Das kann ich hervorragend gebrauchen, denn ich stehe mit Galerina noch ganz am Anfang.
Warum diese ich mir diese arbeitsintensive und komplizierte Gattung ausgesucht habe weiß ich nicht, nur übt sie auf mich einfach eine ganz besondere Faszination aus (danke Karl 
).
Nuja, so kompliziert ist Galerina auch wieder nicht, wenn ich da an Telamonia, Agaricus, Melanoleuca und Inocybe als Beispiele denke ...
Der große Vorteil von Galerina ist - es gibt brauchbare Monographien, Schlüssel usw. Ein weiterer Vorteil ist, dass es viele Mikromerkmale gibt (Pleuros, Cheilos, Caulos, Sporenformen usw.), die für Unterschiede sorgen. Da sieht es in manchen anderen Gattungen doch wesentlich düsterer aus. Der Nachteil von Galerina ist halt, dass man ca. 80% der Arten auch wirklich mikroskopieren muss - makroskopisch geht halt nicht so viel wie bei größeren Arten.
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Was die Literatur angeht so arbeite ich mit Walleyn/De Haan, Galerina in Flandern.
Na, das ist ja schon mal das beste aktuelle Werk. Nicht vollständig, aber sehr gut. Besorg Dir noch den Smith/Singer dazu, vielleicht findest Du ja den kostenlosen Download noch im Netz. Auf Anhieb habe ich jetzt bloß dubiose Seiten mit Registrierung gefunden, das gab es aber auch mal ohne. Ich hatte mir das Buch allerdings irgendwann doch im Original besorgt, weil mir der Kopienwust auf die Nerven ging. Das gibt es immer wieder mal für um die € 40-50, meist aus USA (aufpassen, wegen Versandkosten).
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Meine Schwierigkeiten liegen in der richtigen Interpretation der Merkmale, der korrekten Präparation der filigranen Arten und meinem noch arg holprigen Mykoenglisch. Ich besitze zwar eine deutsche Übersetzung des Schlüssels, tue mich aber mit dem Abgleich mit den englischen Artbeschreibungen schwer.
Gut, da macht Übung dann den Meister. Mykodeutsch ist ja für den Anfänger auch unverständlich 
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Hast du vielleicht noch ein paar Tipps für mich wie ich die Sporenornamentation und kalyptrat oder nicht besser darstellen und erkennen kann? Lässt sich das irgendwie anfärben?
Nö, eigentlich musst Du das nicht anfärben. Das solltest Du mit einem guten Mikroskop auch so sehen. OK, wegen der (unterschiedlichen) Dextrinoidität usw. bietet sich Melzer hin und wieder an, aber sehen solltest Du kalyptrate Sporen und die Ornamente auch so. Kommt jetzt natürlich auf Dein Mikroskop an - ich habe zugegebenermassen auch noch Phako, damit ist es noch mal leichter. Aber auch mit meinem billigen Reisemikroskop (ein altes Will) sehe ich da eigentlich alles unter 1000x.
Ach ja, und wenn möglich immer einen Sporenabwurf machen. Dann hast Du nicht womöglich lauter unreife Sporen, so wie in der Lamellensuppe. Das kann einerseits Dein Ergebnis verfälschen (weil zu kleine Größen von unreifen Sp. gemessen werden) und andererseits kann es sein, dass unreife Sporen noch nicht die ausgeprägten Merkmale haben (Ornamentation, kalyptrat ja/nein).
Von wegen kalyptrat - ich weiß, dass manche gleich von Haus aus gerne KOH 3% dafür nutzen. Ich persönlich bin nicht so ein Fan davon unnötig Chemie zu nehmen, ohne den Normalzustand in H2O vorher gesehen zu haben. Denn es kann sich durchaus einiges ändern, wenn man Chemie zufügt. Insofern sollte man immer erst alles in Wasser ansehen, erst dann KOH und Melzer etc. zugeben.
Die Plage ist bei einigen Arten auch ein Abgrenzungsmerkmal.
Last but not least kannst Du auch noch mit Kongo, Phloxin B und Baumwollblau experimentieren. Das aber weniger bei den Sporen, sondern bei den Zystiden und der HDS. Aber immer erst in Wasser ansehen, Kristalle z.B. können sich ungünstigenfalls in Chemie lösen. Am besten machst Du mal bei einem Dir bekannten Pilz, von dem Du reichlich Material hast, eine ganze Versuchsreihe. Dann siehst Du, was Dir am meisten bringt. Das ist zwar dann auch nur ein Anhaltspunkt, denn nicht bei jeder Art ist das gleich sinnvoll, aber der erste Schritt.
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Wie ist das mit der HDS? Ist ein Querschnitt mit zwei Rasierklingen besser oder reicht es ein Stückchen der HDS abzuziehen?
Abziehen würde ich gar nicht, zumal das auch wohl bei den kleinen Galerinas oft gar nicht geht. Ich schneide normalerweise bei schwierigeren Fällen unter dem Bino (auch um sicher zu gehen, dass ich keine Lamellenstücke mit reinbringe und dann womöglich deren Zystiden fehlerhaft irgendwie als Pileozystiden interpretiere. Passiert zwar normalerweise nicht, bei manchen Arten könnte es aber - und sauberes Arbeiten ist halt immer besser.
Es gibt mehrere mögliche Schnittarten - den normalen Radialschnitt, der normalerweise unter dem Bino gut klappt. Man kann auch einen Skalpschnitt machen und diesen dann z.B. mit der 2-Rasierklingen-Technik oder eben wieder unterm Bino schneiden. Auch ein Kammschnitt ist manchmal sinnvoll, also wenn man von der Seite aus einen winzigen Keil samt Lamellen rausschneidet. Dann sieht man wunderbar, was Lamellen und was HDS ist. Quetschen sollte man da dann aber natürlich erst mal nicht zu sehr, am besten gar nicht. Und dünn sollte das Präparat halt sein, alles Übungssache.
Jeder hat da so seine eigenen Tricks und Kniffe, Du musst da selber schauen, wie Du am besten klarkommst. Ich nutze für verschiedene Pilze (Pilzgrößen, -tramastrukturen) da auch gerne unterschiedliche Techniken. Die Doppelrasierklingentechnik nutze ich lieber bei größeren Pilzen, bei winzigen, häutigen Galerinas schneide ich lieber unter dem Bino bei 20x-40x. Dazu brauchst Du dann aber auch eine wirklich gute Pinzette.
Mein Problem ist, dass ich mir immer wieder sauteuere Dumont-Pinzetten kaufen muss, weil mir die immer wieder mal runterfallen und dann sind die hin. Die sind allerdings so klasse - die feinsten von denen - dass ich bislang noch nichts besseres gefunden habe. Tips nehme ich gerne an, wenn jemand noch irgendwelche superfeinen Pinzetten kennt, die weniger als ca. 30€/St. kosten.
