Eine der Kulturen hat bis heute gar nicht gekeimt (angesetzt wurde am 16.10.), eine weitere war mit schwarzem Schimmel kontaminiert (siehe oben), bei dieser hat das Mycel sein Wachstum mittlerweile vollkommen eingestellt. In einer Petrischale hatten sich Bakterien breit gemacht, was den Schopftintling allerdings nicht sehr interessierte, das Mycel ist einfach über die Bakterienkolonien hinweggewachsen, ich konnte an den entsprechenden Stellen allerdings ein verdichtetes Mycel beobachten.

    Die Kultur mit dem zügigsten Wachstum wurde dann überimpft; auf drei sterilisierte Substrate (bestehend aus losem Stroh, Strohpellets und Kompost), einmal Buchenchips (schauen ob‘s was wird) und wieder Agargläschen.



    Schopftintling überimpft auf Substrat-Agar


    Für dieses Agar habe ich mal den „Substratzusatz“ ausprobiert, da dieser die „Eingewöhnungszeit“, die der Pilz zum Anpassen an die neuen Nährstoffverhältnisse des Substrats gegenüber des Agars benötigt, reduzieren soll. Zudem soll so eine Spezialisierung des Pilzes auf den Malzaufschluss verhindert werden, da die Möglichkeit besteht, dass bei häufigerem Überimpfen auf weitere Petris der Pilz die Fähigkeit verliert andere Nährstoffe aufzuschließen.

    Hierzu wurde dem Agar jeweils eine kleine Menge des zukünftigen Substrats (3-5 g pro Liter Agar) zugegeben.


    Auf Bilder von den Substratgläsern müsst ihr leider noch ein wenig warten, da die Ränder mit Substrat behaftet sind und das Myzelwachstum im Moment noch nicht zu fotografieren ist, mit dem Auge kann ich aber Wachstum erkennen =)


    … to be continued

    Hi Malterarsen,


    ich könnte dir Mycel von meinem letztes Jahr geklonten Austernseitling (Wildfund vom November/Dezember 2017 glaube ich) anbieten, allerdings muss ich das erst nochmal auf frisches Agar aufziehen, wollte in der nächsten Zeit eh wieder ein paar Dübel beimpfen. Ich hoffe, dass ich dieses Jahr schon welche von meinem selbst angeimpften Stamm ernten kann, dann könnte ich dir auch frische FK zukommen lassen und du kannst sie dir selbst klonen =)


    Diesen Winter möchte ich noch ein paar neue Arten versuchen zu züchten und habe hierfür schonmal Sporenprints gesammelt, u.a.: Judasohr, Rauchblättriger Schwefelkopf, Samtfußrübling und Schopftintling ;-)

    Aber dazu muss ich erst mal sauberes Mycel aus den Sporen gewinnen, und das dauert, wie du bestimmt weißt :D


    Zu meinen weiteren Zuchtversuchen werde ich dann auch wieder eine neue Zuchtdokumentation eröffnen - viel Erfahrung habe ich allerdings noch nicht ;) (siehe hier)


    Liebe Grüße,
    mykoma

    Servus michl =)


    Noch ein Weiterer aus der Ecke meldet sich zu Wort ;-)

    Ich selbst wohne in LU und war schon das ein oder andere Mal mit Beorn und Fredo unterwegs, gerne kann man da denke ich auch mal eine gemeinsame Tour arranigeren! Neulinge sind von mir aus immer gerne willkommen, gerade da ich selbst noch nicht lange dabei bin xD


    Dieses Jahr ist leider - gerade im Vergleich zu letztem Jahr wie Beorn schon schrieb - eine sehr pilzarme Saison, aber in der Regel findet man immer etwas, auch wenn es nicht unbedingt für die Pfanne geeignet ist... gerade der Pfälzer Wald bietet das ein oder andere "ertragreichere" Gebiet - auch zu dieser Dürreperiode ;-)


    Bis dahin erstmal liebe Grüße,

    mykoma

    Tag Leute,


    die Ausbeute kann sich sehen lassen, schöne Funde =)


    Zum Anistrichterling: ich habe ihn mal folgendermaßen zubereitet - die Hüte kleinerer Exemplare nach dem Grobputzen unter fließend Wasser abgebraust, dann in Zucker gewälzt und bei schwacher Hitze in Butter karamellisiert. Nachdem der Karamell hart geworden ist ein herrliches Geschmackserlebnis, das mich mit dem leichten Knuspern an Anisplätzchen erinnert hat :D

    Als Dekor zum Nachtisch kann ich ihn mir sehr gut vorstellen!


    Grüße,
    mykoma

    Guten Abend =)


    Das sind leider definitiv keine Schwefelporlinge - Porlingsverwandtschaft allgemein würde ich schon vermuten,

    allerdings ist der sulphureus schon im jungen Stadium intensiv und durchgängig gelb gefärbt ;)
    Vielleicht kann jemand anderes bei der genauen Artenbestimmung zu Hilfe eilen.


    Grüße,
    mykoma

    Vielen Dank für die Bestätigung und das Lob ;-)


    @ Alexander:

    Wo in MA wohnst du denn? Ich selbst bin auf der anderen Rhein-Seite und wir könnten ja auch mal gemeinsam in den Pfälzer Wald fahren?

    Das mit dem separaten Thread ist eine gute Idee, zumal ich vorhabe dieses Jahr häufiger hinzufahren (brauche nur 20 min bis nach DÜW), würde dich gelegentlich mal mitnehmen... Bei Lampertheim/MA(Gartenstadt) ist ja auch ein größeres Waldgebiet, bist du dort vielleicht öfter unterwegs?

    Sehr schön =)

    Auf die ersten Pfifferlinge freu ich mich auch schon, mal schauen, wann ich welche finde...

    heute war ich im Pfälzer Wald bei Bad Dürkheim unterwegs und der Regen letze Woche war anscheinend schon mal ein guter Start - gefunden habe ich ein paar alte graue Wulstlinge, einen Narzissgelben Wulstling und einen knackigen Perlpilz. Auch noch einige zu alte Maipilze sind mir begegnet und dann noch dieses schöne Exemplar meines Erstfundes einer gemeinen Hundsrute?

    Das sieht nach mehr als einer zukünftigen Mahlzeit aus - lecker :)


    Ich hätte nicht gedacht, dass ich so gute Ergebnisse bekomme, hätte eher gedacht, dass die ersten Versuche komplett für die Mülltonne sind...

    Da ich nun richtig Feuer gefangen habe, werde ich - sobald sie kommen - auch mal Schopftintlinge versuchen, die ess ich nämlich auch super gern, kenne aber noch nicht viele Stellen, von denen ich sie auch essen möchte (jaja, die Hundebesitzer...). Gibt dann einen neuen Zucht-Thread ;-)

    Hallihallo =)


    Und wieder ein neues Update ;-)


    HexeDee : Inwiefern kommst du nicht voran?

    Die Fertigzucht sieht gut aus - was für eine ist das denn?

    Und die Pilze am Stamm sehen sehr saftig aus :D



    Nun zum Update:

    Der Ansatz auf dem reinen Kaffeesatz wurde mittlerweile entsorgt - er sah immer noch unverändert aus und es roch sehr nach "Gammel" :-(

    Die ersten kleinen aus dem vorherigen Post waren ja auf Weichholzstreu und wuchsen nicht mehr weiter, auch den Ansatz habe ich mittlerweile verworfen.

    Dafür zeigt sich in meinen Substratbeuteln mittlerweile einiges :)

    Da die Austern angefangen haben, sich überall unter dem Plastik zu formen, habe ich die Substratblöcke nun ausgepackt.

    Die ersten Primordien auf dem Kaffee-Stroh:


    Schon etwas größere Fruchtkörper auf dem Stroh:


    Und dann noch der Ansatz mit Buche:

    Hier wuchsen die kleinen auf der Bodenseite aus einem kleinen Loch (deswegen wohl die unnatürliche Form - habe sie lange nicht entdeckt und sie waren wohl etwas höheren CO2-Konzentrationen ausgesetzt). Und dann am Folgetag sah ich unter der Folie einige Fruchtkörper, hier einen Tag nach dem Auspacken:


    Die Agar-Ansätze wurden heute überimpft - ich hoffe, dass sie nun sauber genug sein werden, da ich mittlerweile auch den zweiten Beutel mit den Judasohren entsorgen musste.

    Einer der Schwefelkopf-Ansätze zeigt mittlerweile deutliches Wachstum auf der Vermiculit-Schicht, wenn ich die Fruchtungsbox, in der die kontaminierten Beutel standen, gereinigt habe, werde ich auch diese mal zur Fruchtung aufstellen und erneut Bilder posten.


    Der Austernseitlings-Stamm ist mittlerweile ausgewildert, hatte mein Handy aber nicht dabei - auch hier folgt noch ein Bild vom Standort ;-).


    Bis dahin fröhliches Weiterlesen :)

    Ich war die Ostertage auch mal wettergenießerisch im Auwald unterwegs, die ersten Schlüsselblumen kommen und der Bärlauch schmeckt herrlich intensiv, aber außer ein paar (ich nehme mal an Anemonen-)Becherlinge konnte ich noch nichts Pilziges entdecken, mal schauen, wie's nächstes Wochenende aussieht =)

    Und wieder ein kleines Update ;-)

    Meine ersten Fruchtkörper:

    Hier die kleinen Austernseitlinge auf reinem Stroh


    Und hier auf dem Weichholzsubstrat im Glas.

    Ich hatte die durchwachsenen Substrate allesamt nun eine Woche draußen, konnte aber kein FK-Wachstum erkennen und habe die Box dann wieder reingeholt: und siehe da =)

    Im Glas habe ich allerdings das Problem, dass die Stiele ziemlich dick werden und die Hüte sehr verkümmert aussehen, was auf eine erhöhte CO2-Konzentration hinweist. Dadurch, dass noch viel Platz bis zum Glasrand ist, sammelt sich das CO2 wohl unten - für die Zukunft also kein gutes Fruchtungsgefäß!


    Der Kaffeesatz zeigt bisher noch keine FK, dafür aber am Rand ein bisschen Grünschimmel, der langsam immer weiter vom Austernseitling aufgemampft wird - für seinen Kampf wurde er mal in eine separate Box gebracht, dass die anderen Kulturen nicht auch kontaminiert werden.


    Wie versprochen habe ich auch meinen Pappelstamm beimpft:

    Der Stamm wurde einige Tage gewässert (konnte ihn nicht ganz untertauchen, da die Wäschebox, die ich hierfür benutzt habe zu klein war - deshalb ragte der Stamm nur schräg ins Wasser und wurde einmal am Tag gedreht und am Folgetag gewendet, damit er sich möglichst gleichmäßig vollsaugen konnte.) Da ich 50 Dübel hatte und der Stamm ca. 60 cm lang war, habe ich mir mit 5 m Schnur den Stamm spiralförmig abgesteckt und dann mittig alle ca. 10 cm ein Loch gebohrt:


    War nicht ganz so einfach, da Pappel recht weiches Holz hat und mit der ganzen Feuchtigkeit hat sich der Bohrkopf öfter festgefressen.

    Schlussendlich aber wurden die besiedelten Dübel dann versenkt und mit Teelichtwachs die Oberfläche versiegelt.
    So lagert der Stamm im Moment noch im Keller bei ca. 16 °C, in 4-6 Wochen dann werde ich ihn in der freien Natur "auspflanzen" =)


    Nun zu den Judasohren...

    Der eine Substratbeutel war doch kontaminiert, auch die zweite Dübelbrut hat's leider nicht geschafft. Im zweiten Substratbeutel scheint das Judasohr die Oberhand behalten zu haben, hier haben sich mittlerweile sehr harte Verdickungen gebildet - ich vermute mal, dass das Sklerotien sind?


    Diese kleinen Knubbel sind wirklich sehr hart... ich habe mal 3 kleine Schlitze angebracht und den Beutel in der Fruchtungsbox aufgestellt.

    Da meine Körnerbrut aus dem Wildklon offensichtlich kontaminiert ist, verschleppe ich diese nur immer wieder und habe deshalb eines der Körner auf Agar gegeben, um sauberes Mycel zu gewinnen:


    Wie es scheint, war genau dieses Roggenkorn nicht kontaminiert - das Mycel wächst wunderbar. Dennoch werde ich noch einmal auf Agar überimpfen, um sicherzugehen. Ich habe ebenfalls ein paar Petrischalen mit Sporen angesetzt, hier habe ich allerdings bisher noch kein Wachstum verzeichnen können.

    Anders sieht es bei den Schwefelköpfen aus - da auch hier der (einzige) Substratbeutel entsorgt werden musste, habe ich auch hier Petrischalen mit einem Brutkorn und Sporen angesetzt. Die Brut wurde nach anfänglichem Wachstum auch gleich vom Schimmel übermannt und entsorgt. Die Sporenpetris allerdings sehen unerwartet gut aus:

    Sobald das Mycel ausreichend gewachsen ist, wird auch dieses nochmals auf Agar überimpft.

    Die beiden Weichholz-Substrate mit den Schwefelköpfen, welche eine Vermiculite-Deckschicht erhalten haben, wachsen nur spärlich, stehen aber wie alles andere auch seit einiger Zeit im kühleren Keller, da der Raumanspruch in der Wohnung einfach zu groß wurde :D.

    So - nach längerer Zeit (zwischenzeitlich wurde mein Handy geklaut und ich habe deshalb ein paar Bilder verloren) ein neues Update =)


    Ich habe nun angefangen, mal Substratbeutel anzusetzen - einfach um mal zu sehen, wie gut welches Mycel auf welchem wächst und ob meine Rezepte funktionieren...
    Hier erst der Austernseitling auf je ca. 600 g Substratmischung, welche mit Stickstoff (N) angereichert wurden, versetzt mit 5% Roggenbrut:

    Links ein Kaffee-Stroh-N-Substrat, in der Mitte Stroh-Buche-N und rechts reine Strohpellets-N - wie man sieht, wächst der Pleurotus ostreatus auf dem puren Stroh am langsamsten.


    Die anderen 3 Substratbeutel:

    Links einmal Hypholoma capnoides auf reinem Stroh-N, in der Mitte Judasohr auf Stroh-N und rechts Auricularia auricula-judae auf Stroh-Buche-N. Die Mycelien sind nicht so dicht im Wachstum wie der Austernseitling und beim Judasohr hatte ich erst die Vermutung, dass ich Kontaminationen mit eingeschleppt hatte, da ich die Substrate zwar sterilisiert hatte, aber danach in die Beutel umgefüllt und beimpft - alles außerhalb der Glovebox!
    Hier bin ich mir aber nicht ganz sicher, da das Wachstum an sich doch recht gut aussieht:

    Hier der Substratbeutel mit Buche - die Braunfärbung könnte also normal sein, werde das Ganze weiter beobachten.
    Meinen PO-durchwachsenen Kaffeesatz (rein) habe ich mittlerweile auch mal vom Glas in eine Plastikbox umgefüllt, dem Mycel noch ein paar Tage zum Erholen gegeben und nun seit 1 Woche in einer Fruchtungsbox stehen.

    Wie mir scheint bilden sich erste Verdickungen - ich warte schon gespannt auf die Primordien.
    Zur Box: unten ist Perlite mit Wasser für die Feuchtigkeit, anfangs habe ich die Box tagsüber rausgestellt für den Temperatursturz, nachts war es mir noch zu kalt und ich hab die Box drinnen vor die Balkontür gestellt - die Temperaturen in der Box schwankten also zwischen -2 bis +15 °C - seit es nachts nicht mehr friert, steht sie dauerhaft draußen. 2-3x täglich wird belüftet. In der Ecke habe ich vorgestern noch das mittlerweile durchwachsene Glas mit Fichte-N aufgestellt, in der anderen Ecke steht reines Stroh - und ich warte :D


    Der Schwefelkopf hatte sein erstes Substrat in der Zwischenzeit auch schon durchwachsen und wurde in eine Box umgefüllt, als die Oberfläche vom Mycel besiedelt war, habe ich mich dann erst mal für eine Deckschicht aus Vermiculite entschieden. Wenn diese dann auch hoffentlich bald durchwachsen wurde, werde ich auch hier den ersten Fruchtungsversuch einleiten:


    Vorgestern habe ich auch noch Flüssigkulturen angesetzt mit Malzextrakt, Hefe und Gelatine - wollte mal testen, wie die Mycelien darauf reagieren und siehe da, sowohl dem Austernseitling, als auch dem Schwefelköpfchen behagen die Nährmedien offensichtlich sehr gut... geht das Wachstum so weiter (aktuell also keine 48 h her!), werde ich das Rezept mal ausführlicher posten:

    Pleurotus

    Hypholoma


    Meine Buchendübel sind mittlerweile offensichtlich auch gut mit PO besiedelt, nächste Woche folgt dann die Baumstamm-Impfung =)
    Die ersten Auricularia-Dübel sind mir leider weggeschimmelt - ein neuer Versuch ist angesetzt, ebenso wie Hypholoma auf Kiefern-Dübel. Updates folgen ;)


    Bis dahin liebe Grüße,
    mykoma